Name: Real-time beoordeling van ruggenmergmicroperfusie in een varkensmodel van ischemie / reperfusie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-12-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: Leer een reproduceerbare methode voor real-time beoordeling van ruggenmergmicrocirculatie bij een varkensmodel. Deze minimaal invasieve techniek evalueert therapeutische benaderingen onder ischemie/reperfusie-omstandigheden effectief.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs willen graag Lena Brix, V.M.D, Institute of Animal Research, Hannover Medical School, evenals mevrouw Jutta Dammann, Facility of Research Animal Care, Universitair Medisch Centrum Hamburg-Eppendorf, Duitsland, bedanken voor het bieden van pre- en perioperatieve dierverzorging en hun technische assistentie bij het hanteren van dieren. De auteurs willen verder Dr. Daniel Manzoni, afdeling Vaatchirurgie, Hôpital Kirchberg, Luxemburg, bedanken voor zijn technische bijstand.

De studie werd goedgekeurd door de Regeringscommissie voor de verzorging en het gebruik van dieren van de stad Hamburg (referentienummer 60/17). De dieren kregen zorg in overeenstemming met de 'Guide for the Care and Use of Laboratory Animals' (NIH-publicatie nr. 86-23, herzien 2011) en felasa-aanbevelingen en experimenten werden uitgevoerd volgens de ARRIVE-richtlijnen24,25. Deze studie was een acute proef en alle dieren werden aan het einde van het protocol geëuthanaseerd.
OPMERKING: Het onderzoek werd uitgevoerd bij zes drie maanden oude mannelijke en vrouwelijke varkens (German Landrace) met een gewicht van ongeveer 40 kg. De dieren werden ten minste 7 dagen voorafgaand aan de experimenten naar de dierenverzorgcentra gebracht en werden gehuisvest in overeenstemming met de aanbevelingen voor dierenwelzijn. Dieren kregen voedsel en water ad libitum en hun gezondheidstoestand werd regelmatig beoordeeld door de verantwoordelijke dierenarts. Voorafgaand aan de experimenten werd een vastentijd van 12 uur aangehouden. De gehele experimentele procedure en behandeling van de dieren werd begeleid door de verantwoordelijke dierenarts.
1. Anesthesie inductie en onderhoud van anesthesie
<ol><li>Voor anesthesie-inductie en onderhoud van anesthesie, premedicatie van de dieren en verdoof ze diep met behulp van een intramusculaire injectie gevolgd door intraveneuze injecties, indien nodig, om endotracheale intubatie uit te voeren. Induceer en onderhoud daarna anesthesie door een combinatie van een vluchtig anesthesiemiddel te gebruiken met een continue opioïde toepassing aangevuld met een extra opioïde bolusinjectie.</li>
	<li>Voer intramusculaire injecties uit van ketamine 20 mg kg-1,azaperon 4 mg·kg-1en midazolam 0,1 mg·kg-1 voor premedicatie en sedatie.</li>
	<li>Plaats een veneuze katheter in een oorader, zorg voor de juiste fixatie en beoordeel de functionaliteit door snel 10 ml zoutoplossing aan te brengen.</li>
	<li>Leg het dier in rugligging op een verwarmende deken om warmteverlies te voorkomen.</li>
	<li>Stel basismonitoring in met elektrocardiografie (ECG) en pulsoximetrie om de cardio-pulmonale toestand van de dieren te bewaken en sluit deze aan op de basisbewakingshardware.</li>
	<li>Dien 15 L·min-1 zuurstof toe via een varkensvormig masker voor preoxygenatie.</li>
	<li>Injecteer intraveneuze boli van 0,1 mg kg-1 van 1% propofol, indien nodig, en voer endotracheale intubatie uit.</li>
	<li>Zorg voor de juiste plaatsing met eindgetijdencapnografie en auscultatie, dien 0,1 mg •kg-1 pancuronium toe en zorg voor een goede fixatie van de endotracheale buis.</li>
	<li>Stel volumegestuurde ventilatie in met behulp van getijdenvolumes van 10 ml kg-1 lichaamsgewicht-1,een positieve eind-expiratoire druk van 10 cmH2O en een fractie geïnspireerde zuurstof (FiO2)van 0,3 met behulp van het anesthesieapparaat. Pas de ventilatorfrequentie aan om een eind-expiratoire kooldioxidespanning (etCO2) van 35-45 mmHg te handhaven.</li>
	<li>Introduceer een maagsonde, zuigkracht van maagvloeistoffen, bevestig de buis op de juiste manier en sluit deze aan op een opvangzak. Sluit de ogen van het dier zorgvuldig om uitdroging van de ogen tijdens de anesthesie te voorkomen.</li>
	<li>Behoud de anesthesie door continue infusie van fentanyl (10 μg·kg-1·h-1) en sevofluraan (3,0% verlopen concentratie, geleverd door de damp). Zorg voor een adequaat niveau van anesthesie door zorgvuldige observatie van vitale functies en beademingsparameters, evenals door afwezigheid van bewegingen tijdens het hele protocol, met speciale aandacht voor de fasen van chirurgische stimulus. Geef extra bolusdosis fentanyl (50 μg) als er aanwijzingen zijn voor pijn of angst. OPMERKING: Zorg voor de aanwezigheid van onderzoekers die ervaring hebben met dierenanesthesie tijdens de hele procedure en gebruik toezicht door een ervaren dierenarts om de juiste anesthesie te garanderen.</li>
	<li>Dien een infusiesnelheid bij aanvang toe van 10 ml kg-1·h-1 gebalanceerde kristalloïden om vochtverliezen te compenseren tijdens anesthesie, chirurgische voorbereiding en uitvoering van het experimentele protocol. Gebruik een vloeistofwarmer om warmteverlies te voorkomen.</li>
	<li>Reinig de huid van het varken voorzichtig met zeepwater. Gebruik een huiddesinfectieoplossing die povidon-jodium bevat om huidverontreiniging te verminderen. Gebruik steriele handschoenen voor chirurgische preparaten. Breng 300 mg clindamycine aan als antimicrobiële profylaxe en herhaal de dosering na 6 uur.</li>
</ol>2. Plaatsing van de sonde
<ol><li>Plaats het dier in de rechter zijwaartse positie en buig de rug van het dier om de ruimte tussen de wervels te verbreden.</li>
	<li>Stel het paravertebrale gebied operatief bloot voor de bereiding van processus spinosus en wervelbogen(figuur 1A).</li>
	<li>Plaats een vasculaire 14 G perifere aderkatheter paramediaan in het ruggenmerg ter hoogte van de thoracale wervel (Th) 13/14 of lumbale wervel (L) 1/2 tussen twee wervelbogen (Figuur 1B).</li>
	<li>Verwijder de naald, plaats de laser/Doppler naaldsonde over de aderkatheter(figuur 1C)en test de signaalkwaliteit door verbinding met de aangewezen hard- en software. Zorg voor een stabiel signaal met matige pulsatiliteit.</li>
	<li>Bevestig de sonde zorgvuldig met hechtingen(figuur 1D)en gebruik vulling om ontwrichting of knikken van de sonde te voorkomen.</li>
	<li>Voor percutane plaatsing van cerebrospinale vloeistofdrainage voor het meten en regelen van de hersendruk, identificeert u het niveau van L 4/5 of L 5/6, prikt u de huid en de onderhuidse ruimte door met de inleidende naald en verwijdert u de inlegnaald.</li>
	<li>Plaats een met zoutoplossing gevulde spuit op de naald en breng de naald voorzichtig met constante druk op de met vloeistof gevulde spuit.</li>
	<li>Zodra een verlies van weerstand wordt gevoeld als bewijs voor de epidurale positie, introduceert u de inlegnaald opnieuw en introduceert u de naald 2-3 mm verder om de dura mater te doorboren en de inlegnaald te verwijderen.</li>
	<li>Controleer de intrathecale positie door snel heldere vloeistof te druppelen. Breng de afvoer tot 20 cm diepte aan, bevestig de Luer-lock adapter en controleer de positie door zorgvuldige aspiratie van vloeistof.</li>
	<li>Bevestig de drainage zorgvuldig met hechtingen en sluit deze aan op het cerebrospinale vloeistofafvoersysteem.</li>
	<li>Leg de schedel achter het linkeroor bloot en voer voorzichtig een boorgattrepanatie van de huid uit met behulp van een boorbevestiging van 6 mm.</li>
	<li>Introduceer een tweede laser doppler sonde rechtstreeks in de hersenen. Bevestig de sonde zorgvuldig met hechtingen en test de signaalkwaliteit door verbinding met aangewezen hard- en software. Nogmaals, zorg ervoor dat er een stabiel signaal is met matige pulsatiliteit.</li>
	<li>Koppel alle sondes los, plaats het dier voorzichtig in rugligging en zorg voor een onaangetaste sondepositie. Zorg ervoor dat ten minste 4-5 onderzoekers deze manoeuvre uitvoeren.</li>
	<li>Sluit de sondes opnieuw aan en controleer de signaalkwaliteit opnieuw.</li>
	<li>Sluit de uitgangskanalen van de laser-Doppler hardware aan op de versterker en synchrone acquisitie hardware en software om bovendien laser/Doppler Flux gelijktijdig op te nemen met macrohemodynamische signalen.</li>
	<li>Kalibreer flux volgens eenheid (PU) met 2-puntskalibratie.<ol>
<li>Druk op Enter om het menu te openen en selecteer de instelling voor analoge uitvoer.
</li>
		<li>Gebruik de weergegeven conversiefactor (5,0 V = 1000 PU) om Flux te kalibreren met 2-puntskalibratie voor gebruik met de synchrone acquisitiesoftware.</li>
		<li>Selecteer Terug om terug te keren naar het vorige menu en selecteer Meting om door te gaan met meten.</li>
		<li>Open de synchrone acquisitiesoftware. Selecteer nul alle ingangen in het menu Setup. Sluit alle ingangen aan op de gebruikte apparaten en sondes.</li>
		<li>Voer 2-puntskalibratie voor Flux uit door op het vervolgkeuzemenu van het Flux-kanaalte klikken. Selecteer 2-puntskalibratie. Stel eenhedenconversie in op aan en selecteer BPU als eenheden. Stel voor punt 1 0 V in op 0 BPU. Stel voor punt 2 5,0 V in op 1000 BPU. Selecteer seteenheden voor alle en nieuwe gegevens. Druk op OK om het menu te sluiten.</li>
	</ol></li>
	<li>Start continue cerebrospinale vloeistofdrainage met een doeldruk van 10 mmHg en drainagevolume van 20 ml h-1.</li>
</ol>3. Katheter plaatsen
<ol><li>Leg beide dijbeenslagaders bloot.</li>
	<li>Ligging het distale deel van de rechter femurslagader, sluit tijdelijk het proximale lumen van de slagader af met behulp van een vaatlus, voer een 2 mm snede van het vat uit met behulp van een Potts 'schaar en introduceer de geleidingsdraad.</li>
	<li>Introduceer de geleidingsdraad verder, zorg voor weerstandsvrij inbrengen en vermijd knikken van de draad; breng de katheter over de draad.</li>
	<li>Bevestig de katheter met hechtingen.</li>
	<li>Zorg voor de juiste positie door aspiratie van arterieel bloed geverifieerd met bloedgasanalyse en arteriële signaalmeting na de juiste aansluiting op de bloeddruk en trans-cardiopulmonale monitoring hard- en software.</li>
	<li>Plaats een flow-probe van 5 mm op de linker femorale slagader en test de signaalkwaliteit door aansluiting op de flowmeter.</li>
	<li>Sluit beide liezen met hechtingen.</li>
	<li>Leg de rechter halsslagader en de rechter interne halsader bloot voor het plaatsen van 8 Fr. inleidende omhulsels.</li>
	<li>Ga voor het plaatsen van de katheter op dezelfde manier te werk als beschreven in 3.2-3.4.</li>
	<li>Sluit het zijlumen van de halsslagaderinleidende mantel aan op de basisdrukbewakings- en pulmonale thermoverdunningshardware voor arteriële drukmeting.</li>
	<li>Introduceer een drukpuntkatheter in de oplopende aorta en controleer de positie door verbinding met de versterker en synchrone acquisitie hard- en software.</li>
	<li>Plaats een Swan-Ganz longslagaderkatheter via de veneuze schede in de longslagader door de ballon op te blazen met lucht op 20 cm diepte en voorzichtig in te brengen totdat een wigdruk wordt gezien in de hemodynamische curve. Laat de ballon leeglopen en trek de katheter 2 cm naar achteren. Zorg voor een bevredigende signaalkwaliteit van de pulmonale slagaderdruk. Sluit de thermistors aan op basisdrukbewaking en pulmonale thermoverdunningshardware.</li>
	<li>Gebruik sonografische begeleiding voor percutane plaatsing van een 12 Fr. 5-Lumen centrale veneuze katheter voor toediening van geneesmiddelen en centrale veneuze drukmeting in de externe rechter halsader. Gebruik de 6-stappenbenadering voor echografische plaatsing38
</li>
	<li>Sluit het distale lumen van de katheter aan op de bloeddruk en trans-cardiopulmonale monitoring hard- en software. Schakel alle geneesmiddelen en infusies over naar de centraal veneuze katheter. Gebruik verschillende lumen voor pijnstillers, vloeistoffen en catecholaminen en spaar het grote lumen voor toediening van colloïden tijdens volumebelastingsstappen.</li>
</ol>4. Chirurgische voorbereiding
<ol><li>Voer een mini-laparotomie uit, mobiliseer de blaas, breng een foleykatheter in voor urinedrainage, blaas de ballon op met zoutoplossing en bevestig de katheter met zakjesnaden.</li>
	<li>Sluit de katheter aan op een urineopvangzak met de hoeveelheid urine in ml.</li>
	<li>Verhoog de FiO2 tot 1,0 en dien 0,1 mg kg-1 pancuronium intraveneus opnieuw toe.</li>
	<li>Voer een mediane sternotomie uit door elektrocauterie te gebruiken voor het voorbereiden op het borstbeen. Ontleed het borstbeen voorzichtig van het omliggende weefsel. Voer retrosternale plaatsing van een kompres uit om verwondingen te voorkomen.</li>
	<li>Stop de ventilatie en verdeel het bot met een oscillerende zaag. Ga door met ventileren en verlaag FiO2 tot 0,3. Gebruik elektrocauterie om bloedingen te verminderen en sluit het borstbeen af met botwas.</li>
	<li>Mobiliseer zorgvuldig de top van de linkerlong en verdeel het linker laterale deel van het diafragma om chirurgische blootstelling te vergemakkelijken.</li>
	<li>Stel de dalende aorta proximaal bloot aan de coeliakiestam door zachte terugtrekking van de linkerlong, zorgt voor ongestoorde beademing en vermijdt trauma aan de linkerlong (figuur 2A) en deel het omliggende weefsel (figuur 2B). Dien 7 ml kg-1 hydroxyethylzetmeelcolloïde toe als hemodynamische stabilisatie nodig is.</li>
	<li>Plaats een overgreep rond de dalende aorta om een goede belichting te garanderen(figuur 2C).</li>
	<li>Bevestig een stroomsonde rond de dalende thoracale aorta(figuur 2D). Zorg voor een goede signaalkwaliteit door aansluiting op de flowmodule en synchrone acquisitie hard- en software. Gebruik contactgel om de signaalkwaliteit te verbeteren indien nodig.</li>
	<li>Bevestig een vatlus rond de dalende aorta, distaal aan de stroomsonde om het gebied van aortakruisklemmen te markeren.</li>
</ol>5. Beoordeling en gegevensverzameling
<ol><li>Nul alle katheters en niveaukatheters met behulp van met vloeistof gevulde lijnen die op het juiste atriale niveau zijn geplaatst.</li>
	<li>Plaats naald-ECG-elektroden en sluit deze aan op de synchrone acquisitie hard- en software.</li>
	<li>Beoordeling van trans-cardiopulmonale thermoverdunning en aortastroom- en drukmetingen zijn eerder beschreven 34.</li>
	<li>Voor cardiale outputmeting met behulp van thermoverdunning van de longslagader, voert u 3 injecties uit met 10 ml koude zoutoplossing en let op de gemiddelde waarde die wordt weergegeven door basisbewakingshardware.</li>
	<li>Start de laser-Doppler-software door simpelweg op Startte drukken en stel een markering in voor elke meetstap door de stappen zorgvuldig te labelen als M0 tot M5.</li>
</ol>6. Experimenteel protocol
<ol><li>Voer nulmetingen uit (M0).</li>
	<li>Voer hemodynamische optimalisatie uit met behulp van volumebelastingsstappen van 7 ml kg-1 hydroxyethylzetmeelcolloïde. Voer elke volumebelastingsstap gedurende 5 minuten uit met behulp van infusies onder druk. Na voltooiing van elke volumebelastingsstap, wacht u 5 minuten voor evenwicht. Begin met volumebelasting totdat de toename van de cardiale output <15% is.</li>
	<li>Herhaal metingen (M1) na voltooiing van hemodynamische optimalisatie.</li>
	<li>Induceer ischemie/reperfusie gedurende in totaal 48 minuten supra-coeliakie aorta kruisklemming door een aortaklem op het gemarkeerde gebied te plaatsen.</li>
	<li>Breng aortaklemmen aan in oplopende volgorde van intervallen van 1,2, 5, 10 en 30 minuten om de overleving van de dieren tijdens het onderzoeksprotocol te verbeteren.</li>
	<li>Ga door met aorta-kruisklemmen na elk interval na maximaal 5 minuten of na normalisatie van de femorale slagaderstroom.</li>
	<li>Voer handmatige instroom occlusie van de inferieure vena cava uit om bloeddrukstijgingen van > 100 mmHg gemiddelde arteriële druk te voorkomen.</li>
	<li>Dien bolusinjecties van noradrenaline of epinefrine toe tijdens de klemfase, indien nodig, om verlagingen van de gemiddelde arteriële druk onder 40 mmHg te voorkomen.</li>
	<li>Herhaal de metingen aan het einde van het kleminterval van 30 minuten voorafgaand aan de reperfusie (M2).</li>
	<li>Open de klem geleidelijk om hemodynamische stabiliteit te garanderen. Sluit de klem als de bloeddruk te snel daalt en laat stabilisatie toe.</li>
	<li>Dien 7 ml kg-1 hydroxyethylzetmeelcolloïden toe, evenals extra bolusinjecties van 10-20 μg noradrenaline en / of epinefrine voor stabilisatie. Dien 2 ml kg-1 van 8,4% natriumbicarbonaat toe als de pH onder de 7,1 daalt. Zorg voor een goede aanpassing van de ademhalingsfrequentie om normocapnie te garanderen.</li>
	<li>Herhaal metingen 1 uur na reperfusie (M3).</li>
	<li>Herhaal hemodynamische optimalisatie zoals beschreven onder 6.2 en herhaal metingen (M4).</li>
	<li>Voer de laatste metingen 4,5 uur na de inductie van ischemie/reperfusie (M5) uit.</li>
</ol>7. Euthanasie
<ol><li>Dien intraveneus 40 mmol kaliumchloride toe voor euthanasie om ventriculaire fibrillatie en asystolie te induceren.</li>
	<li>Beëindig de beademing en verwijder alle katheters.</li>
</ol>8. Orgaanoogst
<ol><li>Plaats het dier in buikligging en verwijder de naaldsondes en de drainage.</li>
	<li>Stel de wervelkolom bloot door huidincisie en verwijdering van spierweefsel met behulp van een scalpel en een tang.</li>
	<li>Gebruik een oscillerende zaag om de wervelboog paramediaan aan beide zijden te verdelen en verwijder het dorsale deel van het wervelbot door het processus spinosus voorzichtig zijwaarts te bewegen om de resterende verbindingen los te maken.</li>
	<li>Gebruik een tang om het ruggenmerg voorzichtig van de caudale naar de schedeluiteinden te tillen en gebruik een scalpel om de spinale zenuwen door te snijden om het ruggenmerg te verwijderen.</li>
	<li>Bewaar het ruggenmerg in 4% formaline tot verder gebruik voor histopathologische evaluatie of microsfeerkwantificering.</li>
</ol>9. Statistische analyse
<ol><li>Gebruik statistische software.</li>
	<li>Zorg voor een normale verdeling door inspectie van histogrammen en log-transform variabelen indien nodig.</li>
	<li>Onderwerp de afhankelijke variabelen - ruggenmerg Flux, cardiale output, hartslag, slagvolume, systolische arteriële druk, gemiddelde arteriële druk, diastolische arteriële druk, centrale veneuze druk, systemische vasculaire weerstand - evenals microperfusie van het bovenste en onderste ruggenmerg zoals beoordeeld met fluorescerende microsferen indien gewenst - aan algemene lineaire gemengde modelanalyses, met behulp van de routinematige GENLINMIXED voor continue gegevens met een identiteitsverbindingsfunctie.</li>
	<li>Gebruik basislijnaanpassingen.</li>
	<li>Geef modellen op met vaste effecten voor variabele basislijn en meetpunt. Beschouw meetpunt als herhaalde metingen bij dieren.</li>
	<li>Rapporteer p-waarden van vaste effecten voor meetpunt voor elke parameter.</li>
	<li>Gebruik voor fluorescentiemicrosfeeranalyse van het ruggenmerg (onderste ruggenmerg, bovenste ruggenmerg) daarnaast als vast effect en interactie tussen regio en meetpunt om interacties tussen regio's en meetpunt te evalueren en ook p-waarden van vaste effecten voor interactie te rapporteren.</li>
	<li>Berekende baseline gecorrigeerde marginale gemiddelden met 95% betrouwbaarheidsinterval (CI) voor alle afhankelijke variabelen op meetpunten M1-M5, gevolgd door paarsgewijze vergelijkingen via tests met het kleinste significante verschil.</li>
	<li>Druk variabelen uit als gemiddelde (95% BI). Druk het diergewicht uit als gemiddelde ± standaardafwijking.</li>
	<li>Presenteer niet-gecorrigeerde p-waarden.</li>
</ol>

Constantin J.C. Trepte heeft een ereprijs ontvangen voor lezingen van Maquet. Alle andere auteurs verklaren geen belangenconflicten te hebben. Deze studie werd ondersteund door de European Society of Anaesthesiology Young Investigator Start-Up Grant 2018.

Dwarslaesie geïnduceerd door ruggenmergischemie is een belangrijke complicatie van aortaherstel met een enorme impact op de uitkomst van de patiënt1,2,3,4,10,11,12. Microcirculatiegerichte therapieën om dwarslaesie te voorkomen en te behandelen zijn het meest veelbelovend. Het protocol biedt...

Dwarslaesie geïnduceerd door ischemie / reperfusie (SCI) is een van de meest verwoestende complicaties van aortaherstel geassocieerd met verminderde uitkomst1,2,3,4. De huidige preventie- en behandelingsopties voor dwarslaesie omvatten de optimalisatie van macrohemodynamische parameters en de normalisatie van cerebrospinale vloeistofdruk (CSP) om de perfusiedruk van het ruggenmerg te verbeteren2,5,6,7,8,9. Ondanks de implementatie van deze manoeuvres varieert de incidentie van DWARSLAESIE nog steeds tussen 2% en 31%, afhankelijk van de complexiteit van aortaherstel10,11,12.
Onlangs heeft microcirculatie meer aandacht gekregen13,14. Microcirculatie is het gebied van cellulaire zuurstofopname en metabole uitwisseling en speelt daarom een cruciale rol in orgaanfunctie en cellulaire integriteit13. Verminderde microcirculatiebloedstroom is een belangrijke determinant van weefselischemie geassocieerd met verhoogdemortaliteit 15,16,17,18,19. Aantasting van de microcirculatie van het ruggenmerg is geassocieerd met verminderde neurologische functie en uitkomst20,21,22,23. Daarom is optimalisatie van microperfusie voor de behandeling van dwarslaesie een zeer veelbelovende aanpak. Persistentie van microcirculatiestoornissen, ondanks macrocirculatie-optimalisatie, is beschreven26,27,28,29. Dit verlies van hemodynamische coherentie komt vaak voor bij verschillende aandoeningen, waaronder ischemie / reperfusie, met de nadruk op de noodzaak van directe microcirculatie-evaluatie en microcirculatiegerichte therapieën26,27,30.
Tot nu toe hebben slechts enkele studies laser-Doppler-sondes gebruikt voor real-time beoordeling van microcirculatiegedrag van het ruggenmerg20,31. Bestaande studies hebben vaak microsfeerinjectietechnieken gebruikt, die worden beperkt door intermitterend gebruik en postmortemanalyse32,33. Het aantal verschillende metingen met behulp van microsfeerinjectietechniek wordt beperkt door de beschikbaarheid van microsferen met verschillende golflengten. Bovendien is, in tegenstelling tot laserdopplertechnieken, real-time beoordeling van microperfusie niet mogelijk, omdat postmortemweefselverwerking en -analyse nodig is voor deze methode. Hier presenteren we een experimenteel protocol voor de real-time beoordeling van de microcirculatie van het ruggenmerg in een varkensmodel van ischemie / reperfusie.
Deze studie maakte deel uit van een groot dierproject dat een gerandomiseerde studie combineerde waarin de invloed van kristalloïden versus colloïden op microcirculatie bij ischemie / reperfusie werd vergeleken met een exploratieve gerandomiseerde studie naar de effecten van vloeistoffen versus vasopressoren op microperfusie van het ruggenmerg. Flow probe 2-puntskalibratie en drukpuntkatheterkatheterkalibratie is eerder beschreven34. Naast het gerapporteerde protocol werden fluorescerende microsferen gebruikt voor de meting van microperfusie van het ruggenmerg, zoals eerder beschreven, met behulp van 12 monsters van ruggenmergweefsel voor elk dier, waarbij monsters 1-6 het bovenste ruggenmerg vertegenwoordigen en 7-12 het onderste ruggenmergvertegenwoordigen 35,36. Microsfeerinjectie werd uitgevoerd voor elke meetstap na de voltooiing van Laser-Doppler-opnames en macrohemodynamische evaluatie. Histopathologische evaluatie werd uitgevoerd met behulp van de Kleinman-Score zoals eerder beschreven37.

<table><tbody><tr><td>CardioMed Flowmeter</td><td>Medistim AS, Oslo, Norway</td><td>CM4000</td><td>Flowmeter voor Flow-Probe Femorale Arterie</td></tr><tr><td>CardioMed Flow-Probe, 5mm</td><td>Medistim AS, Oslo, Norway</td><td>PS100051</td><td>Flow-Probe Femorale Arterie</td></tr><tr><td>COnfidence probe,&nbsp;</td><td>Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA</td><td>MA16PAU</td><td>Flow-Probe Aorta</td></tr><tr><td>16 mm liners</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DIVA Sevoflurane Vapor</td><td>Dr&auml;ger Medical, L&uuml;beck, Germany</td><td></td><td>Vapor</td></tr><tr><td>Hotline Level 1 Fluid Warmer</td><td>Smiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, Germany</td><td>HL-90-DE-230</td><td>Vloeistofverwarming</td></tr><tr><td>Infinity Delta</td><td>Dr&auml;ger Medical, L&uuml;beck, Germany</td><td></td><td>Basis Monitoring Hardware</td></tr><tr><td>Infinity Hemo</td><td>Dr&auml;ger Medical, L&uuml;beck, Germany</td><td></td><td>Basis Druk Monitoring en Pulmonaire Thermodilutie Hardware</td></tr><tr><td>LabChart Pro</td><td>ADInstruments Ltd., Oxford, UK</td><td>v8.1.16</td><td>Gesynchroniseerde Laser-Doppler, Bloeddruk, ECG en Bloedstroom Aanwinst Software</td></tr><tr><td>LiquoGuard 7</td><td>M&ouml;ller Medical GmbH, Fulda, Germany</td><td></td><td>Cerebrospinale Vloeistofdrainage Systeem</td></tr><tr><td>Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, Single, Curved, 120cm, PU/WD)</td><td>ADInstruments Ltd., Oxford, UK</td><td>SPR-350</td><td>Druk-Tip Catheter Aorta</td></tr><tr><td>moor VMS LDF</td><td>moor Instruments, Devon, UK</td><td></td><td>Specifieke Laser-Doppler Hardware</td></tr><tr><td>moor VMS Research Software</td><td>moor Instruments, Devon, UK</td><td></td><td>Specifieke Laser-Doppler Software</td></tr><tr><td>Perivascular Flow Module</td><td>Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA</td><td>TS 420</td><td>Flow-Module voor Flow-Probe Aorta</td></tr><tr><td>PiCCO 2, Science Version</td><td>Getinge AB, G&ouml;teborg, Sweden</td><td>v. 6.0</td><td>Bloeddruk en Transcardiopulmonale Monitoring Hardware en Software</td></tr><tr><td>PiCCO 5 Fr. 20cm</td><td>Getinge AB, G&ouml;teborg, Sweden</td><td></td><td>Thermistor-tip Arterial Line&nbsp;</td></tr><tr><td>PowerLab</td><td>ADInstruments Ltd., Oxford, UK</td><td>PL 3516</td><td>Gesynchroniseerde Laser-Doppler, Bloeddruk, ECG en Bloedstroom Aanwinst Hardware</td></tr><tr><td>QuadBridgeAmp</td><td>ADInstruments Ltd., Oxford, UK</td><td>FE 224</td><td>Vier Kanaals Bridge Versterker voor Laser-Doppler en Invasieve Bloeddruk Aanwinst</td></tr><tr><td>Silverline</td><td>Spiegelberg, Hamburg, Germany</td><td>ELD33.010.02</td><td>Cerebrospinale Vloeistofdrainage</td></tr><tr><td>SPSS statistical software package&nbsp;</td><td>IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, USA</td><td>v. 27</td><td>Statistische Software</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Twinwarm Warming System</td><td>Moeck &amp; Moeck GmbH, Hamburg, Germany</td><td>12TW921DE</td><td>Verwarmingssysteem</td></tr><tr><td>Universal II Warming Blanket</td><td>Moeck &amp; Moeck GmbH, Hamburg, Germany</td><td>906</td><td>Verwarmingsdeken</td></tr><tr><td>VP 3 Probe, 8mm length (individually manufactured)</td><td>moor Instruments, Devon, UK</td><td></td><td>Laser-Doppler Sonde</td></tr><tr><td>Zeus</td><td>Dr&auml;ger Medical, L&uuml;beck, Germany</td><td></td><td>Anesthesieapparaat</td></tr></tbody></table>

real-time beoordeling van ruggenmergmicroperfusie in een varkensmodel van ischemie / reperfusie

Real-Time Assessment of Spinal Cord Microperfusion in a Porcine Model of Ischemia/Reperfusion

Dwarslaesie is een verwoestende complicatie van aortaherstel. Ondanks ontwikkelingen voor de preventie en behandeling van dwarslaesie, is de incidentie ervan nog steeds aanzienlijk hoog en beïnvloedt daarom de uitkomst van de patiënt. Microcirculatie speelt een sleutelrol bij weefselperfusie en zuurstoftoevoer en wordt vaak losgekoppeld van de macrohemodynamiek. Directe evaluatie van de microcirculatie van het ruggenmerg is dus essentieel voor de ontwikkeling van microcirculatiegerichte therapieën en de evaluatie van bestaande benaderingen met betrekking tot de microcirculatie van het ruggenmerg. De meeste methoden bieden echter geen realtime beoordeling van de microcirculatie van het ruggenmerg. Het doel van deze studie is om een gestandaardiseerd protocol te beschrijven voor real-time microcirculatie van het ruggenmerg met behulp van laser-Doppler naaldsondes die rechtstreeks in het ruggenmerg zijn ingebracht. We gebruikten een varkensmodel van ischemie/reperfusie om verslechtering van de microcirculatie van het ruggenmerg te induceren. Daarnaast werd een fluorescerende microsfeerinjectietechniek gebruikt. Aanvankelijk werden dieren verdoofd en mechanisch geventileerd. Daarna werd het inbrengen van laser-Doppler-naaldsonde uitgevoerd, gevolgd door de plaatsing van cerebrospinale vloeistofafvoer. Een mediane sternotomie werd uitgevoerd voor blootstelling van de dalende aorta om aortakruisklemmen uit te voeren. Ischemie/reperfusie werd geïnduceerd door supra-coeliakie aorta kruisklemming gedurende in totaal 48 minuten, gevolgd door reperfusie en hemodynamische stabilisatie. Laser-Doppler Flux werd parallel aan macrohemodynamische evaluatie uitgevoerd. Bovendien werd geautomatiseerde cerebrospinale vloeistofdrainage gebruikt om een stabiele cerebrospinale druk te handhaven. Na voltooiing van het protocol werden dieren geofferd en werd het ruggenmerg geoogst voor histopathologische en microsfeeranalyse. Het protocol onthult de haalbaarheid van microperfusiemetingen van het ruggenmerg met behulp van laser-Doppler-sondes en toont een duidelijke afname tijdens ischemie en herstel na reperfusie. De resultaten toonden vergelijkbaar gedrag als fluorescerende microsfeerevaluatie. Kortom, dit nieuwe protocol kan een nuttig groot diermodel bieden voor toekomstige studies met behulp van real-time microperfusiebeoordeling van het ruggenmerg bij ischemie / reperfusieomstandigheden.

Alle zes de dieren overleefden tot de voltooiing van het protocol. Het gewicht van het dier was 48,2 ± 2,9 kg; vijf dieren waren mannelijk en één dier was vrouwelijk. Het inbrengen van de ruggenmergsnaaldsonde en het meten van de flux van het ruggenmerg was bij alle dieren haalbaar.
Voorbeelden van real-time microcirculatie-opnames van het ruggenmerg in combinatie met cerebrale microcirculatie- en macrohemodynamische opnames tij...

De microcirculatie van het ruggenmerg speelt een cruciale rol bij dwarslaesie. De meeste methoden laten geen real-time beoordeling van de microcirculatie van het ruggenmerg toe, wat essentieel is voor de ontwikkeling van microcirculatiegerichte therapieën. Hier stellen we een protocol voor met behulp van Laser-Doppler-Flow Needle-sondes in een groot diermodel van ischemie / reperfusie.

Real-time beoordeling van ruggenmergmicroperfusie in een varkensmodel van ischemie / reperfusie

Spinal cord injury is a devastating complication of aortic repair. Despite developments for the prevention and treatment of spinal cord injury, its ...

Ons protocol biedt een reproduceerbare methode voor real-time beoordeling van de microcirculatie van het ruggenmerg. Het biedt de mogelijkheid om therapeutische benaderingen op de microcirculatie van het ruggenmerg en de ischemie-reperfusiecondities te evalueren. Onze techniek is gemakkelijk te leren, minimaal invasief en biedt ons de mogelijkheid om de microperfusie van het ruggenmerg parallel te beoordelen met de cerebrospinale vloeistofdruk en macrohemodyanmische in een groot dierenmodel.Het demonstreren van de procedure zal worden gedaan door Dr. Christoph Behem en Dr. Till Friedheim, specialisten in anesthesiologie en wetenschappelijke leden van ons laboratorium. Aanvullende demonstranten zullen Michael Graessler, stagiair in anesthesiologie, zijn. Na het bevestigen van een geschikt niveau van sedatie bij een 3 maanden oude 40 kilogram zware varken, plaats het dier in de rechter zijligging en buig de rug van het dier om de ruimte tussen de wervels te vergroten.Operatief blootleggen van het paravertebrale gebied voor de voorbereiding van de uitsteeksels van de wervelbogen en plaats een vasculair 14 gauge perifere aderkatheter paramediaan in het ruggenmerg ter hoogte van de 13e tot 14e borstwervel of de 1e tot 2e lendenwervel tussen twee wervelbogen. Vervang de naald met de laser Doppler naaldsonde en verbind de sonde met de daarvoor bestemde hardware en software om de signaalkwaliteit te testen. Er moet een stabiel signaal met matige pulsatiliteit worden waargenomen.Bevestig de sonde voorzichtig met hechtingen en gebruik panning om te voorkomen dat de sonde verplaatst of geknikt raakt. Voor percutane plaatsing van cerebrospinale vloeistofdrainage voor het meten en beheersen van de cerebrospinale druk, identificeer het niveau van lende vier tot vijf of L5 tot 6. Prik de huid en het subcutane weefsel met de introduceernaald en verwijder de inlegnaald.Plaats een met fysiologische zoutoplossing gevulde spuit op de introduceernaald en gebruik constante druk om voorzichtig de naald in de epidurale ruimte in te brengen. Zodra een weerstandsverlies wordt gevoeld, wat wijst op een correcte epidurale plaatsing, breng de inlegnaald in en breng de naald twee tot drie millimeter in de intrathecale ruimte. Breng de drainage door tot een diepte van 20 centimeter.Bevestig een Luer lock adapter en controleer de positie door voorzichtig aspiratie van de liquor. Bevestig vervolgens de drainage voorzichtig met hechtingen en verbind de drainage met het cerebrospinale vloeistofdreinagesysteem. Leg vervolgens de schedel bloot achter het linker oor en gebruik een zes millimeter booratop om voorzichtig een boorgat te maken in de schedel.Breng een tweede laser Doppler sonde direct in de hersenen en gebruik hechtingen om de sonde voorzichtig op zijn plaats te fixeren. Verbind de sonde met de hardware en software om de signaalkwaliteit te testen. Er moet een stabiel signaal met matige pulsatiliteit worden waargenomen.Ontkoppel alle sondes en plaats het dier voorzichtig met behulp van vier tot vijf assistenten in een rugligging met behulp van polsters, zorg ervoor dat de sondes niet worden verstoord. Verbind de sondes opnieuw en controleer de signaalkwaliteit. Begin vervolgens met continue cerebrospinale vloeistofdreinage met een doeldruk van 10 millimeter kwik en een drainagevolume van 20 milliliter per uur.Na het uitvoeren van een minilaparotomie, verhoog de fractie van geïnspireerde zuurstof naar één en toedien een dosis van 0,1 milligram per kilogram pancuronium intraveneus. Verwijder voorzichtig het borstbeen uit het omringende weefsel, voer vervolgens een retrosternal compress plaatsing uit om verwondingen te voorkomen. Nadat de ventilatie is gestopt, verdeel het bot met een oscillerende zaag en herstart de ventilatie met een verminderde fractie van geïnspireerde zuurstof tot 0,3.Gebruik elektrocauterisatie om het bloeden te verminderen en verzegel het borstbeen met beenwas. Mobiliseer voorzichtig de basis van de linkerlong en verdeel het linker laterale deel van het middenrif om de chirurgische toegang te vergemakkelijken. Trek voorzichtig de linkerlong terug om de afdalende aorta proximal van de arteria coeliaca te onthullen en verdeel het omringende weefsel.Plaats een Overholt rond de afdalende aorta om een goede blootstelling te garanderen en bevestig een flow sonde rond de afdalende thoracale aorta, bevestig vervolgens de aanwezigheid van een signaal van goede kwaliteit en bevestig een vaatlus rond de afdalende aorta distaal van de flow sonde om het gebied van aorta cross-clamping te markeren. Na verkrijging van een basislijn meting, toedien opeenvolgende volumebelastingsstappen van zeven milliliter per kilogram hydroxyethyl zetmeel colloid over een periode van vijf minuten per stap. Vijf minuten evenwicht tussen elke stap totdat de toename in cardiale output minder dan 15% is. Na voltooiing van de hemodynamische optimalisatie, herhaal de metingen.Plaats vervolgens een aortaklem op het eerder gemarkeerde gebied op de supraceliac aorta om ischemie-reperfusie te induceren in intervallen van één, twee, vijf, 10 en 30 minuten gedurende een totaal van 48 minuten. Continueer het aorta cross-clamping na elk interval. Na maximaal vijf minuten of na normalisatie van de femorale arteriële flow, voer een handmatige instroomocclusie van de inferieure vena cava uit om bloeddrukverhoging van meer dan 100 millimeter kwik gemiddelde arteriële druk te voorkomen en herhaal de metingen aan het einde van het 30 minuten durende clamp interval vóór reperfusie.Wanneer de metingen zijn verkregen, open de klem geleidelijk om hemodynamische stabiliteit te garanderen en toedien zeven milliliter per kilogram hydroxyethyl zetmeel colloïden en aanvullende bolusinjecties van 10 tot 20 microgram norepinephrine en/of epinefrine voor stabilisatie. Pas de ademhalingssnelheid aan om noodzakelijkerwijs normocapnie te garanderen. Na één uur, herhaal de metingen.Na het verkrijgen van de post-reperfusie metingen, herhaal de volumebelasting zoals gedemonstreerd en verkrijg een andere set metingen. 4-1/2 uur na het induceren van ischemie-reperfusie, verkrijg de laatste set metingen. Hier kunnen voorbeelden van real-time microcirculatie opnames van het ruggenmerg in combinatie met cerebrale microcirculatie en macrohemodynamisch opnames tijdens aorta cross-clamping voor ischemie-induct

real-time-assessment-spinal-cord-microperfusion-porcine-model

Research

JoVE Journal

Medicine

Geneeskunde

This video demonstrates the placement of a laser Doppler needle probe in the spinal cord of a porcine model. This helps in the continuous quantification of blood supply to the spinal cord, an important assessment in spinal cord injury.

Laser Doppler Needle Probe Insertion: A Technique for Real-time Quantification of Blood Flow within the Spinal Cord in a Porcine Model

This video describes the technique of intrathecal placement of a lumbar drain in a porcine ischemic model, which helps in draining the cerebrospinal fluid to a drainage system. The cerebrospinal fluid pressure is monitored by the drainage system, and fluid is drained to maintain a constant cerebrospinal fluid pressure.

Intrathecal Placement of Lumbar Drain: A Technique to Withdraw Cerebrospinal Fluid from the Lumbar Spine in Porcine Model

Het gebrek aan mechanistische begrip van ruggenmerg ischemie-reperfusie schade heeft verder aanvullingen gehinderd dwarslaesie na een hoog risico aorta operaties te voorkomen. Daarom is de ontwikkeling van diermodellen noodzakelijk. Dit manuscript toont reproduceerbare onderste extremiteit verlamming na thoracale aorta-occlusie in een muismodel.

Reproduceerbaar Paraplegie door thoracale aorta-occlusie in een muizenmodel van Spinal Cord ischemie-reperfusie

Hier presenteren we een combinatie van laser Doppler perfusie imaging (LDPI) en lokale bloed stromen en zuurstof verzadiging (SO2), evenals een gestandaardiseerde procedure voor de invoering van ruggenmerg laser Doppler perfusie toezicht (LDPM) voor het meten van spinal cord trauma's op rat.

Met behulp van Laser Doppler Imaging en toezicht voor het analyseren van ruggenmerg microcirculatie in Rat

Hier tonen we een protocol om te standaardiseren bemonsteringsprocedures van een gevestigde varkens model van acuut myocardinfarct teneinde haar translationeel waarde in de kennis van de pathofysiologie van myocardiale ischemie/reperfusie letsel en het testen van nieuwe drugkandidaten.

Verbetering van een gesloten borst varkens myocardiaal infarct Model door standaardisatie van weefsel en bloed bemonsteringsprocedures

Dit protocol kan lezers te succesvol een varkens model van gesegmenteerde intestinale ischemie en vervolgens isoleren cultuur intestinale stamcellen voor de studie van epitheliale reparatie na letsel.

De cel van de stam van de intestinale isolatie en cultuur in een varkens Model van gesegmenteerde kleine intestinale ischemie

Hemorragische shock is een ernstige complicatie bij ernstig gewonde patiënten, wat leidt tot levensbedreigende zuurstof ondervoeding. We presenteren een gestandaardiseerde methode voor het induceren van hemorragische shock via bloed terugtrekking bij varkens die wordt geleid door hemodynamiek en microcirculatoire cerebrale oxygenatie.

Gestandaardiseerde hemorragische shock inductie geleid door cerebrale Oximetrie en uitgebreide hemodynamische controle bij varkens

Het algemene doel van de huidige studie is om de technieken van inductie van myocardinfarct (MI) en post-myocardinfarct hartfalen (post-MI HF) in gesloten borst, volwassen Göttingen minipigs en de karakterisering van post-MI HF model in Göttingen minipigs in vergelijking met Landrace varkens te presenteren.

Post-Myocardinfarct Hartfalen in gesloten borst Coronaire Occlusie/Reperfusie Model in Göttingen Minipigs en Landrace Varkens

Hier wordt een protocol gepresenteerd om renale oxygenatie in het medulla en niet-invasieve urine zuurstof partiële druk te meten in een hemorragisch shock varkensmodel om urine zuurstof partiële druk vast te stellen als een vroege indicator van acute nierschade (AKI) en een nieuw reanimatie-eindpunt.

Niet-invasieve en invasieve renale hypoxiemonitoring in een varkensmodel van hemorragische shock

Een laser-speckle contrast beeldvormingssysteem werd gebruikt om de veranderingen in de microvasculaire bloedstroom van de nier te monitoren tijdens unilaterale nierischemie-reperfusie na de resectie van de rechternier bij muizen.

Microvasculaire perfusie gemonitord met laserspeckle contrastbeeldvorming tijdens nierischemie - reperfusieschade bij muizen

Leer een reproduceerbare methode voor real-time beoordeling van ruggenmergmicrocirculatie bij een varkensmodel. Deze minimaal invasieve techniek evalueert therapeutische benaderingen onder ischemie/reperfusie-omstandigheden effectief.

Real-time beoordeling van ruggenmergmicroperfusie in een varkensmodel van ischemie / reperfusie

Meer video's verkennen