Name: Meting van insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde volwassen skeletspieren van muizen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 1 s
Description: Leer glucoseopname meten in geïsoleerde muisspieren via ex vivo incubatie. Deze methode evalueert insuline- en contractie-gestimuleerde opname in soleus en EDL spieren voor metabool onderzoek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit werk werd ondersteund door subsidies van de Deense Raad voor Onafhankelijk Onderzoek - Medische Wetenschappen (FSS8020-00288B) en de Novo Nordisk Foundation (NNF160C0023046). Dit werk werd ook ondersteund door een onderzoekssubsidie aan Rasmus Kjøbsted van de Deense Diabetes Academie, die wordt gefinancierd door de Novo Nordisk Foundation, subsidienummer NNF17SA0031406. De auteurs willen Karina Olsen, Betina Bolmgren en Irene Bech Nielsen (Department of Nutrition, Exercise and Sports, Faculty of Science, University of Copenhagen) bedanken voor hun bekwame technische assistentie.

De auteurs hebben niets te onthullen

Intacte regulatie van glucoseopname in skeletspieren is belangrijk voor het behoud van de algehele gezondheid1. Onderzoek naar spierglucoseopname dient dus vaak als een primaire uitlezing bij het evalueren van verschillende gezondheidsveranderende interventies. Hier beschrijven we een ex vivo methode voor het meten van glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde soleus- en EDL-spieren van muizen als reactie op insuline en elektrisch geïnduceerde contracties. De methode is snel en betrouwbaar en m...

Skeletspieren bezitten het vermogen om grote hoeveelheden glucose uit de extracellulaire ruimte te extraheren als reactie op insuline en lichaamsbeweging. Dit helpt om de glucosehomeostase van het hele lichaam te behouden en stelt de glucosetoevoer veilig in tijden van hoge energievraag. Aangezien intacte regulatie van de glucoseopname van de skeletspier belangrijk is gebleken voor de algehele gezondheid en fysieke prestaties 1,2, hebben metingen van spierglucoseopname tijdens verschillende aandoeningen veel aandacht gekregen. Bij mens en dier is de hyperinsulinemisch-euglycemische klem gebruikt als de gouden standaardtechniek om de insulinegevoeligheid in vivo te beoordelen 3,4. In tegenstelling tot bevindingen verkregen uit een orale glucosetolerantietest, vereist de hyperinsulinemisch-euglycemische klemtechniek geen intacte gastro-intestinale functie of insulinesecretie uit de pancreas en maakt het dus mogelijk insulineresponsen te vergelijken tussen proefpersonen die variaties vertonen in gastro-intestinale en / of pancreasfunctie. Metingen van spierglucoseopname in vivo tijdens inspanning bij mensen zijn vaak uitgevoerd sinds de jaren 19605. Eerst door het gebruik van arterioveneuze balanstechnieken6 en later door het gebruik van positronemissietomografie (PET) beeldvorming in combinatie met een positron emitterende glucose analoog bijv. 18F-Fluoro-deoxy-glucose7. Bij knaagdieren wordt de door inspanning gestimuleerde spierglucoseopname in vivo meestal uitgevoerd door het gebruik van radioactieve of stabiele isotoop-gelabelde glucoseanalogen 8,9,10.
Een aanvullende methode voor het meten van spierglucoseopname in vivo, is het isoleren en incuberen van kleine spieren van knaagdieren en vervolgens de glucoseopname te meten met behulp van radioactieve of stabiele isotoop-gelabelde glucoseanalogen 11,12,13. Deze methode maakt een nauwkeurige en betrouwbare kwantificering van glucoseopnamesnelheden in volwassen skeletspieren mogelijk en kan worden uitgevoerd in de aanwezigheid van verschillende insulineconcentraties en tijdens contractie opgewekt door elektrische stimulatie. Wat nog belangrijker is, metingen van glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde skeletspieren zijn van belang bij het onderzoeken van het spierstofwisselingsfenotype van muizen die verschillende interventies hebben ondergaan (bijv. Voeding, fysieke activiteit, infectie, therapeutica). Het geïsoleerde skeletspiermodel is ook een geschikt hulpmiddel voor farmacologische samengestelde tests die de glucoseopname op zich kunnen beïnvloeden en/of de insulinegevoeligheid kunnen wijzigen12,14. Op deze manier kan de werkzaamheid van verbindingen die zijn ontworpen om het spierglucosemetabolisme te reguleren, worden getest en geëvalueerd in een zeer gecontroleerde omgeving voordat vervolgens in vivo wordt getest in preklinische diermodellen.
Onder sommige omstandigheden kan metabole levensvatbaarheid een uitdaging vormen in het geïsoleerde en geïncubeerde skeletspiermodelsysteem. Het ontbreken van een bloedsomloop in de geïncubeerde spieren brengt immers met zich mee dat de afgifte van substraten (bijv. zuurstof en voedingsstoffen) volledig afhankelijk is van eenvoudige diffusie tussen de spiervezels en de omgeving. In dit verband is het van belang dat de geïncubeerde spieren klein en dun zijn en dus minder een barrière vormen voor zuurstofdiffusie tijdens incubatie15. Vooral tijdens langdurige incubaties gedurende enkele uren kunnen hypoxische toestanden zich ontwikkelen als gevolg van onvoldoende zuurstoftoevoer, wat resulteert in uitputting van spierenergie15. Hoewel verschillende markers van metabole levensvatbaarheid in geïncubeerde rattenspier eerder zijn gemeld naast de identificatie van belangrijke variabelen die helpen om de levensvatbaarheid van de rattenspier te behouden15, is een uitgebreide evaluatie van de metabole levensvatbaarheid in kleine geïncubeerde muisspieren nog steeds gerechtvaardigd. Daarom is het glycogeengehalte momenteel voornamelijk gebruikt als een marker van metabole levensvatbaarheid in geïncubeerde muizenskeletspieren16,17.
Hier beschrijven we een gedetailleerd protocol om basale, insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname te meten in geïsoleerde en geïncubeerde soleus- en EDL-spieren van muizen met behulp van radioactief gelabelde [3H] 2-deoxy-D-glucose en [14C] mannitol als extracellulaire marker. In de huidige studie werd de glucoseopname gemeten gedurende een periode van 10 minuten en de methode wordt gepresenteerd met behulp van submaximaal en maximaal effectieve insulineconcentraties en een enkel contractieprotocol. De hierin beschreven protocollen kunnen echter gemakkelijk worden gewijzigd met betrekking tot incubatietijd, insulinedosering en elektrisch stimulatieprotocol. Verder bieden we een grondige karakterisering van verschillende markers van metabole levensvatbaarheid in geïncubeerde soleus- en EDL-muizenspier. De resultaten geven aan dat glucosesuppletie aan de incubatiebuffer essentieel is om de metabole levensvatbaarheid van de geïncubeerde spieren gedurende 1 uur te behouden.

<table><tbody><tr><td>[14C]D-mannitol</td><td>American Radiolabeled Chemicals, Inc.</td><td>ARC 0127</td><td></td></tr><tr><td>[3H]2-deoxy-D-glucose&nbsp;</td><td>American Radiolabeled Chemicals, Inc.</td><td>ART 0103A</td><td></td></tr><tr><td>2-Deoxy-D-glucose</td><td>Sigma</td><td>D8375</td><td></td></tr><tr><td>4-0 USP niet-steriele chirurgische nylon hechtdraad</td><td>Harvard Apparatus</td><td>51-7698</td><td></td></tr><tr><td>Streptavidine/HRP (Conjugaat)</td><td>DAKO</td><td>P0397</td><td>Wordt gebruikt voor het detecteren van ACC-eiwit</td></tr><tr><td>Akt2 antilichaam</td><td>Cell Signaling</td><td>3063</td><td></td></tr><tr><td>AMPK&alpha;2 antilichaam</td><td>Santa Cruz</td><td>SC-19131</td><td></td></tr><tr><td>aprotinine</td><td>Sigma</td><td>A1153</td><td></td></tr><tr><td>benzamidine</td><td>Sigma</td><td>B6505</td><td></td></tr><tr><td>Bovine serum albumine (BSA)</td><td>Sigma</td><td>A7030</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Merck</td><td>1020831000</td><td></td></tr><tr><td>Kalibratiekit (kracht)</td><td>Danish Myo Technology A/S</td><td>300041</td><td></td></tr><tr><td>Chemiluminescentie</td><td>Millipore</td><td>WBLUF0500</td><td></td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Merck</td><td>1084180100</td><td></td></tr><tr><td>D-Mannitol</td><td>Sigma</td><td>M4125</td><td></td></tr><tr><td>Dataverzamelprogramma</td><td>National Instruments</td><td>LabVIEW software versie 7.1</td><td></td></tr><tr><td>Dialyseslang</td><td>Visking</td><td>DTV.12000.09 Maat Nr.9</td><td></td></tr><tr><td>Digitaal beeldvormingssysteem</td><td>BioRad</td><td>ChemiDoc MP</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma EDS</td><td>E9884</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>Elektrische pulsstimulator</td><td>Digitimer</td><td>D330 MultiStim-systeem</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Sigma</td><td>G7757</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H7637</td><td></td></tr><tr><td>IGEPAL CA-630&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>I8896</td><td></td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Novo Nordisk</td><td>Actrapid, 100 IE/mL</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Merck</td><td>1049361000</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Merck</td><td>104873025</td><td></td></tr><tr><td>leupeptine</td><td>Sigma</td><td>L2884</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Merck</td><td>1058860500</td><td></td></tr><tr><td>Spierstrip myograph-systeem</td><td>Danish Myo Technology A/S</td><td>Model 820MS</td><td></td></tr><tr><td>Na-Orthovanadate</td><td>Sigma</td><td>S6508</td><td></td></tr><tr><td>Na-Pyrofosfaat</td><td>Sigma</td><td>221368</td><td></td></tr><tr><td>Na-Pyrovahnaat</td><td>Sigma</td><td>P2256</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Merck</td><td>106041000</td><td></td></tr><tr><td>NaF</td><td>Sigma</td><td>S1504</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>VWR</td><td>27778260</td><td></td></tr><tr><td>pACC Ser212 antilichaam</td><td>Cell Signaling</td><td>3661</td><td></td></tr><tr><td>pAkt Thr308 antilichaam</td><td>Cell Signaling</td><td>9275</td><td></td></tr><tr><td>pAMPK Thr172 antilichaam</td><td>Cell Signaling</td><td>2531</td><td></td></tr><tr><td>fenylmethylsulfonylfluoride</td><td>Sigma</td><td>P7626</td><td></td></tr><tr><td>Platinum elektroden</td><td>Danish Myo Technology A/S</td><td>300145</td><td></td></tr><tr><td>pTBC1D4 Ser588 antilichaam</td><td>Cell Signaling</td><td>8730</td><td></td></tr><tr><td>Scintillatieteller</td><td>Perkin Elmer</td><td>Tri-Carb-2910TR</td><td></td></tr><tr><td>Scintillatievloeistof&nbsp;</td><td>Perkin Elmer</td><td>6013329</td><td></td></tr><tr><td>Statistische analysesoftware</td><td>Systat</td><td>SigmaPlot versie 14</td><td></td></tr><tr><td>TBC1D4 antilichaam</td><td>Abcam</td><td>ab189890</td><td></td></tr><tr><td>TissueLyser II&nbsp;</td><td>Qiagen</td><td>85300</td><td></td></tr><tr><td>Ultrapuur water</td><td>Merck</td><td>Milli-Q Reference A+ System</td><td></td></tr><tr><td>&beta;-glycerofosfaat</td><td>Sigma</td><td>G9422</td><td></td></tr></tbody></table>

meting van insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde volwassen skeletspieren van muizen

Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice

Skeletspieren zijn een insuline-responsief weefsel en nemen meestal het grootste deel van de glucose op die na een maaltijd in het bloed komt. Bovendien is gemeld dat skeletspieren de extractie van glucose uit het bloed tijdens inspanning tot 50-voudig kunnen verhogen in vergelijking met rustomstandigheden. De toename van de opname van spierglucose tijdens inspanning en insulinestimulatie is afhankelijk van de translocatie van glucosetransporter 4 (GLUT4) van intracellulaire compartimenten naar het spierceloppervlakmembraan, evenals fosforylering van glucose naar glucose-6-fosfaat door hexokinase II. Isolatie en incubatie van muisspieren zoals m. soleus en m. extensor digitorum longus (EDL) is een geschikt ex vivo model om de effecten van insuline en elektrisch geïnduceerde contractie (een model voor lichaamsbeweging) op glucoseopname in volwassen skeletspieren te bestuderen. Het ex vivo-model maakt dus evaluatie van de gevoeligheid van spierinsuline mogelijk en maakt het mogelijk om de spierkrachtproductie tijdens contractie te matchen, wat zorgt voor een uniforme rekrutering van spiervezels tijdens metingen van spierglucoseopname. Bovendien is het beschreven model geschikt voor farmacologische samengestelde testen die van invloed kunnen zijn op de insulinegevoeligheid van de spieren of van hulp kunnen zijn bij het afbakenen van de regulerende complexiteit van de glucoseopname van de skeletspier.
Hier beschrijven en bieden we een gedetailleerd protocol over het meten van insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde soleus- en EDL-spierpreparaten van muizen met behulp van radioactief gelabelde [3H] 2-deoxy-D-glucose en [14C] mannitol als een extracellulaire marker. Dit maakt een nauwkeurige beoordeling van de glucoseopname in volwassen skeletspieren mogelijk in afwezigheid van verstorende factoren die het intacte diermodel kunnen verstoren. Bovendien geven we informatie over de metabole levensvatbaarheid van geïncubeerde muizenskeletspieren, wat suggereert dat de toegepaste methode onder bepaalde omstandigheden enkele kanttekeningen bevat bij het bestuderen van het spierenergiemetabolisme.

Zoals te zien is in figuur 2 waren de basale glucoseopnamesnelheden vergelijkbaar tussen geïsoleerde soleus- en EDL-spieren van vrouwelijke muizen. Dit is ook meerdere keren gemeld voor 12,13,19,20. De glucoseopname nam toe met ~ 0,8 en ~ 0,6 keer en bereikte 12 en 9 μmol / g eiwit / h in respectievelijk soleus- en EDL-spieren, als ...

Intacte regulatie van spierglucoseopname is belangrijk voor het behoud van glucosehomeostase van het hele lichaam. Dit protocol presenteert een beoordeling van insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde volwassen skeletspieren bij het afbakenen van de impact van verschillende fysiologische interventies op het glucosemetabolisme van het hele lichaam.

Meting van insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde volwassen skeletspieren van muizen

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been ...

Het ex vivo model is een nuttige methode voor het evalueren van de impact van verschillende fysiologische interventies en farmacologische verbindingen en spierglucose opname. Deze techniek maakt de nauwkeurige beoordeling van glucoseopname in geïsoleerde skeletspieren van muizen mogelijk in afwezigheid van verstorende factoren die een intact diermodel kunnen verstoren. Schakel voordat u aan een experiment begint het geïntegreerde spierstripsysteem in en verwarm de kamers tot 30 graden Celsius.Open de software voor gegevensverzameling en kalibreer de geforceerde transducers om vergelijkbaarheid tussen gegevenssets te garanderen. Voeg vier milliliter voorverwarmd basaal incubatiemedium van 30 graden Celsius toe aan elke incubatiekamer en zorg ervoor dat het medium continu van zuurstof wordt voorzien met 95% zuurstof en 5% koolstofdioxide. Plaats de muis in buikligging op een dissectielade en bevestig een gebrek aan reactie op de pedaalreflex.Pin vervolgens een enkele voorpoot vast met een naald. Gebruik een schaar om de huid van het onderbeen te verwijderen totdat zowel de achillespees als het kniegewricht zichtbaar zijn. Bevestig voor dissectie van de soleusspier een enkele hechtlus met een diameter van 0,4 centimeter, bereid uit een niet-absorbeerbaar chirurgisch nylon stuk hechtdraad van 16 centimeter aan de achillespees en bevestig peentangen aan de achillespees distaal aan de lus.Snijd om de soleus- en gastrocnemiusspieren van de poot los te maken en schuif de peentang voorzichtig over de muis om de soleusspier bloot te leggen. Pin de peentang vast en plaats een tweede hechtlus rond de proximale pees van de soleusspier. Snijd de proximale pees door en ontleed de soleus inclusief de twee aangehechte hechtlussen vrij van de gastrocnemiusspier.Gebruik bij het verzamelen de lussen om de soleusspier snel aan de respectievelijke haken in een van de incubatiekamers te bevestigen. Gebruik een tang om de fascia te verwijderen die de tibialis anterieure spier bedekt. De distale pezen van de tibialis anterieure of EDL-spieren moeten helder wit, zichtbaar en van elkaar gescheiden zijn.Snijd de destille pees van de tibialis anterieure spier en ontleed de spier. Gebruik een tang om de EDL-spier voorzichtig te bevrijden van de omliggende weefsels, waardoor de spier intact blijft zonder de pezen door te snijden. Plaats individuele hechtlussen rond de destillerende en proximale EDL-pezen.Wanneer de lussen zijn geplaatst, knipt u de pezen door om de EDL-spier los te maken met de hechtlussen bevestigd en bevestigt u de lussen snel aan de haken in de tweede incubatiekamer. Pas vervolgens de rustspanning van elke spier aan tot ongeveer vijf millinewton en laat de spieren gedurende ten minste 10 minuten in het medium balanceren voordat het experiment wordt gestart. Om de insuline gestimuleerde glucoseopname te meten, vervangt u het basale incubatiemedium in de kamers door het incubatiemedium zonder insuline, een submaximaal effectieve insulineconcentratie of een maximaal effectieve insulineconcentratie gedurende een incubatie van 20 minuten.Vervang aan het einde van de stimulatieperiode het incubatiemedium door het glucoseopname-incubatiemedium met een identieke insulineconcentratie gedurende een incubatie van 10 minuten. Verwijder aan het einde van de glucoseopname-incubatie voorzichtig de spieren uit de incubatiekamers en was de monsters in ijskoud basaal incubatiemedium. Droog na de wassing de spieren snel op filterpapier en vries het weefsel in zonder de hechtlussen in vloeibare stikstof.Verzamel vervolgens 100 microliter van het glucoseopname-incubatiemedium uit elke kamer voor 20 graden celsius opslag en spierglucoseopnameanalyse. Om de contractie gestimuleerde glucoseopname te meten, plaatst u platina-elektroden centraal en aan beide zijden van de spieren in de incubatiekamers en start u spiercontractie onmiddellijk na vervanging van het basale incubatiemedium door glucose-opname-incubatiemedium. Noteer de geforceerde productie van elke geïncubeerde spier.Na 10 minuten verzamelt en bevriest u voorzichtig de spieren zoals aangetoond, waarbij 100 microliter aliquots van het glucoseopname-incubatiemedium uit elke kamer worden opgeslagen voor analyse van de spierglucoseopname zoals aangetoond. Om de myocellulaire signalering te bepalen door western blotting-analyse in dezelfde set spiermonsters, homogeniseert u elk bevroren spiermonster in 400 microliter ijskoude homogenisatiebuffer en roteert u het monster uiteinde over het uiteinde gedurende één uur bij vier graden Celsius. Verzamel vervolgens de licate door centrifugalisatie en meet de hoeveelheid eiwit van belang binnen elk monsterpallet volgens standaard western blot-analyseprotocollen.Om de glucoseopname in elk monster te meten, voegt u 150 microliter supernatant uit elk monster en 25 microliter glucose-opname-incubatiemedium uit de overeenkomstige incubatiekamers toe om injectieflacons met vloeibare scintillatie te scheiden die drie milliliter vloeibare scintillatievloeistof per injectieflacon bevatten. Laad vervolgens de injectieflacons op een vloeibare scintillatieteller en meet de radioactiviteit van twee deoxyglucose en mannitol volgens de richtlijnen van de fabrikant. In deze representatieve analyse waren de basale glucoseopnamesnelheden vergelijkbaar tussen soleus- en EDL-spieren geïsoleerd van vrouwelijke muizen.De glucoseopname nam toe in soleus- en EDL-spieren als reactie op zowel submaximale als maximaal effectieve insulineconcentraties. Bovendien waren zowel submaximale als maximale insuline gestimuleerde glucoseopnames significant hoger in de soleusspier. Daarentegen was de door contractie geïnduceerde glucoseopname significant hoger in de EDL in vergelijking met de soleusspier.Hier kan de maximale spierkracht worden waargenomen die tijdens de stimulatieperiode van 10 minuten in soleus- en EDL-spieren wordt geproduceerd. Zoals verwacht genereerde de EDL-spier meer kracht tijdens het eerste deel van de stimulatieperiode, gevolgd door een snelle afname later in de stimulatieperiode. Submaximale en maximale insulineconcentraties veroorzaakten een toename van de fosforylering van Akt threonine 308 en TBC1D4 Serine 588, terwijl contractie een toename van de fosforylering van AMPK Alpha threonine 172 en ACC serine 212 veroorzaakte.Noch insuline, noch contractie leidde tot een verandering in het totale eiwitgehalte. Voordat u probeert de glucoseopname in geïsoleerde muisspieren te meten, is het van vitaal belang om de dissectie van de soleus- en EDL-spieren grondig te oefenen. Na de beoordeling van de spierglucoseopname kan het resterende spiereiwitlysaat worden gebruikt voor aanvullende biochemische analyse die de waargenomen veranderingen in glucoseopnamesnelheden kan ophelderen.

measurement-insulin-contraction-stimulated-glucose-uptake-isolated

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dit protocol beschrijft een snelle techniek om de translocatie van GLUT4 kwantificeren van het cytoplasma naar de plasmamembraan van de cellen door flowcytometrie.

Kwantitatieve meting van GLUT4 translocatie naar de plasmamembraan door middel van flowcytometrie

De hyperinsulinemische-euglycemic clamp, of insuline klem, is de gouden standaard voor het beoordelen van de werking van...

Hyperinsulinemische-euglycemic Klemmen in Bewust, ongeremde Muizen

Het testen in vitro β-celfunctie met geïsoleerde eilandjes van Langerhans muis is een belangrijke component in de studie van diabetes pathofysiologie en therapie. Terwijl veel downstream applicaties beschikbaar zijn, dit protocol beschrijft specifiek de meting van intracellulaire cyclische adenosine monofosfaat (cAMP) als een essentiële parameter bepalen van β-cel functie.

Een methode voor muis eilandjes van Langerhans Isolatie en intracellulaire cAMP Bepaling

Murine linker ventriculaire papillaire spier kan worden gebruikt voor cardiale contractiliteit in vitro onderzoeken. Dit artikel beschrijft in detail de isolatie en experimentele protocollen cardiale contractiele kenmerken te bestuderen.

Samentrekbaarheid Metingen op Geïsoleerde papillairspieren voor onderzoek naar Cardiac inotropie in Muizen

Insuline-geïnduceerde vasodilatatie regelt spier perfusie en verhoogt de Microvasculaire oppervlakte (microvasculaire werving) beschikbaar voor opgeloste uitwisseling tussen bloed en weefsel interstitium. Gecombineerde intravital microscopie en contrast-enhanced Ultrasonografie is bedoeld om te beoordelen gelijktijdig insuline de actie op de grotere schepen en de microcirculatie in vivo.

Gecombineerde Intravital microscopie en Contrast-enhanced Ultrasonografie van het stuk van de muis om te bestuderen van de insuline-geïnduceerde vasodilatatie en spier perfusie

Deze studie beschrijft een protocol dat 18F-FDG en positronemissietomografie/computertomografie (PET/CT) beeldvorming, samen met kinetiekmodellering, gebruikt om de in vivo, real-time opname van 18F-FDG in weefsels te kwantificeren.

Het bepalen van glucosemetabolisme Kinetics Met behulp<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG Micro-PET / CT

Bij deze werkwijze worden humane primaire spiercellen in vitro gekweekt om gedifferentieerde myotubes te verkrijgen en de opname van glucose wordt gemeten. Wij bieden een gedetailleerd protocol om de tarieven in basale en insuline gestimuleerde staten te kwantificeren met radioactief gemerkte [3H] 2-deoxy-D-glucose.

Glucoseopname-meting en respons op insuline stimulatie in<em&gt; In Vitro</em&gt; Cultured Human Primary Myotubes

Extracellulaire depletie van fluorescerend gelabelde glucose correleert met glucoseopname en kan worden gebruikt voor high-throughput screening van glucoseopname in weggesneden organen en celculturen.

Extracellulaire glucosedepletie als een indirecte maat voor glucoseopname in cellen en weefsels Ex Vivo

Een hyperglykemische klem wordt gebruikt voor het meten van de insulineafgifte bij een aangehouden hogere bloedglucoseconcentratie. Een hypoglykemische klem is voor het meten van de glucoseproductie die wordt geïnduceerd door tegenregulerende reacties. Beide methoden maken gebruik van dezelfde chirurgische ingreep. Hier presenteren we een klemtechniek om het systemische glucosemetabolisme te beoordelen.

Hyperglykemische klem en hypoglykemische klem bij bewuste muizen

Hier geven we details over het uitvoeren van glucose-gestimuleerde insulinesecretie (GSIS) via perfusie door het vaatstelsel van de muizen met een intacte alvleesklier als een aanvullende techniek om de endocriene pancreasfunctie te beoordelen met vermindering van mogelijke confounders.

Glucose-gestimuleerde insulinesecretie via perfusie door het vaatstelsel van muizen met een intacte alvleesklier

Leer glucoseopname meten in geïsoleerde muisspieren via ex vivo incubatie. Deze methode evalueert insuline- en contractie-gestimuleerde opname in soleus en EDL spieren voor metabool onderzoek.

Meting van insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde volwassen skeletspieren van muizen (Video) | JoVE Journal

Meting van insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde volwassen skeletspieren van muizen

Meer video's verkennen