Beoordeling van de ademhalingsfunctie in bewuste muizen door Double-kamer Plethysmography
10 juli 2018
Het doel van dit artikel is bedoeld als een gedetailleerde beschrijving van de aanbevolen procedures voor het evalueren van de ademhalingsfunctie in bewuste muizen door dubbele-kamer plethysmography.
Deze techniek helpt om belangrijke vragen aan te pakken in verschillende vakgebieden, waaronder ademhalingsonderzoek, veiligheidsfarmacologie en geneesmiddelontwikkeling. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het meetresultaten oplevert waarop kan worden vertrouwd om de ademhalingsfunctie bij bewuste dieren te beoordelen, zowel in rust als tijdens uitdagingen. De techniek is vooral nuttig wanneer het experimentele protocol weinig afwijking vereist van de normale fysiologische toestand van de dieren.
Het dier wordt vastgehouden, maar ademt verder normaal, wat naast luchtwegobstructie ook de beoordeling van het ademhalingspatroon mogelijk maakt. Op de dag van het experiment start u een experimentele sessie en laadt u het juiste configuratiebestand. Voer de informatie van het experiment en het dier in.
Klik vervolgens op de knop 'uitvoeren' onderaan het venster. Ga door met de kalibratie van het systeem. Kalibreer elke site en invoersignalen afzonderlijk.
Schakel de bias flow-generator in die via een stuk slang is aangesloten op de hoofdkamer en pas de stroomsnelheid aan. Sluit de bovenopening van de hoofdkamer met een dop. Verwijder het achterpaneel van de thoracale kamer.
Plaats vervolgens het kalibratiegereedschap stevig in de rubberen opening tussen de kop en de lichaamskamer om een hermetische afdichting te creëren. Sluit en bevestig het achterpaneel van de thoracale kamer opnieuw. Ga via het softwarewerkbalkmenu naar Afstemming en vervolgens naar Kalibreren.
Ga naar Invoer een en selecteer kalibreren om het kalibratiedialoogvenster voor het thoracale stromingssignaal te starten. Controleer of de vermelde parameters in het kalibratiedialoogvenster de juiste instellingen weergeven. De toegepaste fysieke stress met lage waarde moet nul zijn.
De toegepaste fysieke stress met hoge waarde moet minus 20 milliliter per seconde zijn en monsters moeten worden ingesteld om te integreren. Klik vervolgens op laag in het venster met monsters. Controleer of het gegenereerde signaal constant is over het weergavevenster en klik vervolgens op sluiten.
Sluit een 20 milliliter spuit aan via de zijpoort van de thoracale kamer met behulp van een kunststof connector in een stuk slang. Selecteer hoog in het venster met monsters en injecteer onmiddellijk 20 milliliter lucht in de kamer gedurende een periode van twee seconden met een zo constant mogelijke stroomsnelheid. Controleer of het gegenereerde signaal volledig binnen het weergavevenster verschijnt.
Gebruik het pijlpictogram om te controleren of het signaal gecentreerd en symmetrisch is rond de nullijn. Klik vervolgens op sluiten. Verwijder eventuele offset van nul door te klikken op AC-offset verwijderen in het venster met monsters.
Kalibreer de hoofdkamer op dezelfde manier als de thoracale kamer door invoernummer twee te selecteren. Stel deze keer de hoge waarde in op plus 20 milliliter per seconde in plaats van min 20. Werk in een rustige ruimte ver van de huisvestingskamer.
Laat de dieren wennen aan de begrenzer en de procedures voorafgaand aan het begin van het experiment. Omdat het niet-invasief is en geen anesthesie vereist, zal werken onder omstandigheden waarbij het dier comfortabel, goed aangepast en kalm is, de neiging tot haarlekken tussen de kamers beperken en daarmee de kwaliteit van de gegevens maximaliseren. Weeg de dieren.
Selecteer de juiste begrenzer voor het dier. Plaats het dier in de begrenzer vanuit de achteropening. Het kan handig zijn om het apparaat verticaal vast te houden.
Zodra het dier op zijn plaats staat, plaatst u de achterste zuiger en vergrendelt u deze voorzichtig op zijn plaats zonder een overmatige kracht uit te oefenen. Controleer visueel of het dier normaal ademt. Pas indien nodig de positie aan door de vergrendelingsmechanisme te verplaatsen.
Zorg ervoor dat de neusgaten van het dier buiten de neuskoker uitsteken met de snuit tegen de binnenwanden van de begrenzer. Verwijder het achterpaneel van de thoracale kamer. Plaats de begrenzer met het dier door de rubberen opening in de thoracale kamer en sluit de kamer.
Bevestig de hoofdkamer, zorg voor een biasflow en laat het dier minimaal vijf minuten ontspannen. Zodra het dier kalm is, start u het protocol van commando's door de eerste stap te selecteren en vervolgens op Uitvoeren te klikken. Controleer op het computerscherm of de ademhalingssignalen van het dier regelmatig en soepel zijn.
De software toont automatisch de berekende parameters ademhaling na ademhaling. Controleer of de parameters van het dier stabiel zijn. Noteer het ademhalingspatroon onder basislijncondities gedurende maximaal 10 minuten.
Voor protocollen waarbij een testsubstantie via een aerosol wordt toegediend, stelt u eerst de vernevelingstijd en de werkcyclus in zoals vereist. Voer een voertuiguitdaging uit en noteer de respons. Indien nodig, stelt u het dier bloot aan toenemende concentraties van de testsubstantie door de concentratie in de vernevelaar te veranderen en de stappen te escaleren.
Noteer de respons na elke toediening. In dit voorbeeld wordt 15 milligram per milliliter methacholin getest. De piekstijging in specifieke luchtwegweerstand wordt een moment later geregistreerd en vervolgens langzaam teruggebracht naar de basislijnwaarde.
Aan het einde van de experimentele sessie brengt u het dier terug naar zijn kamer en huisvestingskooi. Reinig de plethysmografiekamers en spoel de vernevelaar tussen sessies met water. Ga door met de gegevensanalyse zoals beschreven in het tekstprotocol.
Hier wordt het resultaat getoond van een herhaalde evaluatie van de ademhalingsfunctie in de basislijn over drie opeenvolgende dagen in twee groepen BALB/c-muizen. Een controle en een met pulmonaire allergische ontsteking. Stabiele en vergelijkbare waarden werden verkregen voor een selectie van parameters geleverd door dubbelkamerplethysmografie.
Deze waarden werden uitgezet voor ademhalingssnelheid, titelvolume, minutenventilatie, eind-inspiratorische pauze, stroom bij mid-titelexpiratoire volume en specifieke luchtwegweerstand. Veranderingen in ademhalingsfunctie en respons op toenemende doses ingeademde methacholin werden
Overzicht
Dit artikel beschrijft de procedures voor het evalueren van de ademhalingsfunctie bij bewuste muizen met behulp van dubbelkamer-plethysmografie. Deze techniek is cruciaal voor ademhalingsonderzoek en geneesmiddelenontwikkeling.
Belangrijkste componenten van de studie
Wetenschappelijk vakgebied
- Respiratoir onderzoek
- Veiligheidsfarmacologie
- Geneesmiddelenontwikkeling
Achtergrond
- Dubbelkamer-plethysmografie maakt het mogelijk om de ademhalingsfunctie te beoordelen zonder anesthesie.
- De techniek behoudt de normale fysiologische toestand van het dier.
- Het levert betrouwbare gegevens over ademhalingspatronen en obstructie van de luchtwegen.
- Acclimatisatie van de dieren is essentieel voor de datakwaliteit.
Doel van de studie
- Om een gedetailleerd protocol te bieden voor de evaluatie van de respiratoire functie bij muizen.
- Om het begrip van respiratoire reacties onder verschillende condities te verbeteren.
- Om geneesmiddelentests en veiligheidsevaluaties te faciliteren.
Gebruikte methoden
- Kalibratie van het plethysmografie-systeem.
- Op een comfortabele manier fixeren van de dieren.
- Registratie van de baseline ademhalingspatronen.
- Toediening van teststoffen via aerosol.
Belangrijkste resultaten
- Stabiele respiratoire parameters werden gedurende opeenvolgende dagen geregistreerd.
- De reacties op methacholine werden beoordeeld bij controlemuizen en allergische muizen.
- Een toename van de luchtwegweerstand werd waargenomen bij stijgende doses methacholine.
- De gegevens toonden significante verschillen in responsiviteit tussen de groepen.
Conclusies
- Plethysmografie met twee kamers is effectief voor de beoordeling van de respiratoire functie.
- De methode levert betrouwbare gegevens voor zowel de basistoestand als de geprikkelde toestand.
- Het is geschikt voor het evalueren van drugseffecten in respiratoir onderzoek.
Veelgestelde vragen
Industriële relevantie voor het management
Het beoordelen van de respiratoire functie bij bewuste dieren is cruciaal voor preklinische veiligheidsfarmacologie en de ontwikkeling van respiratoire geneesmiddelen, waarbij het behoud van fysiologische relevantie het translationele vertrouwen verbetert. Plethysmografie met dubbele kamer maakt niet-invasieve, herhaalde metingen van ademhalingspatronen en luchtwegweerstand in onbeperkte, spontaan ademende muizen mogelijk, wat bijdraagt aan het mechanistische minimaliseren van risico's bij geïnhaleerde therapeutica. De techniek biedt kwantitatieve, reproduceerbare resultaten die aansluiten bij workflows van vroege ontdekking tot lead-optimalisatie door betrouwbare baseline- en challenge-responsgegevens te leveren zonder de verstorende invloed van anesthetica.
Strategische toepassingen in biofarmaceutisch R&D
Vroege Ontdekking & Targetvalidatie
- Wetenschappelijke waarde: Maakt het mogelijk om therapeutische hypothesen te onderzoeken met betrekking tot luchtwegreactiviteit en bronchoconstrictiepaden in ziektemodellen.
- Operationele waarde: Ondersteunt functionele targetvalidatie door fysiologische output te meten in bewuste dieren onder baseline- en uitdaagingscondities.
- Voorspellende waarde: Levert read-outs van de respiratoire functie die helpen bij het verminderen van risico's bij target-engagement en het werkingsmechanisme in vroege stadia van programma's.
Screening & Assayontwikkeling
- Klaarheid van de assay: Levert gestandaardiseerde, kwantitatieve parameters zoals specifieke luchtwegweerstand, teugvolume en minuutventilatie voor compound-screening.
- Reproduceerbaarheid: Maakt parallelle monitoring van meerdere dieren en herhaalde beoordelingen gedurende meerdere dagen mogelijk, wat de robuustheid van de assay verbetert.
- Schaalbaarheid: Compatibel met de toediening van gesofisteerde aerosolen, wat dosis-respons-profilering in de veiligheidsfarmacologie ondersteunt.
Translationeel & Preklinisch Onderzoek
- Relevantie voor ziektebeelden: Aantoonbaar nut in modellen van allergische ontsteking, waardoor evaluatie van genotype-fenotypecorrelaties bij luchtwegaandoeningen mogelijk wordt.
- Translationele continuïteit: Verbindt respiratoire fenotypen uit de ontdekkingsfase met preklinische validatie via consistente metingen zonder anesthesie.
- Risico-gecorrigeerde beslissingen: Faciliteert go/no-go-beoordelingen door de respons op bronchoconstrictieve middelen zoals methacholine in verschillende experimentele groepen te kwantificeren.
Integratie van Pipeline & Workflow
De methode past binnen het ontdekkingscontinuüm van targetvalidatie via lead-identificatie tot preklinische evaluatie, in het bijzonder voor respiratoire en inhalatie-therapeutische programma's die functionele respiratoire eindpunten vereisen.
- Discovery Biology: Ondersteunt hypothesetoetsing van mechanismen voor luchtwegobstructie en pathway-modulatie in genetische modellen of ziektestudies.
- Screening: Maakt assay-standaardisatie en reproduceerbare kwantificering van respiratoire parameters mogelijk voor de beoordeling van het effect van verbindingen.
- Analytics: Biedt per ademteug berekende parameters, waaronder specifieke luchtwegweerstand en flow-metrieken voor vergelijkende conditieanalyse.
- Translationeel Onderzoek: Behoudt de fysiologische continuïteit van in vivo discovery naar preklinische studies door anesthetische artefacten te vermijden.
- Enterprise Hergebruik: Fungeert als een herbruikbaar platform voor longitudinale respiratoire monitoring over meerdere studies en series van verbindingen.
Operationele & Bedrijfsimpact
- Wetenschappelijke waarde: Verhoogt het voorspellend vertrouwen door fysiologisch relevante respiratoire gegevens te leveren in bewuste, onbeperkte dieren.
- Operationele waarde: Garandeert standaardisatie, reproduceerbaarheid en minimale procedurele bias door acclimatisatie en controle van de biasflow.
- Strategische waarde: Verbetert de go/no-go besluitvorming door fout-positieven als gevolg van anesthetische of stress-geïnduceerde respiratoire artefacten te verminderen.
- Impact op portfolio: Maakt risico-gecorrigeerde prioritering van respiratoire verbindingen mogelijk op basis van gevalideerde, reproduceerbare metingen van de luchtwegweerstand.
Overwegingen bij de implementatie
- Vereist expertise in dierbehandeling, het gebruik van fixatiehulpmiddelen en de bediening van een plethysmografiesysteem.
- Is afhankelijk van gekalibreerde instrumentatie, bias-stroomgeneratoren en vernevelingssystemen voor de toediening van aerosolen.
- Vraagt om standaardisatie van acclimatisatieprotocollen en omgevingscontroles tussen teams om datavariabiliteit te minimaliseren.
- Omvat overwegingen voor aanpassing tussen muizenstammen en ziektemodellen, zoals aangetoond in BALB/c en C57BL/6 achtergronden.
- Wordt beperkt door potentiële haarlekkages en de integriteit van de kamerafdichting, wat kan worden beperkt door een juiste acclimatisatie van de dieren en rustige experimentele omstandigheden.
