Name: Beoordeling van de ademhalingsfunctie in bewuste muizen door Double-kamer Plethysmography (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-10T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Leer ademhalingsfunctie evalueren bij bewuste muizen met double-chamber plethysmography. Deze methode biedt betrouwbare data voor baseline en uitdagingstoestanden in respiratoir onderzoek en geneesmiddelontwikkeling.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

SML wordt ondersteund door een studententijd van de Canadese instituten van gezondheidsonderzoek, MG wordt ondersteund door een honorarium van de respiratoire netwerk van de gezondheid van de FRQS (Fonds de recherche du Québec – Santé) en YB is een onderzoeker van FRQS.
DE BIJDRAGE VAN DE INDIENERS Alle auteurs hebben bijgedragen aan het ontstaan van het manuscript en/of de video. SML en LD de gegevens heeft verzameld. SML, LD, YB, DM, DB en AR bijgedragen aan data-analyse, de generatie van figuren en manuscript schrijven. YB, AR, KL en MG waren betrokken bij de voorbereiding van de video script. Het spel werd uitgevoerd door YB, KL en MG.

De volgende procedures werden goedgekeurd door het hart van Quebec en de Lung Institute Animal Care Committee overeenkomstig de richtsnoeren van de Canadese Raad op Animal Care (CCAC).
1. voorbereiding
<ol><li>Studie
	<ol>
<li>(Kritische) Voorafgaand aan het uitvoeren van een experiment, door de passende goedkeuringen (bijvoorbeeld IACUC) en opleidingen (bijvoorbeeld dierlijke behandeling) te verkrijgen.</li>
		<li>Uzelf vertrouwd met de apparatuur en de besturingssysteemsoftware. Lees de gebruikershandleidingen en maak indien nodig een configuratiebestand te bepalen van het aantal sites, het invoeren van signalen, analyzers en parameters. Opmerking: Zorg ervoor dat u een hoge sampling rate (2 KHz).</li>
		<li>Configureer de instellingen van de analysatoren voor de parameters van belang.<ol>
<li>Tuning selecteren op de werkbalk en vervolgens Analyzers.</li>
			<li>Aanpassen van de drempel van de stroom op een waarde die correct de adem scheidt (muis: 0,5 mL/s) en kiezen voor Ti + Te berekenen van het ademhalingstarief.</li>
			<li>Een waarde instellen voor de barometerdruk (760 mm Hg) en geeft u de maximale afwijking van inspiratory/expiratoire volume voor een adem geldig (muis: 20%).</li>
			<li>Klik op de instelling van het veld berekend parameters aan te passen van de grenzen van aanvaarding. Opmerking: De volgende instellingen werden gebruikt voor de beschreven muis experimenten: inspiratie tijd, 50 tot en met 170 ms; Verlooptijd, 40 tot en met 180 ms; frequentie van de ademhaling, 30 tot 450 bpm; specifieke airway weerstand, 0 tot en met 15 cmH2O·s; de stroom van de midexpiratory met een nauwkeurigheid van ten minste 3 decimalen.</li>
			<li>Zodra voltooid, selecteer toepassen en sluiten om het dialoogvenster venster te sluiten.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Het hulpprogramma barmenu, ga naar Tuning opnieuw en klik vervolgens op opslag een gewenste gegevenssnelheid opslag wilt instellen. Klik op toepassen en op sluiten om het venster te sluiten. Opmerking: Gemiddeld op elke 10 s wordt meestal gebruikt.</li>
		<li>Maak een protocol binnen de besturingssysteemsoftware te definiëren van een reeks opdrachten en de gewenste timing voor elkaar. Een voorbeeld is weergegeven in Figuur 1.</li>
		<li>Als het experiment de toediening van een stof door aërosol omvat, bereiden de passende oplossingen en verdunningen volgens de concentraties worden getest.</li>
	</ol></li>
	<li>Dier
	<ol>
<li>Werken in een rustige omgeving, ver van de kamer van de behuizing. Toestaan dat de dieren aan te passen aan de verandering van omgeving.</li>
		<li>Weeg de dieren en selecteer de juiste terughoudendheid grootte.</li>
		<li>(Kritische) De dieren de afdekking en procedures voor de aanvang van het experiment te acclimatiseren. Afhankelijk van de proefopzet, meerdere sessies van de acclimatisering duur te verhogen (bijvoorbeeld 5-30 min) kan nodig zijn. Opmerking: Dieren die niet acclimatiseren moeten worden verwijderd uit de studie.<ol>
<li>Bij elke sessie acclimatisering invoegen het dier binnen de afdekking, uitgaande van de terug openen; Houd het apparaat verticaal kan handig zijn.</li>
			<li>Zodra het dier in positie is, plaats de zuiger terug en zachtjes vergrendelen het zonder toepassing van een buitensporig geweld.</li>
			<li>(Kritische) Visueel controleren dat het dier normaal ademt. Indien nodig, haar positie aanpassen door de "locking" mechanisme. Zorg ervoor dat het dier de neusgaten zijn uitsteekt buiten de neus-kegel met haar snuit rusten tegen de binnenmuren van de afdekking.</li>
			<li>Loskoppelen van het achterpaneel van de thoracale kamer, plaats de afdekking met het dier door het rubber in de thoracale kamer openen en sluiten de kamer.</li>
			<li>Bevestig de hoofd kamer en bieden een bias flow. Gebruik een stroom van 0,5 L/min voor een muis.</li>
			<li>Laat het dier om te ontspannen voor 5 min.</li>
			<li>Zodra het dier kalm is, de opname van de nasale en thoracale stroom signalen te starten. Controleer of op het computerscherm dat de sporen glad zijn en dat ze weer een patroon van regelmatige ademhaling; Zie voorbeeld in Figuur 2. Opmerking: Als het protocol de aërosol toediening van een stof omvat, kan een zout uitdaging worden opgenomen in de acclimatisatie-procedure.</li>
			<li>Aan het einde van elke sessie, het dier uit de thoracale zaal en de afdekking te verwijderen en terug te sturen naar haar huisvesting cage en kamer.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Apparatuur
	<ol>
<li>Op de dag van het experiment, een experimenteel sessie starten en laden van de juiste configuratiebestand. Opmerking: Controleer of het bevat het gewenste protocol voor het experiment.</li>
		<li>Ga naar uitvoeren in het menu tool bar. Voer het experiment en dier informatie. Zodra gedaan, klik op de knop uitvoeren aan de onderkant van het venster.</li>
		<li>Ga verder met de kalibratie van het systeem. Kalibreren van elke site en input signaal afzonderlijk.<ol>
<li>De bias stroom generator inschakelen, sluit hem aan op de hoofd kamer via een stukje buis en aanpassen van het debiet.</li>
			<li>Sluit de bovenste opening van de hoofd kamer met een cap.</li>
			<li>Loskoppelen van het achterpaneel van thoracale kamer, steek stevig in de kalibratie tool binnen de opening tussen het hoofd en het lichaam kamer maken een hermetische afdichting rubber. Sluit de database en opnieuw hechten het achterpaneel van de thoracale kamer.</li>
			<li>Controleer of dat de poort van de kant van de thoracale kamer wordt afgetopt.</li>
			<li>De software tool barmenu, ga naar Tuning en klik vervolgens op kalibreren.</li>
			<li>Ga naar ingang 1 (thoracale) en selecteer kalibreren te starten van het dialoogvenster kalibratie voor de thoracale stroom signaal.</li>
			<li>(Kritische) Verifiëren dat de weergegeven parameters in het dialoogvenster kalibratievenster de juiste instellingen, dat wil zeggen, fysieke spanning toegepast lage waarde weergeven: 0; Fysieke stress toegepast hoge waarde:-20 mL/s; Monsters: integreren. Zodra gedaan, klik op de laag in het venster voorbeelden .</li>
			<li>Controleer of het signaal gegenereerd is constant in het venster Eigenschappen voor beeldscherm en vervolgens op sluiten.</li>
			<li>Sluit een 20 mL-spuit via de poort van de kant van de thoracale kamer met behulp van een plastic connector en een stukje slang.</li>
			<li>(Kritische) Selecteer hoog in het venster voorbeelden en onmiddellijk 20 mL lucht te injecteren in de zaal gedurende 2 s op een zo constant mogelijke debiet.</li>
			<li>Controleer of het signaal gegenereerd volledig weergegeven in het venster Eigenschappen voor beeldscherm. Gebruik het pijlpictogram om te controleren of het signaal gecentreerd en symmetrisch rond de nullijn is. Klik vervolgens op sluiten. Verwijderen van een offset van nul door te klikken op verwijderen AC verschuiving in het venster voorbeelden Opmerking: De kalibratie van hoge waarde kan worden overgedaan, indien nodig.</li>
			<li>Controleer of het resulterende Schaal invoerbereik is binnen het aanbevolen bereik (muis: ±280 tot ±420 mL/s). (Kritische) Herhaal de stappen van de kalibratie als de waarden buiten het toegestane bereik.</li>
			<li>Kalibreer de hoofd kamer op een vergelijkbare manier als de thoracale kamer (stap 1.3.3.6). Deze keer, kies Input 2 (nasaal). Opmerking: (Belangrijk) De waarde voor fysieke spanning toegepast hoge waarde moet worden ingesteld op + 20 mL/s. Dit zal veranderen de polariteit van de stroom in de voorste kamer met betrekking tot de achterste kamer. Vandaar, wanneer het dier ademt, de signalen van de twee stromen bijna zullen in fase, afgezien van de vertraging gebruikt om te berekenen sRaw.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. Long functie metingen
<ol><li>Weeg de dieren en hun lichaam gewichten opmerking.</li>
	<li>Invoegen van het dier binnen de afdekking en plaats deze binnen de thoracale plethysmograph kamer (stappen 1.2.3.1 naar 1.2.3.5).</li>
	<li>Laat het dier om te ontspannen voor minstens 5 min.</li>
	<li>Het protocol van opdrachten starten door het selecteren van de eerste stap en klik vervolgens op uitvoeren.</li>
	<li>Controleer op het scherm dat van het dier ademhaling zijn regelmatige en vlotte (Figuur 2 signalen). De software toont automatisch de berekende parameters op basis van de adem-door-adem. Controleer of het dier parameters stabiel.</li>
	<li>Record het patroon van de ademhaling onder uitgangssituatie voor maximaal 10 minuten.</li>
	<li>Voor protocollen waarbij de toediening van een teststof door aërosol, gaat u als volgt:<ol>
<li>Pas de vernevelaar op tijd en plicht-cyclus, zoals vereist. Opmerking: In de voorbeelden in dit artikel wordt aangetoond, de vernevelaar werd gevoed met een taakcyclus van 5% voor 10 s.</li>
		<li>Uitvoeren van een voertuig uitdaging (bijvoorbeeld zoutoplossing) en noteer het antwoord.</li>
		<li>Indien nodig, bloot het dier aan de toenemende concentraties van de teststof door het veranderen van de concentratie in de vernevelaar in stappen (bijvoorbeeld verdubbeling van concentraties) escalatie. Record de reactie na elke toediening.</li>
		<li>Aan het einde van de experimentele sessie, gebeurt niet automatisch, stoppen van de opname en het dier terug naar haar huisvesting kooi en de kamer.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Als nodig is, selecteert u uitvoeren van het hulpprogramma barmenu uitvoeren een andere experimentele sessie.<ol>
<li>Tussen sessies, de plethysmograph kamers schoon en spoel de vernevelaar met water. Opmerking: Het gebruik van alcohol kan leiden tot onomkeerbare schade aan de plethysmograph.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Indien de studie herhaalde evaluaties na verloop van tijd inhoudt, herhaal de hele meting op elk gekozen timepoint. Opmerking: Het is verstandig aanbevolen als aanvulling op de studie met sommige nauwkeurige metingen van respiratoire mechanica en/of Long volumes1,15.</li>
</ol>3. de gegevensanalyse
Opmerking: De software automatisch slaat het experimentele bestand en export van de opgenomen parameters, wanneer de experimentele sessie wordt afgesloten.
<ol><li>Een basislijn gemiddelde berekenen voor de parameters van belang voor elk dier en experimentele groep. Opmerking: tabel 1 vindt u een aantal typische parameters, gecategoriseerd op basis van het type informatie die zij verstrekken.</li>
	<li>Indien relevant, evalueren van het effect van de aërosol stof studeerde op de parameters van belang bij elke concentratie met behulp van een specifiek punt (bijvoorbeeld maximale of minimale waarde), gemiddeld of de full-time-cursus; een normalisatie op basislijn kan ook worden beschouwd.</li>
	<li>Verslag van de resultaten met behulp van de middelen van de groep en de fouten in een tabel- of grafisch formaat. Analyseer de resultaten statistisch. Opmerking: In de huidige studie, doorlopend tweeweg ANOVAs met maatregelen werden gebruikt voor het beoordelen van het effect van methacholine, het allergeen –-huisstof mijt (HDM) – en hun interactie op verschillende DCP uitlezingen (sRaw en EF50), alsook op verschillende FOT uitlezingen (RN, G en H), in beide muizenstammen. Sidak van meerdere vergelijkingstests werden vervolgens gebruikt om te bepalen van de concentraties van methacholine waartegen de allergische muizen van het control-muizen verschillen. Dezelfde tests werden gebruikt om te beoordelen van het effect van dagen, HDM en hun interactie op basislijn (dat wil zeggen, vóór methacholine) op uitlezingen van obstructie (sRaw en EF50) en ventilatie patroon (BF, TV, MV en EIP). De Pearson correlaties werden gebruikt om te evalueren van de correlaties tussen sRaw verkregen met de DCP en RN verkregen met de FOT. Alle statistische analyses en grafieken werden uitgevoerd met behulp van alternatieve standaard statistische software (b.v., GraphPad Prism). p ≤ 0,05 werd geacht voldoende te verwerpen de null-hypothese.</li>
</ol>

<ol><li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+respiratory+system+mechanics+in+mice+using+the+forced+oscillation+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Evaluation of respiratory system mechanics in mice using the forced oscillation technique.</a> J Vis Exp. (75), e50172(2013).</li>
<li>Bates, J. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CORP%3A+Measurement+of+lung+function+in+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">CORP: Measurement of lung function in small animals.</a> J Appl Physiol (1985). 123 (5), 1039-1046 (2017).</li>
<li>Bates, J. H., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+lung+function+in+mice%3A+the+phenotyping+uncertainty+principle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle.</a> J Appl Physiol. 94 (4), 1297-1306 (2003).</li>
<li>Lim, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+respiratory+function+in+mice+using+unrestrained+whole-body+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography.</a> J Vis Exp. (90), e51755(2014).</li>
<li>Enhorning, G., van Schaik, S., Lundgren, C., Vargas, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-body+plethysmography%2C+does+it+measure+tidal+volume+of+small+animals%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Can+J+Physiol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Whole-body plethysmography, does it measure tidal volume of small animals?</a> Can J Physiol Pharmacol. 76 (10-11), 945-951 (1998).</li>
<li>Vijayaraghavan, R., Schaper, M., Thompson, R., Stock, M. F., Alarie, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristic+modifications+of+the+breathing+pattern+of+mice+to+evaluate+the+effects+of+airborne+chemicals+on+the+respiratory+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Characteristic modifications of the breathing pattern of mice to evaluate the effects of airborne chemicals on the respiratory tract.</a> Arch Toxicol. 67 (7), 478-490 (1993).</li>
<li>Willis, D. N., Liu, B., Ha, M. A., Jordt, S. E., Morris, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Menthol+attenuates+respiratory+irritation+responses+to+multiple+cigarette+smoke+irritants%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Menthol attenuates respiratory irritation responses to multiple cigarette smoke irritants.</a> FASEB J. 25 (12), 4434-4444 (2011).</li>
<li>Neuhaus-Steinmetz, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequential+development+of+airway+hyperresponsiveness+and+acute+airway+obstruction+in+a+mouse+model+of+allergic+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Arch+Allergy+Immunol%22%5BJournal%5D)">Sequential development of airway hyperresponsiveness and acute airway obstruction in a mouse model of allergic inflammation.</a> Int Arch Allergy Immunol. 121 (1), 57-67 (2000).</li>
<li>Glaab, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tidal+midexpiratory+flow+as+a+measure+of+airway+hyperresponsiveness+in+allergic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Tidal midexpiratory flow as a measure of airway hyperresponsiveness in allergic mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 280 (3), L565-L573 (2001).</li>
<li>Glaab, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+measurement+of+midexpiratory+flow+indicates+bronchoconstriction+in+allergic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Noninvasive measurement of midexpiratory flow indicates bronchoconstriction in allergic rats.</a> J Appl Physiol (1985). 93 (4), 1208-1214 (2002).</li>
<li>Pennock, B. E., Cox, C. P., Rogers, R. M., Cain, W. A., Wells, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+noninvasive+technique+for+measurement+of+changes+in+specific+airway+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+Respir+Environ+Exerc+Physiol%22%5BJournal%5D)">A noninvasive technique for measurement of changes in specific airway resistance.</a> J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (2), 399-406 (1979).</li>
<li>DeLorme, M. P., Moss, O. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+function+assessment+by+whole-body+plethysmography+in+restrained+versus+unrestrained+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Pulmonary function assessment by whole-body plethysmography in restrained versus unrestrained mice.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 47 (1), 1-10 (2002).</li>
<li>Flandre, T. D., Leroy, P. L., Desmecht, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+somatic+growth%2C+strain%2C+and+sex+on+double-chamber+plethysmographic+respiratory+function+values+in+healthy+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Effect of somatic growth, strain, and sex on double-chamber plethysmographic respiratory function values in healthy mice.</a> J Appl Physiol (1985). 94 (3), 1129-1136 (2003).</li>
<li>Criee, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+plethysmography--its+principles+and+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Med%22%5BJournal%5D)">Body plethysmography--its principles and clinical use.</a> Respir Med. 105 (7), 959-971 (2011).</li>
<li>Robichaud, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+full-range+pressure-volume+curves+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Automated full-range pressure-volume curves in mice and rats.</a> J Appl Physiol (1985). 123 (4), 746-756 (2017).</li>
<li>Mizutani, N., Goshima, H., Nabe, T., Yoshino, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complement+C3a-induced+IL-17+plays+a+critical+role+in+an+IgE-mediated+late-phase+asthmatic+response+and+airway+hyperresponsiveness+via+neutrophilic+inflammation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Complement C3a-induced IL-17 plays a critical role in an IgE-mediated late-phase asthmatic response and airway hyperresponsiveness via neutrophilic inflammation in mice.</a> J Immunol. 188 (11), 5694-5705 (2012).</li>
<li>Nabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roles+of+basophils+and+mast+cells+infiltrating+the+lung+by+multiple+antigen+challenges+in+asthmatic+responses+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Roles of basophils and mast cells infiltrating the lung by multiple antigen challenges in asthmatic responses of mice.</a> Br J Pharmacol. 169 (2), 462-476 (2013).</li>
<li>Morris, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immediate+sensory+nerve-mediated+respiratory+responses+to+irritants+in+healthy+and+allergic+airway-diseased+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Immediate sensory nerve-mediated respiratory responses to irritants in healthy and allergic airway-diseased mice.</a> J Appl Physiol (1985). 94 (4), 1563-1571 (2003).</li>
<li>Merazzi, D., Mortola, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+changes+in+ambient+temperature+on+the+Hering-Breuer+reflex+of+the+conscious+newborn+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of changes in ambient temperature on the Hering-Breuer reflex of the conscious newborn rat.</a> Pediatr Res. 45 (3), 370-376 (1999).</li>
<li>Rao, R., Nagarkatti, P. S., Nagarkatti, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delta%289%29+Tetrahydrocannabinol+attenuates+Staphylococcal+enterotoxin+B-induced+inflammatory+lung+injury+and+prevents+mortality+in+mice+by+modulation+of+miR-17-92+cluster+and+induction+of+T-regulatory+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Delta(9) Tetrahydrocannabinol attenuates Staphylococcal enterotoxin B-induced inflammatory lung injury and prevents mortality in mice by modulation of miR-17-92 cluster and induction of T-regulatory cells.</a> Br J Pharmacol. 172 (7), 1792-1806 (2015).</li>
<li>Agrawal, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+mucin+secretion+with+MARCKS-related+peptide+improves+airway+obstruction+in+a+mouse+model+of+asthma%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Inhibition of mucin secretion with MARCKS-related peptide improves airway obstruction in a mouse model of asthma.</a> J Appl Physiol (1985). 102 (1), 399-405 (2007).</li>
<li>Mabalirajan, U., Aich, J., Agrawal, A., Ghosh, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mepacrine+inhibits+subepithelial+fibrosis+by+reducing+the+expression+of+arginase+and+TGF-beta1+in+an+extended+subacute+mouse+model+of+allergic+asthma%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Mepacrine inhibits subepithelial fibrosis by reducing the expression of arginase and TGF-beta1 in an extended subacute mouse model of allergic asthma.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (3), L411-L419 (2009).</li>
<li>Desmet, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+experimental+asthma+by+decoy-mediated+local+inhibition+of+activator+protein-1%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Treatment of experimental asthma by decoy-mediated local inhibition of activator protein-1.</a> Am J Respir Crit Care Med. 172 (6), 671-678 (2005).</li>
<li>Zang, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+C+Fibers+Modulate+MMP-12+Production+via+PAR2+and+Are+Involved+in+the+Long-Term+Airway+Inflammation+and+Airway+Hyperresponsiveness+Induced+by+Respiratory+Syncytial+Virus+Infection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Pulmonary C Fibers Modulate MMP-12 Production via PAR2 and Are Involved in the Long-Term Airway Inflammation and Airway Hyperresponsiveness Induced by Respiratory Syncytial Virus Infection.</a> J Virol. 90 (5), 2536-2543 (2015).</li>
<li>Shukla, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carryover+of+cigarette+smoke+effects+on+hematopoietic+cytokines+to+F1+mouse+litters%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Immunol%22%5BJournal%5D)">Carryover of cigarette smoke effects on hematopoietic cytokines to F1 mouse litters.</a> Mol Immunol. 48 (15-16), 1809-1817 (2011).</li>
<li>Murphy, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+function+assessment+in+safety+pharmacology%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Respiratory function assessment in safety pharmacology.</a> Curr Protoc Pharmacol. , Chapter 10 Unit10 19 (2003).</li>
<li>Lofgren, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restrained+whole+body+plethysmography+for+measure+of+strain-specific+and+allergen-induced+airway+responsiveness+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Restrained whole body plethysmography for measure of strain-specific and allergen-induced airway responsiveness in conscious mice.</a> J Appl Physiol (1985). 101 (5), 1495-1505 (2006).</li>
<li>DiMaria, G. U., Wang, C. G., Bates, J. H., Guttmann, R., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partitioning+of+airway+responses+to+inhaled+methacholine+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Partitioning of airway responses to inhaled methacholine in the rat.</a> J Appl Physiol (1985). 62 (3), 1317-1323 (1987).</li>
<li>Hoymann, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+function+measurements+in+rodents+in+safety+pharmacology+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies.</a> Front Pharmacol. 3, 156(2012).</li>
<li>Agrawal, A., Singh, S. K., Singh, V. P., Murphy, E., Parikh, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partitioning+of+nasal+and+pulmonary+resistance+changes+during+noninvasive+plethysmography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Partitioning of nasal and pulmonary resistance changes during noninvasive plethysmography in mice.</a> J Appl Physiol (1985). 105 (6), 1975-1979 (2008).</li>
<li>McLeod, R. L., Young, S. S., Erickson, C. H., Parra, L. E., Hey, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+nasal+obstruction+in+the+allergic+guinea+pig+using+the+forced+oscillation+method%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Characterization of nasal obstruction in the allergic guinea pig using the forced oscillation method.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 48 (3), 153-159 (2002).</li>
<li>Miyahara, S., Miyahara, N., Takeda, K., Joetham, A., Gelfand, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiologic+assessment+of+allergic+rhinitis+in+mice%3A+role+of+the+high-affinity+IgE+receptor+%28FcepsilonRI%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Allergy+Clin+Immunol%22%5BJournal%5D)">Physiologic assessment of allergic rhinitis in mice: role of the high-affinity IgE receptor (FcepsilonRI).</a> J Allergy Clin Immunol. 116 (5), 1020-1027 (2005).</li>
</ol>

DB en AR zijn werkzaam bij SCIREQ wetenschappelijke respiratoire apparatuur Inc, een commerciële entiteit die betrokken zijn bij de onderwerpen gerelateerd aan de inhoud van dit artikel. DB is ook eigenaar van voorraad. SCIREQ Inc. is een bedrijf van de technologieën emka.

De mogelijkheid voor het meten van de longfunctie bij bewuste dieren is duidelijk gerechtvaardigd in het respiratoir onderzoek. In het algemeen, is de DCP een interessante benadering om te evalueren van de functie van de ventilatie van de luchtwegen in de bewuste en spontaan ademhaling dieren26. Meer in het bijzonder, balans de DCP, of de variant van de hoofd-out, vaak een juiste tussen de kwaliteit van de verstrekte informatie en het gewenste niveau van invasiviteit3 (tabel 2). De techniek kan worden aangepast aan verschillende soorten (bijvoorbeeld, muis, rat, cavia) of dierlijke maten en kan worden gebruikt in vele toepassingen van het onderzoek. Het is vooral handig om te beoordelen van talloze dieren tegelijk in een parallelle studie ontwerp met de ademhalingsfunctie op herhaalde wijze controleren, en het opnemen van de kinetiek van een antwoord na verloop van tijd. Bovendien, de techniek is eenvoudig en relatief tijdig kan worden geleerd. In het huidige document, een protocol met DCP-metingen bij muizen werd gebruikt als een voorbeeld om te beschrijven de praktische aspecten van dit plethysmography techniek alsmede ingetogen over de kritische stappen bespreken en gerelateerde resultaten.
Wanneer u werkt met bewuste dieren, is het essentieel om te bepalen van de voorwaarden van de omgeving (bijvoorbeeld, rustige kamer met een beperkt aantal mensen of activiteit) om reproduceerbare resultaten genereren. Aangezien de fixeren in diverse afmetingen komen, is het belangrijk om te beginnen met de juiste grootte, zodat de ademhaling bewegingen zijn onverstoorbaar. Is het ook nuttig en vaak nodig om te acclimatiseren van de dieren aan de experimentele opstelling en procedures, zoals het is reeds lang gevestigd in muizen dat beteugeling van invloed is op de ademhaling frequentie12. Afhankelijk van de proefopzet of voorwaarden, kunnen meerdere sessies van incrementele duur nodig zijn. Tot slot, zodat de tijd aan het begin van een experiment voor de dieren aan te passen aan de verandering van de kamer en de noodzakelijke behandeling is een eenvoudige overweging die effectief zijn om ervoor te zorgen bewezen dat het patroon van de ademhaling consequent regelmatige en ontspannen op de basislijn is. Werken onder omstandigheden waar de dieren comfortabel, goed aangepast, en rustig zijn zal ook gunstig qua resultaat variabiliteit en kwaliteit zijn. Het beperkt ook een stress-geïnduceerde release van catecholamine, die kan vergroten airway kaliber en een geïnduceerde bronchoconstrictie verzachten.
Het is belangrijk te begrijpen dat er een noodzaak om te scheiden als hermetisch mogelijk de nasale en thoracale stromen. Afhankelijk van het systeem of de soort studeerde, kan de verzegeling mechanisme variëren in vorm zo goed zoals in werkzaamheid. In de DCP we hierin beschreven, wordt het zegel gemaakt tussen de snuit van het dier en de beteugeling apparaat. Bij de beoordeling van de ademhalingsfunctie door DCP, is het ook essentieel om te voorzien van een voldoende en continu bias stroom, zoals een afname van de hoeveelheid zuurstof beschikbaar aan het dier leiden significante effecten tot zal. Rekening houdend met het welzijn van het dier in de afdekking beperkt de neiging voor lucht lekken gemaakt door agitatie en daardoor maximaliseert de kwaliteit van de gegevens. Productiestappen, een verbreking van de verzegeling zal resulteren in afgewezen datasets of een onderschatting van het aantal parameters.
Daarnaast opdat de afzonderlijke opname van het signaal van de nasale stroom, wordt de hoofd kamer meestal gebruikt om het dier te aërosol stoffen bloot te stellen. Zoals geïllustreerd in dit artikel, kan dit worden gebruikt voor het uitvoeren van een test van de bronchoprovocation om aan te tonen verschillende mate van responsiviteit. In dergelijke experimenten, aanpassing van het aantal geteste concentraties kan nodig zijn afhankelijk van de soort, stam of geslacht van de dieren studeerde. Als eerder bewezen8,9,10,27tonen de huidige resultaten aan dat de methacholine-geïnduceerde veranderingen in sRaw gecorreleerd met invasieve FOT metingen van de weerstand van de luchtwegen. De resultaten tonen ook aan dat de DCP-techniek niet zo gevoelig als de FOT voor haar vermogen is te detecteren van respiratoire dysfunctie en te identificeren van een veranderde respons gelokaliseerd binnen de lagere compartimenten van de longen (longweefsel en/of kleine perifere airways) . Omdat de luchtwegen van het dier intact zijn, de aanwezigheid van de bovenste luchtwegen, die goed is voor het grootste deel van de totale respiratoire weerstand luchtstroom28, kan invloed hebben op de distributie van spuitbussen en afzetting in de toevoeging aan het temperen van de bijdrage van de lagere luchtwegen klem zitten op een meting. Tabel 3 geeft een overzicht van andere verschillen tussen de DCP-techniek en de FOT. Ten slotte, hoewel het zou theoretisch mogelijk te schatten van het dier totaal airway weerstand (met inbegrip van de bovenste luchtwegen) uit een meting van sRaw, wordt het algemeen aanbevolen als aanvulling op de evaluatie van de DCP met een invasieve meting techniek zoals de FOT29 te verkrijgen directe metingen van gedetailleerde respiratoire mechanica. Afhankelijk van de doelstellingen van de studie, metingen van de bovenste luchtwegen-weerstand kunnen ook worden beschouwd als30,31,32.
Conclusie  Vanwege de beperkte mate van invasiviteit is de DCP een techniek die een belangrijke behoefte in het respiratoir onderzoek kan vervullen. Het is in staat om nauwkeurige uitlezingen van ventilatie patroon in bewuste dieren gelijktijdig met sommige onbetwiste indexen van obstructie van de luchtstroom. De verkregen informatie ook echt een aanvulling op die van meer invasieve benaderingen.

Het toenemende gebruik van kleine dieren naar menselijke aandoeningen van de luchtwegen met model heeft aangespoord de ontwikkeling van technieken voor het kwantitatief beoordelen de functies van de luchtwegen in deze dieren. Op dit moment wordt de gedwongen trilling techniek (FOT) erkend als de meest nauwkeurige aanpak om te beoordelen van respiratoire mechanica in kleine dieren1,2. Echter, zoals aangegeven door de onzekerheidsrelatie fenotypering, wat is opgedaan in de precisie van de meting met de FOT wordt verhandeld af tegen een verlies in noninvasiveness3. Inderdaad, FOT metingen zijn verworven onder zeer gecontroleerde experimentele omstandigheden die noodzakelijk maken van anesthesie, tracheotomie of mondelinge intubatie, evenals mechanische ventilatie; een scenario verre van levensechte.
In situaties waar de experimentele eisen absolutistisch van het gebruik van verdovende middelen of bel voor weinig of geen afwijking van de natuurlijke fysiologische toestand van het dier, kan dubbele-kamer plethysmography (DCP) worden beschouwd. Zoals de naam al aangeeft, bestaat een DCP-setup uit twee verbonden rigide kamers gebouwd om het hoofd van het dier (of neus), in de voorste kamer, van haar borst, zo hermetisch mogelijk te isoleren in de achterste zaal. Binnen de instelling, het dier is bewust en spontaan ademt terwijl wordt ingehouden. Omdat de muren van de kamers niet kunnen uitbreiden of intrekken, genereert de beweging van lucht en van het dier een overeenkomstige maar tegenovergestelde golfvorm binnen de achterste zaal, als gevolg van de compressie/decompressie van de omringende lucht. De golfvorm als gevolg van de nasale stroming in de voorste kamer en degene aan de thoracale beweging in de achterste zaal gerelateerde kan dus worden gescheiden en tegelijkertijd gevangen. Afhankelijk van het ontwerp van de DCP-instellingen, kunnen deze golfvormen worden verkregen met behulp van een set van druk transducers of pneumotachographs respectievelijk de wijzigingen opnemen in kamer druk of luchtstroom en van de kamers als een functie van de tijd. De laatste benadering komt tegenwoordig vaker voor.
Terwijl het dier ademhaling frequentie nauwkeurig kan worden bepaald door allerlei plethysmography technieken, is de situatie niet hetzelfde voor de bepaling van ademhalingsvolume en bijbehorende parameters van de verwante ventilatie (bijvoorbeeld, minuut ventilatie, expiratoire volume, enz.). In tegenstelling tot de gehele lichaam plethysmograph (WBP) techniek, waar het dier ademhalingsvolume wordt geschat uit de doos signaal4,5, biedt de DCP-techniek nauwkeurige beoordeling van ademhalingsvolume. Dit is gerelateerd aan de rechtstreekse aankoop van de thoracale beweging van het dier in de achterste zaal, die in verhouding staan tot de veranderingen in het volume van de longen tijdens de ademhaling.
Naast deze nauwkeurige ventilatoire parameters (bijvoorbeeld, ademhalingsvolume ademhaling frequentie en minuut ventilatie), sommige verstoringen in de vorm van de respiratoire cyclus kunnen ook worden gebruikt om te onderzoeken van neuronale aspecten waaraan de respiratoire station of respiratoire reflexen. Een concreet voorbeeld van die toepassing zou de evaluatie van het potentieel van de irritatie van geïnhaleerde stoffen op de bovenste luchtweg sensorische neuronen6. Hier, wordt de duur van een pauze bij de aanvang van de verlooptijd bepaald met behulp van een parameter met de naam van einde-inspiratory pauze (EIP), ook wel aangeduid als de duur van6remmen. De verlenging van deze pauze door een irriterende stof wordt geassocieerd met de sluiting van het dier glottis, veroorzaakt een meetbare periode van remmen in het eerste deel van de vervaldatum6,7.
Een ander belangrijk voordeel van de DCP is dat het voorziet twee gevalideerde en onbetwiste parameters die gevoelig voor luchtstroom obstructie zijn. Een heet de stroom bij midden-getijde expiratoire volume en is afgekort EF508,-9,10. Het is de luchtstroom bij midway volume van elke getijde ademhaling tijdens de vervaldatum. EF50 wordt gewonnen uit de trace thoracale stroom en kan dus worden gemeten zonder de voorste kamer (dat wil zeggen, in een configuratie met hoofd-out). De andere heet specifieke luchtwegen-weerstand en is afgekort sRaw11,12,13. De vaststelling van sRaw vereist de gelijktijdige opname van de nasale en thoracale stromen van het dier zoals het is berekend op basis van de tijdvertraging tussen deze afzonderlijke respiratoire sporen op het punt van nul stroom aan het einde van inspiratie. De grondgedachte die beschrijft de basis waaraan deze vertraging heeft betrekking op sRaw was expatiated eerder11. Simpel gezegd, de veranderingen in het volume van de Long voorafgaan aan de luchtbeweging aangezien een drukverschil moet ontwikkelen om station luchtstroom. In een gezond dier rustig ademen, is deze vertraging doorgaans zeer klein. Het drukverschil dat vereist is voor een bepaalde stroom (b.v., een voldoende voor voldoende ventilatie stroom) wordt echter beïnvloed door de mate van weerstand van de luchtwegen. Tijdens de bronchoconstrictie, bijvoorbeeld, is het verloop van de druk die nodig is voor een bepaalde stroom groter, wat impliceert dat het dier moet harder werken om te ademen. Een groter verloop van druk in de borstkas van het dier houdt ook in dat een groter deel van de stroom en van de achterste kamer is te wijten aan decompressie/compressie van lucht in de thorax, dat is het gedeelte van de totale thoracale expansie/retractie thats uit fase waarbij de nasale luchtstroom. De verhoogde weerstand als gevolg van bronchoconstrictie zal dus toenemen de vertraging tussen de achterkant en de voorkant kamers en daardoor verhoogt sRaw. Het verloop van de druk die luchtstroom en van de longen drijft wordt ook beïnvloed door het volume van de eerste thoracale gas (TGV). Bij een grotere TGV bijvoorbeeld de uitbreiding/intrekking van de thorax nodig om te genereren een bepaalde gradatie van druk groter is (gewoon omdat de verschuiving van de omvang die nodig is voor het genereren van een bepaald verloop van druk groter is), wat ook inhoudt dat de dier heeft om harder te werken om te ademen. Nogmaals, deze extra thoracale verplaatsingen zijn degenen die nodig zijn om het te decomprimeren/compress lucht in de thorax en zijn dus uit fase waarbij de nasale luchtstroom. Dus, een verhoogde TGV de vertraging tussen de kamers ook zal toenemen en daarmee verhoogt sRaw. Zoals gezien kan worden, resulteren zowel bronchoconstrictie en verhoogde TGV in een meer belangrijke inspanning te trekken van de lucht en van de longen. Dit is in wezen de fysiologische betekenis van sRaw. Het vertegenwoordigt de werkzaamheden die nodig zijn voor de ademhaling van5,14.
Het is dus belangrijk om te begrijpen dat twee afzonderlijke factoren sRaw beïnvloeden: luchtwegen-weerstand en TGV. In feite, kan sRaw worden uitgedrukt als het product van de weerstand van de luchtwegen en TGV11. Bewuste dieren kunnen wijzigen hun TGV bij zal, wat betreft hun ventilatie aan een bepaalde omgeving passen. Onder dergelijke omstandigheden, waar de natuurlijke fysiologische toestand van het dier ongewijzigd is, is het dus onmogelijk om te onderscheiden of een verandering in sRaw vloeit uit een verandering in de luchtwegen-weerstand, een verandering in de TGV of uit een mix van de twee voort. Vandaar, is het aanbevolen als aanvulling op de evaluatie van de DCP met meer invasieve metingen van respiratoire mechanica en/of Long volumen, zoals die welke door de FOT1,15.
Tot op heden, is de DCP gebruikt in verschillende toepassingen van het onderzoek. De techniek kan worden gebruikt met of zonder de hoofd vergaderzaal kwantitatief en nauwkeurig evalueren van het effect van verschillende stoffen, zoals farmaceutische agenten, allergenen, irriterende stoffen of andere bemiddelaars, op ademhalingsfunctie in bewuste kleine dieren 16,17,18. De voorste kamer kan ook worden gebruikt als een bloot kamer aërosol stoffen of verschillende gas concentraties (hypoxie, hypercapnie, enz.)19. Handig, het maakt het mogelijk om gelijktijdig de acute effecten van deze stoffen te meten. In feite, is een van de gemeenschappelijke toepassingen van de DCP ter beoordeling van de mate van alertheid op aërosol methacholine in verschillende modellen van respiratoire aandoeningen20,21,22,23, 24 , 25.
Hoewel de DCP-techniek schijnbaar eenvoudig is, kon enkele praktische uitdagingen potentieel onervaren gebruikers ontmoedigen of afbreuk doen aan de nauwkeurigheid en reproduceerbaarheid van de resultaten. De huidige paper geeft een gedetailleerde beschrijving van de aanbevolen procedures voor het met succes opnemen ademhalingsfunctie door DCP in bewuste, ingetogen, spontaan ademhaling muizen. De beschrijving is specifiek voor de vermelde uitrusting (Zie de Tabel van de materialen). Het nut en de waarde van de DCP wordt ook aangetoond in een gemeenschappelijk model van pulmonaire allergische ontsteking in twee muizenstammen getest op basislijn en in reactie op aërosol methacholine.

<table><tbody><tr><td>Acetyl-&beta;-methylcholine chloride&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A-2251</td><td>Methacholine</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td>Multicell</td><td>311-506-CL</td><td>PBS 10X</td></tr><tr><td>House dust mite extract</td><td>GREER</td><td>290902</td><td>HDM&nbsp;</td></tr><tr><td>DCP complete system</td><td>&nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>iox software</td><td>&nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aerogen Aeroneb nebulizer</td><td>&nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>flexiVent FX complete system</td><td>&nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

beoordeling van de ademhalingsfunctie in bewuste muizen door double-kamer plethysmography

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Lucht volumeveranderingen gemaakt door een bewuste ademhaling spontaan binnen een vak hoofdtekst die onderworpen zijn aan de basis van plethysmography, een techniek gebruikt ter beoordeling van niet-gebeurt voor sommige functies van de ademhalingsfunctie bij de mens zo goed zoals in proefdieren. Dit artikel richt zich op de toepassing van de dubbele-kamer plethysmography (DCP) in kleine dieren. Het geeft achtergrondinformatie over de methodologie, alsmede een gedetailleerde stapsgewijze procedure te beoordelen met succes ademhalingsfunctie in bewuste, ademhaling spontaan dieren in een niet-invasieve wijze. De DCP kan worden gebruikt om te controleren de ademhalingsfunctie van meerdere dieren in parallel, alsmede over de veranderingen bij aërosol stoffen over een gekozen periode te identificeren en op een herhaalde wijze. Experimenten op controle en allergische muizen worden hierin gebruikt om te tonen het nut van de techniek, verklaren het bijbehorende uitkomst parameters, evenals over het bespreken van de bijbehorende voordelen en tekortkomingen. Over het algemeen biedt de DCP geldig en theoretisch geluid uitlezingen die kunnen worden vertrouwd om te evalueren van de ademhalingsfunctie bewuste Kleindieren na uitdagingen met aërosol stoffen zowel op de basislijn.

Het doel van dit artikel is bedoeld als een gedetailleerde beschrijving van de aanbevolen procedures voor het evalueren van de ademhalingsfunctie in bewuste muizen door dubbele-kamer plethysmography.

Beoordeling van de ademhalingsfunctie in bewuste muizen door Double-kamer Plethysmography

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

Deze techniek helpt om belangrijke vragen aan te pakken in verschillende vakgebieden, waaronder ademhalingsonderzoek, veiligheidsfarmacologie en geneesmiddelontwikkeling. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het meetresultaten oplevert waarop kan worden vertrouwd om de ademhalingsfunctie bij bewuste dieren te beoordelen, zowel in rust als tijdens uitdagingen. De techniek is vooral nuttig wanneer het experimentele protocol weinig afwijking vereist van de normale fysiologische toestand van de dieren.Het dier wordt vastgehouden, maar ademt verder normaal, wat naast luchtwegobstructie ook de beoordeling van het ademhalingspatroon mogelijk maakt. Op de dag van het experiment start u een experimentele sessie en laadt u het juiste configuratiebestand. Voer de informatie van het experiment en het dier in.Klik vervolgens op de knop 'uitvoeren' onderaan het venster. Ga door met de kalibratie van het systeem. Kalibreer elke site en invoersignalen afzonderlijk.Schakel de bias flow-generator in die via een stuk slang is aangesloten op de hoofdkamer en pas de stroomsnelheid aan. Sluit de bovenopening van de hoofdkamer met een dop. Verwijder het achterpaneel van de thoracale kamer.Plaats vervolgens het kalibratiegereedschap stevig in de rubberen opening tussen de kop en de lichaamskamer om een hermetische afdichting te creëren. Sluit en bevestig het achterpaneel van de thoracale kamer opnieuw. Ga via het softwarewerkbalkmenu naar Afstemming en vervolgens naar Kalibreren.Ga naar Invoer een en selecteer kalibreren om het kalibratiedialoogvenster voor het thoracale stromingssignaal te starten. Controleer of de vermelde parameters in het kalibratiedialoogvenster de juiste instellingen weergeven. De toegepaste fysieke stress met lage waarde moet nul zijn.De toegepaste fysieke stress met hoge waarde moet minus 20 milliliter per seconde zijn en monsters moeten worden ingesteld om te integreren. Klik vervolgens op laag in het venster met monsters. Controleer of het gegenereerde signaal constant is over het weergavevenster en klik vervolgens op sluiten.Sluit een 20 milliliter spuit aan via de zijpoort van de thoracale kamer met behulp van een kunststof connector in een stuk slang. Selecteer hoog in het venster met monsters en injecteer onmiddellijk 20 milliliter lucht in de kamer gedurende een periode van twee seconden met een zo constant mogelijke stroomsnelheid. Controleer of het gegenereerde signaal volledig binnen het weergavevenster verschijnt.Gebruik het pijlpictogram om te controleren of het signaal gecentreerd en symmetrisch is rond de nullijn. Klik vervolgens op sluiten. Verwijder eventuele offset van nul door te klikken op AC-offset verwijderen in het venster met monsters.Kalibreer de hoofdkamer op dezelfde manier als de thoracale kamer door invoernummer twee te selecteren. Stel deze keer de hoge waarde in op plus 20 milliliter per seconde in plaats van min 20. Werk in een rustige ruimte ver van de huisvestingskamer.Laat de dieren wennen aan de begrenzer en de procedures voorafgaand aan het begin van het experiment. Omdat het niet-invasief is en geen anesthesie vereist, zal werken onder omstandigheden waarbij het dier comfortabel, goed aangepast en kalm is, de neiging tot haarlekken tussen de kamers beperken en daarmee de kwaliteit van de gegevens maximaliseren. Weeg de dieren.Selecteer de juiste begrenzer voor het dier. Plaats het dier in de begrenzer vanuit de achteropening. Het kan handig zijn om het apparaat verticaal vast te houden.Zodra het dier op zijn plaats staat, plaatst u de achterste zuiger en vergrendelt u deze voorzichtig op zijn plaats zonder een overmatige kracht uit te oefenen. Controleer visueel of het dier normaal ademt. Pas indien nodig de positie aan door de vergrendelingsmechanisme te verplaatsen.Zorg ervoor dat de neusgaten van het dier buiten de neuskoker uitsteken met de snuit tegen de binnenwanden van de begrenzer. Verwijder het achterpaneel van de thoracale kamer. Plaats de begrenzer met het dier door de rubberen opening in de thoracale kamer en sluit de kamer.Bevestig de hoofdkamer, zorg voor een biasflow en laat het dier minimaal vijf minuten ontspannen. Zodra het dier kalm is, start u het protocol van commando's door de eerste stap te selecteren en vervolgens op Uitvoeren te klikken. Controleer op het computerscherm of de ademhalingssignalen van het dier regelmatig en soepel zijn.De software toont automatisch de berekende parameters ademhaling na ademhaling. Controleer of de parameters van het dier stabiel zijn. Noteer het ademhalingspatroon onder basislijncondities gedurende maximaal 10 minuten.Voor protocollen waarbij een testsubstantie via een aerosol wordt toegediend, stelt u eerst de vernevelingstijd en de werkcyclus in zoals vereist. Voer een voertuiguitdaging uit en noteer de respons. Indien nodig, stelt u het dier bloot aan toenemende concentraties van de testsubstantie door de concentratie in de vernevelaar te veranderen en de stappen te escaleren.Noteer de respons na elke toediening. In dit voorbeeld wordt 15 milligram per milliliter methacholin getest. De piekstijging in specifieke luchtwegweerstand wordt een moment later geregistreerd en vervolgens langzaam teruggebracht naar de basislijnwaarde.Aan het einde van de experimentele sessie brengt u het dier terug naar zijn kamer en huisvestingskooi. Reinig de plethysmografiekamers en spoel de vernevelaar tussen sessies met water. Ga door met de gegevensanalyse zoals beschreven in het tekstprotocol.Hier wordt het resultaat getoond van een herhaalde evaluatie van de ademhalingsfunctie in de basislijn over drie opeenvolgende dagen in twee groepen BALB/c-muizen. Een controle en een met pulmonaire allergische ontsteking. Stabiele en vergelijkbare waarden werden verkregen voor een selectie van parameters geleverd door dubbelkamerplethysmografie.Deze waarden werden uitgezet voor ademhalingssnelheid, titelvolume, minutenventilatie, eind-inspiratorische pauze, stroom bij mid-titelexpiratoire volume en specifieke luchtwegweerstand. Veranderingen in ademhalingsfunctie en respons op toenemende doses ingeademde methacholin werden

assessment-respiratory-function-conscious-mice-double-chamber

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

Experimentele muismodellen van allergische astma bieden nieuwe mogelijkheden voor het bestuderen van de ziekte van pathogenese en het ontwikkelen van nieuwe therapeutica. Deze modellen zijn zeer geschikt voor het meten factoren die de allergische immuunrespons, ontsteking van de luchtwegen en longen pathofysiologie.

Muizenmodel van Allergen Induced Astma

Het huidige protocol bevat een gedetailleerde stap-voor-stap beschrijving van de vereiste om metingen van de ademhalingswegen mechanica, alsmede de beoordeling van de luchtwegen voor geïnhaleerde methacholine in muizen met behulp van de geforceerde oscillatie techniek (flexiVent voeren procedures; SCIREQ Inc, Montreal, Qc , Canada).

Evaluatie van Respiratory System Mechanics in Muizen met behulp van de Gedwongen Oscillatie techniek

De beoordeling van respiratoire fysiologie is traditioneel ingeroepen technieken, die beperkingen of sedatie van het dier nodig. Ongebreideld hele lichaam plethysmografie, echter zorgt voor een nauwkeurige, niet-invasieve, kwantitatieve analyse van respiratoire fysiologie in diermodellen. Bovendien kan de techniek herhaalde respiratoire evaluatie van muizen waardoor longitudinale studies.

Meten Functie Respiratory in Muizen met behulp van Ongebreideld Whole-body plethysmografie

Ongebreidelde luchtdruk wordt gebruikt om het patroon van het inademen van wakkere muizen te kwantificeren. We laten zien dat 15 s segmenten onder een gestandaardiseerd protocol vergelijkbare waarden weergeven als een langere duur van stille ademhaling. Deze methodologie maakt het ook mogelijk voor de kwantificering van apneu en verhoogde ademhalingen tijdens het eerste uur in de kamer.

Methode om het patroon van de ademhaling in senescente muizen te verkrijgen door ongebreidelde barometrische plethysmografie

Dit protocol presenteert de constructie en het gebruik van een vereenvoudigd plethysmografie-apparaat voor het hele lichaam om de progressie van bacteriële respiratoire aandoeningen niet-invasief te volgen.

Vereenvoudigde plethysmografie van het hele lichaam om de longfunctie tijdens respiratoire melioïdose te karakteriseren

De hyperinsulinemische-euglycemic clamp, of insuline klem, is de gouden standaard voor het beoordelen van de werking van...

Hyperinsulinemische-euglycemic Klemmen in Bewust, ongeremde Muizen

Het doel van deze publicatie is om onze oorspronkelijke werk op een multi-spier oppervlak elektromyografische aanpak te presenteren om kwantitatief te karakteriseren respiratoire spieractivatiepatronen bij personen met chronische dwarslaesie behulp van vector-gebaseerde analyse.

Evaluatie van Respiratory Muscle Activation Met Respiratory Motor Control Assessment (KMMA) in Personen met chronische ruggenmergletsel

Rechterventrikel (RV) disfunctie is cruciaal voor het ontstaan ​​van hart-en vaatziekten, maar beperkt voorhanden zijn voor de evaluatie ervan. Recente ontwikkelingen in de echografie zorgen voor een niet-invasieve en accurate optie voor longitudinale RV studie. Hierin hebben we een stap-voor-stap echocardiografische onder toepassing van een muizenmodel van drukoverbelasting detail.

Beoordeling van de rechter ventrikel structuur en functie in een muismodel van longslagader Vernauwing door Transthoracale Echocardiografie

Echografie heeft bewezen effectief te diagnosticeren verschillende ademhalingsziekten bij menselijke en dierlijke patiënten zijn. We tonen een uitgebreide echo protocol gebruikt door Dr Zuo het lab tot middenrif kinetiek analyseren specifiek in muismodellen. Dit is een niet-invasieve onderzoekstechniek kwantitatieve gegevens over muis respiratoire spierfunctie kan bieden.

Echografie van Muis diafragmafunctie

De bepaling van de glomerulaire filtratiesnelheid (GFR) is de gouden standaard om de algehele nierfunctie te beoordelen. Traditionele procedures om deze parameter te meten zijn echter omslachtig en vereisen een grote tijdsinvestering. Hier beschrijven we een snellere en minimaal invasieve methode om de GFR transcutaan te bepalen.

Transcutane beoordeling van de nierfunctie in Conscious Knaagdieren

Leer ademhalingsfunctie evalueren bij bewuste muizen met double-chamber plethysmography. Deze methode biedt betrouwbare data voor baseline en uitdagingstoestanden in respiratoir onderzoek en geneesmiddelontwikkeling.

Beoordeling van de ademhalingsfunctie in bewuste muizen door Double-kamer Plethysmography

Meer video's verkennen