Name: Voorbereiding en implantatie van elektroden voor elektrisch aanmaakhout VGAT-Cre muizen om een model voor temporale kwab epilepsie te genereren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Leer een betrouwbaar model voor temporale kwab epilepsie genereren met VGAT-Cre muizen via elektrisch aanmaakhout. Deze methode minimaliseert hippocampusceldood en ondersteunt onderzoek naar epileptogenese en nieuwe therapieën.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

De auteurs bedanken John Williamson voor de nuttige discussies over dit protocol. Dit werk werd ondersteund door NIH/NINDS subsidie NS112549.

Het gebruik van dieren volgde de ARRIVE12-richtlijnen en werd goedgekeurd door het Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Virginia.
1. Headsets maken met twee bipolaire elektroden (figuur 1)
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62929/62929fig01.jpg"> Figuur 1: Belangrijkste stappen in de fabricage van EEG-headsets. (A) Verschijning van de elektroden bij de verschillende stappen in het protocol (nummers in de linker matchstap). (B) Een foto van het eindproduct gemonteerd in een zelfgemaakte houder die past op het stereotaxische frame. Let op, de houder eindigt met een kraagspeld die in het voetstuk van de headset past. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62929/62929fig01large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<ol><li>Snijd 3,5 cm roestvrij polytetrafluorethyleen-gecoat roestvrij staaldraad.</li>
	<li>Verwijder ongeveer 1 mm van de isolatielaag van de draad aan beide uiteinden. Laat niet te veel van de draad strippen.</li>
	<li>Plaats twee pinnen op een visehouder met het onderste deel van de pin met een langere spleet naar beneden gericht.</li>
	<li>Breng flux aan op de gestripte uiteinden van de draad en op de bovenkanten van de pennen.</li>
	<li>Tin het gestripte deel van de draad met net genoeg soldeer om het te coaten.</li>
	<li>Voeg een minimale hoeveelheid soldeer toe aan de bovenkant van de pin zonder over te lopen op de zijkanten.</li>
	<li>Plaats het ene uiteinde van de gestripte uiteinden van de draad zo diep als mogelijk is in de pen terwijl het soldeer wordt gesmolten. OPMERKING: Er is een zijgat waar de draad uit kan komen - laat de draad niet uit de pin komen. Alle gestripte draad moet binnen de pin blijven.</li>
	<li>Herhaal stap 1.6-1.7 voor de tweede pin, nu met de andere gestripte uiteinden van de draad.</li>
	<li>Laat de pinnen 30 s zitten om uit te zetten, verwijder ze uit de visehouder en trek er vervolgens aan om ervoor te zorgen dat de verbinding tussen de draad en de pinnen sterk is en vasthoudt.</li>
	<li>Spoel de pinnen af in koud water en droog ze vervolgens.</li>
	<li>Controleer de geleiding tussen pin 1 en pin 2 met behulp van een ohmmeter.</li>
	<li>Breng de pinnen aan de uiteinden van de draad bij elkaar; Houd ze parallel en dicht. Klem een hemostat in het midden van de draad. Draai vervolgens de hemostat, zodat de draad vrij strak om zich heen draait. Verwijder de hemostat.</li>
	<li>Klem een tang op de gedraaide draad 2 mm onder de pennen en buig de draad op 90°.</li>
	<li>Duw dezelfde draad nogmaals 90° terug over de tang en maak een andere bocht op 1 mm van de eerste.</li>
	<li>Knip de gedraaide draad in een hoek van 45° onder de bocht op 3,5 mm met een kleine scherpe schaar.</li>
	<li>Bereid twee van deze bipolaire (dubbelpins gedraaide) elektroden voor elke headset voor (optioneel, tweede is back-up in geval van elektrische problemen met de eerste).</li>
	<li>Bereid één enkele referentie-elektrode voor door een draad met aan beide uiteinden gesoldeerde pennen in tweeën te snijden (stappen 1.1-1.17, figuur 1A).</li>
	<li>Knip de draad door op 7 mm.</li>
	<li>Buig het uiteinde 1 mm onder de punt.</li>
	<li>Bedek vervolgens de gebogen punt van 1 mm van de draad met een tang en draai de draad strak rond de tang om een kleine lus (1 mm in diameter) te creëren.</li>
	<li>Buig de lus loodrecht op het rechte deel van de draad om de draadpunt weer naar buiten te laten wijzen.</li>
	<li>Monteer de twee bipolaire elektroden en de enkele referentie-elektrode in het zespolige voetstuk op een zodanige manier dat de bipolaire elektroden naast elkaar staan met een afstand van 6 mm ertussen en dat de referentie-elektrode in het middelste buitenste gat wordt geplaatst (figuur 1B). OPMERKING: Een alternatieve methode is om de elektroden te implanteren, ze op hun plaats te cementeren en vervolgens hun pinnen in het voetstuk te steken.</li>
</ol>2. Stereotaxische elektrode-implantatie
<ol><li>Steriliseer alle chirurgische hulpmiddelen en de zes-pins elektrodeassemblage door autoclaveren vóór de operatie. Een steriel chirurgisch veld moet tijdens de operatie worden onderhouden en steriele chirurgische handschoenen moeten worden gebruikt. Steriele gordijnen (bijv. Press n' Seal) worden aanbevolen om het dier te bedekken, behalve voor het operatiegebied.</li>
	<li>Gebruik 8 weken oude VGAT-Cre-muizen (leeftijdsgematcht, zowel mannelijk als vrouwelijk) voor operaties 4 weken na het spenen. Noteer het gewicht van het dier vóór de operatie om de meting van postoperatief gewichtsverlies mogelijk te maken.</li>
	<li>Gebruik een gecertificeerde isofluraan vaporizer of een low-flow anesthesiesysteem uitgerust met een precisie spuitpomp, geïntegreerde digitale vaporizer en feedback warmtepad. OPMERKING: Low-flow systemen zijn in staat om anesthesie te leveren bij lage stroomsnelheden in verhouding tot de grootte van het dier in een inductiekamer of via een neuskegel op het stereotaxische frame (70 ml / min, isofluraanconcentratie in lucht is 4% voor inductie en 2% voor chirurgie). Het gebruik van minder anesthesie komt niet alleen het dier ten goede tijdens operaties, maar vermindert ook het risico op blootstelling van laboratoriumpersoneel aan isofluraan.</li>
	<li>Plaats het verdoofde dier op een verwarmd kussen dat is opgewarmd tot 37 °C om het warm te houden tijdens de operatie. Als u een feedbackgestuurd temperatuursysteem gebruikt, plaatst u de licht gesmeerde temperatuursonde in het rectum van het dier voor temperatuurbewaking tijdens de operatie.</li>
	<li>Monteer het dier op het stereotaxische frame door voorzichtig oorbalken in de oren te plaatsen en de voorste boventanden in de snijtandbalk. Plaats de neuskegel over de neus voor een goede anesthesietoediening. Zorg ervoor dat het hoofd waterpas en gecentreerd is en niet kan worden bewogen wanneer het enigszins wordt gesondeerd.</li>
	<li>Injecteer subcutaan 0,5 ml normosol voor hydratatie.</li>
	<li>Breng oculair glijmiddel aan om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.</li>
	<li>Controleer op de diepte van de anesthesie door de afwezigheid van de ontwenningsreflex na het knijpen van een achterste teen en verlaag vervolgens isofluraan tot 1,5% -2,0% tijdens de operatie.</li>
	<li>Verwijder haar op en rond het operatiegebied door te plukken of tondeuses (scheren) of ontharingscrème te gebruiken en desinfecteer de huid met drie cycli van afwisselende toepassing van jodium en ethanol, eindigend met jodium. Het verwijderen van haar weg van de operatieplaats wordt alleen aanbevolen als er middelen zijn om de anesthesie op die locatie te behouden. Gebruik indien nodig met alcohol gedoopte wattenstaafjes om haar uit de directe omgeving van het hoofd te verwijderen. Injecteer 0,05 ml van het lokale analgetische bupivacaïne (0,25%) subcutaan.</li>
	<li>Maak een incisie in de schedel met behulp van een scalpel en knip vervolgens een deel van de huid uit met een scherpe chirurgische schaar, waardoor de schedel wordt blootgesteld. Duw de huid opzij, gebruik een wattenstaafje en reinig de schedel van alle spieren en onderliggende weefsels die het zicht belemmeren. OPMERKING: Om onbedoelde bloedingen te stoppen, oefent u druk uit op de bloedingsplaats met een steriel wattenstaafje totdat het stopt.</li>
	<li>Reinig de schedel met waterstofperoxide met steriele wattenstaafjes om de schedelhechtingen en zowel bregma als lambda zichtbaar te maken.</li>
	<li>Droog de schedel grondig en breng vervolgens een druppel zelfetsende tandlijm aan met behulp van de applicator. Borstel het in de schedel, wacht 60 s en hardt uit met een tandheelkundig UV-licht gedurende 40 s. Een glanzend oppervlak geeft aan dat de lijm effectief is verknoopt met de schedel. OPMERKING: Deze stap is van cruciaal belang voor een veilige bevestiging van de headset.</li>
	<li>Gebruik een boor van 0,031" (0,79 mm) om twee braamgaten bilateraal te boren voor implantatie van hippocampusdiepte-elektroden (ongeveer 5.000 tpm). Boor een extra braamgat voor de referentie-elektrode boven het cerebellum achter de lambda. OPMERKING: Zorg er bij het boren voor dat u de boor langzaam laat zakken en vermijd boren in de hersenen.</li>
	<li>De coördinaten voor de elektroden zijn als volgt (van bregma in mm): hippocampuselektroden op 3 mm achterste, 3 mm laterale en 3 mm diepte; en cerebellaire referentie-elektrode op 6 mm posterieur, 0 mm lateraal en 0 mm diepte (subduraal).</li>
	<li>Om de nauwkeurigheid te vergroten, gebruikt u een stereotaxisch gemonteerde boor, nul de stereotaxische manipulator X / Y-as bij het aanraken van bregma - dit is het referentiepunt voor de coördinaten.</li>
	<li>Monteer een headset door alle elektroden in het zespolige voetstuk te plaatsen en ervoor te zorgen dat de pinnen helemaal in het voetstuk worden geduwd. Monteer het voetstuk in de elektrodehouder op een stereotaxisch frame (figuur 1B).</li>
	<li>Lijn elektroden uit boven de bijbehorende braamgaten. Stereotaxisch implanteren gedraaide bipolaire roestvrijstalen draadelektroden in de rechter en linker hippocampus en referentie-elektrode in het cerebellum door de headset langzaam te laten zakken en de elektroden in de braamgaten te leiden.</li>
	<li>Wanneer de hippocampale draaielektrode zich vlak boven het gat bevindt, zet de Z-as op nul en laat langzaam zakken tot -3,0 mm.</li>
	<li>Bedek het schedeloppervlak en de elektroden met tandcement en vul de ruimte tussen het schedeloppervlak en de onderkant van het voetstuk op. De huidranden zullen grenzen aan het tandcement, zodat er geen onderliggend weefsel bloot blijft. Wacht tot het cement droog en uitgehard is. Maak vervolgens de elektrodehouder los van de stereotaxische arm en verwijder de houder van het voetstuk.</li>
	<li>Injecteer 0,1 ml ketoprofen (1 mg / ml, SC) voor analgesie en een tweede dosis van 0,5 ml normosol (SC) voor hydratatie en verwijder het dier uit het stereotaxische frame.</li>
	<li>Plaats een tot 37 °C voorverwarmde isothermische pad in een lege vivariumkooi bedekt met keukenpapier. Zodra het volledig wakker is, plaatst u het dier in een schone kooi met beddengoed en zacht voedsel en brengt u het terug naar het vivarium. Dieren worden vanaf dit punt afzonderlijk gehuisvest om te voorkomen dat ze op elkaars headsets kauwen. Draadstaaftrechters worden niet gebruikt om te voorkomen dat headsets vast komen te zitten, en in plaats daarvan worden waterflessen aan de onderkant van de kooitoppen gebonden en is chow aanwezig in het beddengoed.</li>
	<li>Voer het dier wat zacht voedsel gedurende 72 uur na de operatie en controleer op gewichtsverlies en lichaamsconditiescore. Gedehydrateerde dieren kunnen subcutaan 0,5 ml normosol toegediend krijgen als ze uitgedroogd zijn (gewichtsverlies, verhoogde huidturgor, ingevallen ogen). Ketoprofen kan eenmaal daags subcutaan worden toegediend gedurende nog eens 2 dagen na de operatie (volg het analgesieregime volgens de lokale IACUC-richtlijnen). Laat dieren 4-7 dagen volledig herstellen in hun kooien voordat ze worden overgebracht naar het EEG-registratiesysteem.</li>
</ol>3. Elektrisch aanmaakblokprotocol
<ol><li>Sluit de muizen aan op het EEG-opnamesysteem met behulp van een flexibele kabel die past op de aansluitingen op de muiskop en commutator (zie de lijst met materialen). Laat de dieren een dag acclimatiseren voordat u doorgaat met het onderstaande elektrische stimulatieprotocol. Controleer hun algehele gezondheid en acclimatisatie op een dagelijkse basis en verwijder ze uit het systeem wanneer er tekenen zijn van ziekte, angst en / of continu gewichtsverlies van meer dan 25%</li>
	<li>Verbind beide draden van de stimulerende elektrode met de uitgang van een constante stroomstimulator. OPMERKING: Het is erg handig om een printplaat te hebben die deze elektroden wegschakelt van de EEG-recorder en naar de stimulator.</li>
	<li>Stel de stimulator in om pulsen van 1 ms op 50 Hz te leveren voor een treinduur van 2 s.</li>
	<li>Stel de uitgang van de stimulator in op 20 microampère (μA) en geef de 1epuls.</li>
	<li>Controleer het EEG op een karakteristieke na-ontlading van hoogfrequente pieken die langer meegaan dan de elektrische stimulatiepuls.</li>
	<li>Als er geen ontlading wordt waargenomen, verhoog dan de hoeveelheid geïnjecteerde stroom in stappen van 20 μA totdat een na-ontlading wordt geactiveerd. De benodigde hoeveelheid stroom is de After-Discharge Threshold (ADT).</li>
	<li>Typische ADT's zijn 20-50 μA. Als er geen ontlading wordt waargenomen, zelfs na een toename tot 200 μA, is het oplossen van problemen met elektrische verbindingen en headsetbedrading met een ohmmeter met hoge gevoeligheid vereist. Als het probleem zich in de stimulerende elektrode bevindt, probeer dan te stimuleren met de andere diepte-elektroden.</li>
	<li>Dieren worden aangestoken door 2x of 6x per dag te stimuleren met een stroom die 1,5x de ADT-waarde voor die muis is.</li>
	<li>Controleer de gedragsrespons op de stimulatie, die stijgt van de verandering van toestand naar bilaterale tonisch-clonische aanvallen met vallen. Score met behulp van een aangepast Racine-klassensysteem11. Om opgewekte fatale tonische aanvallen te voorkomen, moet aanmaakhout worden gepauzeerd als opeenvolgende stimuli leiden tot escalerende ernst en lengte van aanvallen tot gemodificeerde Racine-score 6 (rennen en springen)</li>
</ol>

<ol><li>Lekoubou, A., Bishu, K. G., Ovbiagele, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nationwide+trends+in+medical+expenditures+among+adults+with+epilepsy%3A+2003-2014%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Neurological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Nationwide trends in medical expenditures among adults with epilepsy: 2003-2014.</a> Journal of the Neurological Sciences. 384, 113-120 (2018).</li>
<li>Hauser, W. A., Hesdorffer, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epilepsy%3A+Frequency%2C+Causes%2C+and+Consequences%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Foundation+of+America%22%5BJournal%5D)">Epilepsy: Frequency, Causes, and Consequences.</a> Epilepsy Foundation of America. , (1990).</li>
<li>Galanopoulou, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+new+epilepsy+treatments%3A+issues+in+preclinical+methodology%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Identification of new epilepsy treatments: issues in preclinical methodology.</a> Epilepsia. 53 (3), 571-582 (2012).</li>
<li>Kehne, J. H., Klein, B. D., Raeissi, S., Sharma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+National+Institute+of+Neurological+Disorders+and+Stroke+%28NINDS%29+Epilepsy+Therapy+Screening+Program+%28ETSP%29%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochemical+Research%22%5BJournal%5D)">The National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NINDS) Epilepsy Therapy Screening Program (ETSP).</a> Neurochemical Research. 42 (7), 1894-1903 (2017).</li>
<li>Buckmaster, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+animal+models+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Laboratory animal models of temporal lobe epilepsy.</a> Comparative Medicine. 54 (5), 473-485 (2004).</li>
<li>Levesque, M., Avoli, M., Bernard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+temporal+lobe+epilepsy+following+systemic+chemoconvulsant+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of temporal lobe epilepsy following systemic chemoconvulsant administration.</a> Journal of Neuroscience Methods. 260, 45-52 (2016).</li>
<li>Loscher, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Critical+review+of+current+animal+models+of+seizures+and+epilepsy+used+in+the+discovery+and+development+of+new+antiepileptic+drugs%5BTitle%5D)+AND+%22Seizure%22%5BJournal%5D)">Critical review of current animal models of seizures and epilepsy used in the discovery and development of new antiepileptic drugs.</a> Seizure. 20 (5), 359-368 (2011).</li>
<li>Buckmaster, P. S., Haney, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+outcomes+of+pilocarpine+treatment+in+a+mouse+model+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy.</a> Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).</li>
<li>Wang, L., Liu, Y. H., Huang, Y. G., Chen, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-course+of+neuronal+death+in+the+mouse+pilocarpine+model+of+chronic+epilepsy+using+Fluoro-Jade+C+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Time-course of neuronal death in the mouse pilocarpine model of chronic epilepsy using Fluoro-Jade C staining.</a> Brain Research. 1241, 157-167 (2008).</li>
<li>Dey, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+potassium+leak+channel+silences+hyperactive+neurons+and+ameliorates+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">A potassium leak channel silences hyperactive neurons and ameliorates status epilepticus.</a> Epilepsia. 55 (2), 203-213 (2014).</li>
<li>Straub, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+kindled+VGAT-Cre+mice+as+a+new+animal+model+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Characterization of kindled VGAT-Cre mice as a new animal model of temporal lobe epilepsy.</a> Epilepsia. 61 (10), 11(2020).</li>
<li>Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+the+ARRIVE+guidelines+for+reporting+animal+research%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research.</a> PLoS Biology. 8 (6), 1000412(2010).</li>
<li>Vong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leptin+action+on+GABAergic+neurons+prevents+obesity+and+reduces+inhibitory+tone+to+POMC+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Leptin action on GABAergic neurons prevents obesity and reduces inhibitory tone to POMC neurons.</a> Neuron. 71 (1), 142-154 (2011).</li>
<li>Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+ontogeny+of+the+cranial+base+and+craniofacial+skeleton+in+male+C57BL%2F6J+mice%3A+A+reference+standard+for+quantitative+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis.</a> Frontiers in Physiology. 6, (2016).</li>
<li>Lothman, E. W., Bertram, E. H., Bekenstein, J. W., Perlin, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-sustaining+limbic+status+epilepticus+induced+by+%27continuous%27+hippocampal+stimulation%3A+electrographic+and+behavioral+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Self-sustaining limbic status epilepticus induced by 'continuous' hippocampal stimulation: electrographic and behavioral characteristics.</a> Epilepsy Research. 3 (2), 107-119 (1989).</li>
<li>Lothman, E. W., Williamson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+electrical+stimulus+parameters+on+afterdischarge+thresholds+in+the+rat+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Influence of electrical stimulus parameters on afterdischarge thresholds in the rat hippocampus.</a> Epilepsy Research. 13 (3), 205-213 (1992).</li>
<li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroencephalography+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Electroencephalography and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2018).</li>
<li>Wenker, I. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postictal+death+is+associated+with+tonic+phase+apnea+in+a+mouse+model+of+sudden+unexpected+death+in+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Postictal death is associated with tonic phase apnea in a mouse model of sudden unexpected death in epilepsy.</a> Annals of Neurology. 89 (5), 1023-1035 (2021).</li>
<li>Morimoto, K., Fahnestock, M., Racine, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kindling+and+status+epilepticus+models+of+epilepsy%3A+rewiring+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Kindling and status epilepticus models of epilepsy: rewiring the brain.</a> Progress in Neurobiology. 73 (1), 1-60 (2004).</li>
</ol>

De auteurs hebben geen conflicten te onthullen.

Dit rapport beschrijft een protocol waarbij elektrisch aanmaakhout van muizen leidt tot epilepsie. Omdat de stimulerende elektrode in de hippocampus wordt geplaatst, is dit een focale limbische epilepsie die temporale kwab epilepsie (TLE) bij patiënten modelleert. Een cruciale stap in dit protocol is het gebruik van VGAT-Cre-muizen, die als gevolg van het inbrengen van een IRES-Cre-recombinasecassette in het Vgat-gen verminderde remmende GABA-stromen vertonen11. C57BL/6 ontwikkelen geen e...

Epilepsie is een belangrijke neurologische aandoening met aanzienlijke economische en menselijke lasten. NINDS schat dat er 3 miljoen Amerikanen met epilepsie zijn. Ongeveer 0,6 miljoen van deze patiënten hebben temporale kwab epilepsie (TLE)1. Helaas faalt de medische behandeling van TLE bij een derde van de patiënten vanwege ineffectiviteit, ontwikkeling van geneesmiddelresistentie of intolerantie voor bijwerkingen2. Het is duidelijk dat er een aanzienlijke behoefte is aan het ontwikkelen van nieuwe therapieën voor TLE, een conclusie die wordt gedeeld door de American Epilepsy Society Basic Science Committee, de International League Against Epilepsy Working Group for Preclinical Epilepsy Drug Discovery en de National Advisory Neurological Disorders and Stroke Council 3,4.
Huidige diermodellen van temporale kwab epilepsie gebruiken chemoconvulsiva (bijv. kaïnaat, pilocarpine) of langdurige elektrische stimulatie om een langdurige status epilepticus 5,6,7 te induceren. Veel dieren sterven tijdens de procedure (10% -30% bij ratten, tot 90% bij muizen8). Dieren die overleven en epilepsie ontwikkelen, vertonen uitgebreide neuronale dood in de hersenen 9,10. Deze dood veroorzaakt een cascade van reacties, te beginnen met de activering van microglia, astrocyten en infiltrerende monocyten. Neuronale reacties omvatten circuitreorganisatie (bijv. Mossy fiber sprouting), geboorte van nieuwe neuronen die niet goed integreren in circuits (bijv. Ectopische korrelcellen) en intrinsieke veranderingen die leiden tot hyperexcitabiliteit (bijv. Upregulatie van Na + -kanalen). Een epilepsiemodel zonder significante neuronale dood zal de zoektocht naar nieuwe anti-epileptica vergemakkelijken.
Tijdens het testen van de GABA-hypothese van epilepsie, werd ontdekt dat de behandeling van VGAT-Cre-muizen met een mild elektrisch aanmaakblokprotocol leidde tot de spontane motorische en elektrografische aanvallen11. Over het algemeen leidt het elektrische aanmaakhout van knaagdieren niet tot spontane aanvallen die epilepsie definiëren, hoewel het dat wel kan, in gevallen van over-aanmaakhout11. VGAT-Cre muizen brengen Cre recombinase tot expressie onder controle van het vesiculaire GABA transporter (VGAT) gen, dat specifiek tot expressie komt in GABAerge remmende neuronen. Het bleek dat het inbrengen van Cre de expressie van VGAT op mRNA- en eiwitniveaus verstoorde, waardoor GABAerge synaptische transmissie in de hippocampus werd aangetast. Er werd geconcludeerd dat ontstoken VGAT-Cre-muizen nuttig zouden kunnen zijn om de mechanismen te bestuderen die betrokken zijn bij epileptogenese en voor het screenen van nieuwe therapieën11. Dit rapport bevat de methoden die zijn gebruikt om het model in detail te genereren.

<table><tbody><tr><td>16 Channel Extracellular Differential AC Amplifier (115V/60Hz)</td><td>AD Instruments</td><td>AM3500-115-60</td><td>Alternatieve EEG-versterker</td></tr><tr><td>363/CP PLUG COLLAR, PINS SLEEVE</td><td>P1 Technologies</td><td>363SLEEVPIN0NL</td><td>Voor elektrodehouder</td></tr><tr><td>Cable, 363-363 5CM - 100CM W/MESH 6TCM</td><td>P1 Technologies</td><td>363363XXXXCM004</td><td>muis-naar-commutatorpeerleiding</td></tr><tr><td>CCTV camera's Qcwox HD Sony IR LED</td><td>Sony</td><td>QC-SP316</td><td></td></tr><tr><td>Commutatoot SL6C/SB (single brush)</td><td>P1 Technologies</td><td>8BSL6CSBC0MT</td><td>voorheen Plastics One, Inc.</td></tr><tr><td>Stroomversterker</td><td>A-M Systems</td><td>Model 2100</td><td></td></tr><tr><td>Tandartscement</td><td>Stoelting</td><td>51459</td><td></td></tr><tr><td>Boorkoppen, #75, OD&nbsp; 0.310" LOC 130 PT</td><td>Kyocera</td><td>105-0210.310</td><td></td></tr><tr><td>E363/0 SOCKET CONTACT SKEWED</td><td>P1 Technologies</td><td>8IE3630XXXXE</td><td>pinnen voor connector</td></tr><tr><td>iBond Self Etch lijm</td><td>Kulzer</td><td>CE0197</td><td></td></tr><tr><td>MS363 PEDESTAL 2298 6 PIN WHITE</td><td>P1 Technologies</td><td>8K000229801F</td><td>EEG-headsetconnector</td></tr><tr><td>Ohmeter</td><td>Simpson</td><td>260</td><td>Hoge gevoeligheid</td></tr><tr><td>PowerLab 16/35 en LabChart Pro</td><td>AD Instruments</td><td>PL3516/P</td><td>Alternatieve EEG-software</td></tr><tr><td>SomnoSuite</td><td>Kent Scientific Corp.</td><td>SS-01</td><td>anesthesie-eenheid &amp; RightTemp-bewaking</td></tr><tr><td>Stereotactisch boor- en micromotorset</td><td>Foredom Electric Co.</td><td>K.1070</td><td></td></tr><tr><td>Stereotactisch frame</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Model 940</td><td></td></tr><tr><td>Teflon-gecoate draad voor diepte-elektrode, OD 0.008'</td><td>A-M Systems</td><td>791400</td><td></td></tr><tr><td>VGAT-Cre muizen op congene C57BL/6J achtergrond</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>000664</td><td></td></tr></tbody></table>

voorbereiding en implantatie van elektroden voor elektrisch aanmaakhout vgat-cre muizen om een model voor temporale kwab epilepsie te genereren

Preparation and Implantation of Electrodes for Electrically Kindling VGAT-Cre Mice to Generate a Model for Temporal Lobe Epilepsy

Er werd ontdekt dat elektrische aanmaakhoutjes van VGAT-Cre-muizen leidden tot de spontane motorische en elektrografische aanvallen. Een recent artikel richtte zich op hoe unieke VGAT-Cre-muizen werden gebruikt bij het ontwikkelen van spontane terugkerende aanvallen (SRS) na aanmaakhout en een waarschijnlijk mechanisme - het inbrengen van Cre in het VGAT-gen - verstoorde de expressie ervan en verminderde de GABAerge toon. De huidige studie breidt deze observaties uit naar een groter cohort muizen, met de nadruk op belangrijke kwesties zoals hoe lang de SRS doorgaat na aanmaakhout en het effect van het geslacht en de leeftijd van het dier. Dit rapport beschrijft de protocollen voor de volgende belangrijke stappen: het maken van headsets met hippocampale diepte-elektroden voor elektrische stimulatie en voor het lezen van het elektro-encefalogram; operatie om de headset stevig op de schedel van de muis te bevestigen, zodat deze er niet af valt; en belangrijke details van het elektrische aanmaakblokprotocol, zoals de duur van de puls, de frequentie van de trein, de duur van de trein en de hoeveelheid geïnjecteerde stroom. Het aanmaakhoutprotocol is robuust omdat het betrouwbaar leidt tot epilepsie bij de meeste VGAT-Cre-muizen, wat een nieuw model biedt om te testen op nieuwe anti-epileptogene geneesmiddelen.

Dieren Het model is oorspronkelijk ontwikkeld met behulp van VGAT-Cre muizen (Slc32a1tm2(cre)Lowl/J)13 op een gemengde achtergrond. Het is echter ook toegepast op de VGAT-Cre-stam die congeen is met C57BL / 6J. Er is geen verschil waargenomen bij epilepsie die zich ontwikkelt tussen de stammen. Beide stammen drukken Cre-recombinase uit onder controle van de vesiculaire GABA-transporterpromotor. Deze muizen werden gegenereerd door in een IRES-Cre-cassette te kloppen n...

Dit rapport beschrijft de methoden om een model van temporale kwab epilepsie te genereren op basis van de elektrische aanmaakhoutjes van transgene VGAT-Cre muizen. Ontstoken VGAT-Cre-muizen kunnen nuttig zijn bij het bepalen van de oorzaak van epilepsie en voor het screenen van nieuwe therapieën.

Voorbereiding en implantatie van elektroden voor elektrisch aanmaakhout VGAT-Cre muizen om een model voor temporale kwab epilepsie te genereren

It was discovered that electrical kindling of VGAT-Cre mice led to the spontaneous motor and electrographic seizures. A recent paper focused on how unique ...

Dit protocol genereert een nieuw model voor temporale kwab epilepsie waarbij muizen spontane aanvallen ontwikkelden, en het is zeer nuttig geweest voor het onderzoeken van de mechanismen van epileptogenese en ook voor het screenen van nieuwe therapieën. Deze procedure bij VGAT-Cre-muizen leidt op betrouwbare wijze tot spontane terugkerende elektrografische en motorische en motorische composietaanvallen zonder uitgebreide hippocampale celdood te veroorzaken die vaak wordt gezien na status epilepticus veroorzaakt met chemoconvulsiva of continue elektrische stimulatie. Om te beginnen met het maken van headsets, knipt u 3,5 centimeter lang polytetrafluorethyleen-gecoat roestvrij staaldraad en stript u ongeveer een millimeter van de isolatielaag van beide uiteinden van de draad.Plaats twee pinnen op een bankschroefhouder, waarbij het onderste deel van de pin een langere spleet naar beneden heeft gericht. Breng vervolgens flux aan op de gestripte uiteinden van de draad en de bovenkanten van de pennen. Verrond het gestripte deel van de draad en de bovenkant van de pinnen met net genoeg soldeer om het te coaten zonder over te lopen op de zijkanten.Plaats een van de gestripte uiteinden van de draad zo diep mogelijk in de pen terwijl het soldeer smelt. Herhaal het proces voor de tweede pin met het andere gestripte uiteinde van de draad. Nadat u de pinnen en het soldeer gedurende 10 seconden hebt afgekoeld, verwijdert u de pinnen uit de bankschroefhouder en trekt u vervolgens aan de pinnen om ervoor te zorgen dat de verbinding tussen de draad en de pinnen sterk is en vasthoudt.Spoel de pinnen af in koud water gevolgd door het drogen. Gebruik later een ohmmeter om de geleiding tussen pin één en pin twee te controleren. Breng de pinnen aan het einde van de draad bij elkaar om ze parallel en dicht te houden.Klem een hemostat in het midden van de draad en draai de hemostat om de draad strak om zich heen te draaien. Na het verwijderen van de hemostat, klemt u de tang op de gedraaide draad op twee millimeter onder de pinnen om de draad op 90 graden te buigen. Duw de draad 90 graden terug over de tang, waardoor er nog een bocht ontstaat op één millimeter van de eerste.Gebruik een kleine, scherpe schaar om de gedraaide draad op 45 graden en 3,5 millimeter onder de bocht te knippen. Bereid twee bipolaire of dubbelpins gedraaide elektroden voor elke headset voor. Om één referentie-elektrode voor te bereiden, knipt u een draad met pin gesoldeerd aan beide uiteinden in tweeën.Knip vervolgens de draad op zeven millimeter en buig het uiteinde van de draad op een millimeter onder de punt. Bedek de gebogen punt van een millimeter van de draad met een tang en draai de draad strak rond de tang om een kleine lus met een diameter van één millimeter te creëren. Buig vervolgens de lus loodrecht op het rechte deel van de draad om de draadpunt weer naar buiten te laten wijzen.Monteer alle elektroden naast elkaar in het zespolige voetstuk met een afstand van zes millimeter tussen de twee bipolaire elektroden. Plaats de referentie-elektrode in het middelste buitenste gat. Voordat u doorgaat met de operatie, registreert u het gewicht van de acht weken oude VGAT-Cre-muizen.Plaats het dier vervolgens in een inductiekamer om anesthesie op te wekken. Plaats de verdoofde muis op een verwarmingskussen bij 37 graden Celsius. Als u een feedbackgestuurd temperatuursysteem gebruikt, plaatst u de temperatuursonde in het rectum van het dier voor temperatuurbewaking tijdens de operatie.Om de operatie te starten, leidt u de inhalente anesthesiestroom om naar de neuskegel en monteert u het dier in het stereotaxische frame door de voorste boventanden voorzichtig in de snijtandbalk te plaatsen en de kegel op zijn neus te verplaatsen. Plaats vervolgens de oorbalken in de oren en bevestig deze aan het stereotaxische frame. Zorg ervoor dat het hoofd van het dier waterpas en gecentreerd is en niet kan worden verplaatst wanneer het enigszins wordt gesondeerd.Zodra het dier is gemonteerd, injecteert u 0,5 milliliter Normosol op de muizen voor hydratatie en brengt u oculair glijmiddel aan om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen. Controleer de diepte van de anesthesie door in een achterpootpoot te knijpen. Als de terugtrekkingsreflex afwezig is bij het dier, ga dan verder met het verwijderen van het hoofdhaar van de muis rond het chirurgische gebied.Als u klaar bent, desinfecteer dan het schone huidgebied driemaal met een afwisselende toepassing van ethanol en jodium, eindigend met jodium, en injecteer 0,05 milliliter 0,25% bupivacaïne subcutaan. Maak een incisie in de schedel met behulp van een scalpel en knip vervolgens een deel van de huid uit met een chirurgische schaar, waardoor de schedel wordt blootgesteld. Duw de huid opzij voordat u de schedel reinigt van alle onderliggende weefsels met een wattenstaafje.Reinig de schedel met waterstofperoxide met steriele wattenstaafjes en maak de schedelnaden, bregma en lambda zichtbaar. Met de stereotaxisch gemonteerde boor verplaatst u de boorpunt naar bregma in nul X-, Y- en Z-coördinaten. Til vervolgens de boor op en verplaats deze naar lambda om de coördinaten te bepalen om te bepalen of de kop waterpas is.Nadat u de schedel grondig hebt gedroogd, brengt u één druppel zelfetsende tandlijm aan met de applicator. Wacht 60 seconden voordat u de tandlijm gedurende 40 seconden uithardt met een tandheelkundig UV-licht. Een glanzend oppervlak geeft aan dat de lijm effectief is verknoopt met de schedel.Met behulp van een 0,031-inch boor, boor voorzichtig twee braamgaten bilateraal in de schedel met 5.000 rotaties per minuut of RPM, vermijd boren in de hersenen. Breng een druppel zoutoplossing aan om het boren van de braamgaten te verbeteren. Voor implantatie van hippocampusdiepte-elektroden, boor op drie millimeter achterste en drie millimeter lateraal van bregma.Boor één braamgat voor de referentie-elektrode boven het cerebellum achter de lambda op zes millimeter achterste en nul millimeter lateraal van bregma. Monteer vervolgens het zespolige voetstuk met gemonteerde elektroden in de elektrodehouder op het stereotaxische frame. Door de elektroden boven de overeenkomstige braamgaten uit te lijnen, laat u de headset langzaam zakken en navigeert u door de headset om de twee bipolaire elektrodepunten precies bovenop de linker- en de rechter hippocampusgaten te lokaliseren en indien nodig de referentie-elektrode aan te passen om boven het gat over het cerebellum te zweven.Wanneer de hippocampale draaielektroden zich vlak boven de gaten bevinden, zet de Z-as op nul en laat de elektrode langzaam zakken tot min drie millimeter in de rechter en linker hippocampus en leid de referentie-elektrode in het gat boven het cerebellum. Bereid het tandcement door het poeder en de vloeistof in een mengkom te mengen. Bedek vervolgens het schedeloppervlak, de elektroden en de ruimte tussen het schedeloppervlak en de onderkant van het voetstuk met tandcement.Zodra het cement droogt en uithardt, maakt u de elektrodehouder los van de stereotaxische arm, heft u de arm op en verwijdert u de houder van het voetstuk. Na toediening van de muis subcutaan met ketoprofen en Normosol, verwijdert u het dier uit het stereotaxische frame om het dier op het verwarmde kussen in de vivariumkooi te verplaatsen. Zodra u volledig wakker bent, brengt u het enkele dier terug naar de vivariumkooi, voedt u het dier met zacht voedsel en controleert u het gewichtsverlies dagelijks tot 72 uur na de operatie.In de representatieve vioolplot wordt het aantal stimulaties getoond dat muizen nodig hebben voor het aangestoken toestandscriterium. De muizen bereikten meestal de ontstoken toestand of ervaren vijf bilaterale tonisch-clonische motorische aanvallen na 15 stimulaties. De latentie voor spontane terugkerende aanvallen, of SRS, bleek 10,7 te zijn en de gemiddelde frequentie van de aanvallen was 1,3 aanvallen per dag.De betrouwbare SRS-verdeling toonde aan dat de muizen ongeveer 23 dagen epileptisch waren. In de representatieve afbeeldingen is het aantal anti-NeuN-positieve neuronen of neuronale sterfgevallen in verschillende subvelden van de hippocampus en entorhinale cortex te zien. Het is belangrijk om de twee bipolaire elektroden soepel in de twee braamgaten te laten komen, dus ze moeten recht boven de braamgaten zijn.En het is ook belangrijk om het tandcement zorgvuldig aan te brengen en volledig te laten uitharden voordat u de elektrodehouder verwijdert. Deze techniek stelt ons in staat om epileptische muizen te genereren en ze continu te monitoren met EEG-opname en ook video-opname, tegelijkertijd. En met de experimenten die we doen, kunnen we vervolgens nieuwe behandelingsstrategieën testen, zoals gentherapie om de frequentie, de duur en de ernst van de aanvallen te verminderen.

preparation-implantation-electrodes-for-electrically-kindling-vgat

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowetenschap

Gedeeltelijk geïsoleerd cortex ("ondermijnen") is een efficiënte diermodel van posttraumatische epileptogenese. Hier laten we zien hoe je een roman chirurgisch apparaat te maken en het gebruiken om meer nauwkeurige en consistente letsels aan te brengen in dit model te genereren.

Voorbereiden Undercut Model van Posttraumatische epileptogenese in Knaagdieren

Een procedure beschreven voor het manipuleren van de activiteit van cerebrale corticale piramidale neuronen optogenetically terwijl de elektro, elektromyogram en cerebrale lactaatconcentratie bewaakt. Experimentele opnamen worden uitgevoerd op kabel-tethered muizen, terwijl ze ondergaan spontane slaap / waak cyclus. Optogenetic apparatuur geassembleerd in ons laboratorium controleapparaat handel verkrijgbaar.

Gelijktijdig Elektro, Real-time meting van lactaatconcentratie en Optogenetic Manipulatie van neuronale activiteit in de Rodent Cerebral Cortex

This video demonstrates a technique for implanting an electrode assembly into a mouse brain. The assembly contains bipolar electrodes to record activity from the hippocampus and a reference electrode to obtain baseline activity from the cerebellum. An anesthetized mouse is placed on a stereotaxic frame, and the electrode assembly is implanted in the target brain region. The animal is then allowed to recover before performing electrophysiological recording.

Implantation of an Electrode Assembly in a Mouse Brain for Electrophysiological Recording

Studies hebben aangetoond dat cathodale transcraniële gelijkstroom-stimulatie onderdrukkende effecten kan hebben op geneesmiddelresistente epileptische aanvallen. In deze studie werd een in vitro experimentele opstelling bedacht waarin de gelijkstroom-stimulatie en de multi-elektrode array-registratie van aanvallen-achtige activiteit werden geëvalueerd in een herfsnede-preparaat van muizen. De parameters van de gelijkstroom-stimulatie werden geëvalueerd.

Direct-current stimulatie en multi-elektrode Array Registratie van Inbeslagneming-achtige activiteit in de muizen Brain Slice Voorbereiding

Dit artikel toont de prestaties van acupunctuur, epilepsiemodellen en de analyse van slaap bij knaagdieren. De acupunctuurprocedure en de identificatie van acupunctuurpunten worden beschreven. Pilocarpine of pentyleentetraazool (PTZ) wordt gebruikt om epilepsie te induceren. Elektrokortikogram (ECoG), elektromyogram (EMG), hersentemperatuur en opnames van locomotorische activiteit worden gebruikt voor slaapanalyse.

Manipulatie van Epileptiforme Electrocorticograms (ECoGs) en Sleep bij ratten en muizen door Acupunctuur

Dit gedetailleerde protocol beschrijft transcraniale stimulatie de plaatsing van de elektroden op het bot temporale te onderzoeken van de effecten op korte en lange termijn van de elektrische stimulatie transcranial in ratten vrij te verplaatsen.

Chronische Transcraniële elektrische stimulatie en Intracortical opname in ratten

Dit manuscript wordt een methode van het inducerende status epilepticus door systemische pilocarpine injectie en de bewaking van spontane recidiverende aanvallen in levende dieren met behulp van een draadloze telemetrie video en electroencephalogram systeem beschreven. Dit protocol kan worden gebruikt voor het bestuderen van de pathofysiologische mechanismen van chronische epilepsie, epileptogenese en acute aanvallen.

Pilocarpine Model van temporale kwab epilepsie en EEG toezicht Radiotelemetry systeem met muizen

We illustreren hoe u opnemen en elektrische modulatie van 4-aminopyridine-geïnduceerde epileptiform activiteit in knaagdier hersenen segmenten met behulp van micro-elektrode arrays. Een aangepaste opname-kamer onderhoudt weefsel levensvatbaarheid in langdurige experimentele sessies. Leven van de elektrode toewijzing en selectie van stimulerende paren worden uitgevoerd door een aangepaste grafische gebruikersinterface.

Opname en moduleren van Epileptiform activiteit in knaagdier hersenen plakjes gekoppeld aan micro-elektrode Arrays

Acute inbeslagneming modellen zijn belangrijk voor de studie van de mechanismen die ten grondslag liggen aan de epileptiform gebeurtenissen. Bovendien biedt de mogelijkheid om het genereren van epileptiform evenementen op afroep een zeer efficiënte methode om te bestuderen van de exacte volgorde van de gebeurtenissen ten grondslag liggen aan hun inleiding. Hier beschrijven we de acute 4-aminopyridine corticale inbeslagneming modellen gevestigd in muis en menselijk weefsel.

Generatie en On-Demand inleiding van Acute Ictale activiteit in knaagdier en menselijk weefsel

De uitdaging van epilepsie onderzoek is het ontwikkelen van nieuwe behandelingen voor patiënten waar klassieke therapie ontoereikend is. Met behulp van een nieuw protocol-met de hulp van een implanteerbare Drug Delivery System-zijn we in staat om aanvallen in verdoofd muizen controle door de elektroforetische levering van GABA in de epileptische focus.

Elektroforetische levering van γ-aminoboterzuur zuur (GABA) in epileptische focus voorkomt aanvallen bij muizen

De amygdala speelt een sleutelrol bij temporale kwab epilepsie, die ontstaat in en zich voortplant vanuit deze structuur. Dit artikel geeft een gedetailleerde beschrijving van de fabricage van diepe hersenelektroden met zowel opname- als stimulerende functies. Het introduceert een model van mediale temporale kwab epilepsie afkomstig van de amygdala.

Een bipolaire elektrode gebruiken om een temporale kwab epilepsiemuismodel te maken door elektrische aanmaakhoutjes van de amygdala

Leer een betrouwbaar model voor temporale kwab epilepsie genereren met VGAT-Cre muizen via elektrisch aanmaakhout. Deze methode minimaliseert hippocampusceldood en ondersteunt onderzoek naar epileptogenese en nieuwe therapieën.

Voorbereiding en implantatie van elektroden voor elektrisch aanmaakhout VGAT-Cre muizen om een model voor temporale kwab epilepsie te genereren (Video) | JoVE Journal

Voorbereiding en implantatie van elektroden voor elektrisch aanmaakhout VGAT-Cre muizen om een model voor temporale kwab epilepsie te genereren

Meer video's verkennen