Standaardisatie van overdracht tussen laboratoria tussen flowcytometers voor detectie van lymfocyten bij Japanse encefalitis gevaccineerde kinderen
10 februari 2023
In deze studie werd een methode ontwikkeld om de overdracht van experimentele instellingen en analysesjablonen tussen twee flowcytometers in twee laboratoria voor de detectie van lymfocyten bij Japanse encefalitis-gevaccineerde kinderen te vergemakkelijken. De standaardisatiemethode voor de flowcytometerexperimenten zal het mogelijk maken om onderzoeksprojecten effectief uit te voeren in meerdere centra.
De standaardisatiemethode van de flowcytometer biedt een haalbare aanpak voor de wederzijdse accreditatie van laboratoriumresultaten en zorgt voor de consistentie van resultaten met onderzoeksprojecten in meerdere centra. De methode minimaliseert het tijdsverbruik is eenvoudig uit te voeren, is uitgerust om te automatiseren, analyseert sjabloon en kan de vereiste van gegevensanalyse drastisch verminderen. Begin met het maken van een nieuwe configuratie in de software van cytometer A, vanuit het overdrachtslaboratorium, door op de cytometerknop te klikken en weergaveconfiguraties te kiezen.
Klik met de rechtermuisknop op de map basisconfiguraties in de configuratielijst, kies nieuwe map en hernoem deze. Maak vervolgens een nieuwe configuratie door met de rechtermuisknop op de basisconfiguratie te klikken en deze te kopiëren. Klik met de rechtermuisknop op de nieuwe map en plak de basisconfiguratie voordat u de nieuwe configuratie hernoemt, Gestandaardiseerde methodeoverdracht"Sleep de parameternaam, zoals FETC uit de lijst met parameters, naar de juiste detector 530/30, bewerk ook aanvullende parameters voor de nieuwe configuratie.
Om het experiment in het overbrengende laboratorium te standaardiseren, voert u een prestatiecontrole uit met behulp van deze cytometer A-opstelling en volgt u de kralen om te controleren of de cytometer A goed presteert. Klik met de rechtermuisknop op cytometer A-instellingen in het softwarebrowservenster en maak een werkblad door de toepassingsinstellingen te selecteren. Gebruik vervolgens een niet-gekleurd monster om de fotovermenigvuldigingsbuis of PMT-spanningen van het voorwaartse verstrooiingsgebied of FSC en het zijverstrooiingsgebied of SSC en alle fluorescentieparameters aan te passen.
Sla de toepassingsinstellingen op door met de rechtermuisknop op de cytometerinstellingen van het experiment te klikken en toepassingsinstellingen te selecteren. Als u automatisch compensatiebesturingselementen wilt toevoegen, klikt u op de knop Experiment en selecteert u het menu voor het instellen van compensatie voordat u Compensatiebesturingselementen maken selecteert. Registreer gegevens voor alle compensatiecontrolekralen.
Als u klaar bent, klikt u op het experiment en selecteert u compensatie-instelling, berekent u de compensatie automatisch voordat u de gegevens voor met één cel gekleurde besturingselementen opneemt. gebruik CD45 RAA APC om de compensatiewaarde van R7-18 te wijzigen in 15% APC, gebruik CD19 BB700 om de compensatiewaarde van APC H7 te wijzigen in 14% BB700 en gebruik CD8 R7-18 om de compensatiewaarde van APC H7 te wijzigen in 60% R7-18. Nadat u de gegevens voor de CST-kralen hebt vastgelegd, maakt u een globaal werkblad van de doelwaardesjabloon voor de CST-heldere kralen, zodra u klaar bent, voert u de monsters uit op de flowcytometerarray en verzamelt u 25.000 lymfocyten.
Maak een globaal werkblad van de analysesjabloon voor de monsters en sla de experimentele sjabloon op cytometer A. Exporteer de experimentele sjabloon met behulp van de cd-rom. Om de experimentele sjabloon over te brengen naar cytometer B in het testlaboratorium, voert u een prestatiecontrole uit met CST-kralen om te controleren of cytometer B goed presteert. Importeer de experimentele sjabloon uit cytometer A en maak een experiment voor cytometer B met behulp van de sjabloon.
Met dezelfde partij CST-kralen passen de fluorescerende parameterspanningen voor elk fluorescentiekanaal aan het vorige MFI-instrument aan. Pas indien nodig de FSC-spanning aan met behulp van het niet-gekleurde monster. Klik met de rechtermuisknop op de instellingen van de experimentele cytometer en selecteer toepassingsinstellingen om de toepassingsinstellingen op te slaan.
Wijzig vervolgens de compensatiewaarde van R7-18 naar 15% APC met behulp van CD45 RA APC. Gebruik CD19 BB700 om de compensatiewaarde van APC H7 te wijzigen in 24%BB700. En gebruik CD8 R7-18 om de compensatiewaarde van APC H7 te wijzigen in 60% R7-18.
Na wijziging van de compensatiewaarde voert u de monsters uit op de flowcytometer B en verzamelt u 25.000 lymfocyten. In een globaal werkblad van de doelwaardesjabloon voor het instellen en volgen van de cytometer, of CST heldere kralen, werden de histogramplots van 10 fluorescentiekanalen verkregen, de doelwaarde voor elke parameter werd weergegeven door de mediaan binnen de histogrampoorten weer te geven. de dot plots van het monster verkregen met behulp van de cytometer A en B na instrumentstandaardisatie, toonden de consistentie van gegevens tussen verschillende instrumenten met behulp van een automatische analysesjabloon.
Er werd geen significant verschil waargenomen toen de resultaten van zes monsters werden vergeleken over twee verschillende instrumentmodellen. De resultaten van 15 lymfoïde subgroepen verkregen uit verschillende instrumenten met behulp van de gestandaardiseerde methode verkregen zeer vergelijkbare gegevens. Dezelfde configuratienaam, het maken van de sjabloon en het maken van de ecotech-waarden van veiligheidsparels in verschillende instrumenten zijn kritieke stappen in dit protocol.
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Overzicht
Deze studie presenteert een gestandaardiseerde methode voor het overdragen van experimentele instellingen en analyse templates tussen flow cytometers in verschillende laboratoria. Deze aanpak is bedoeld om de detectie van lymfocyten bij Japanse encefalitis-gevaccineerde kinderen te verbeteren, waardoor multi-center onderzoeksprojecten worden vergemakkelijkt.
Belangrijke onderdelen van het onderzoek
Wetenschapsgebied
- Flow Cytometrie
- Immunologie
- Standaardisatiemethoden
Achtergrond
- Flow cytometry is een cruciaal hulpmiddel voor het analyseren van lymfocytenpopulaties.
- Standaardisatie is essentieel om consistente resultaten tussen laboratoria te garanderen.
- Vaccinatie tegen Japanse encefalitis is belangrijk voor de volksgezondheid.
- Samenwerking tussen laboratoria kan onderzoeksresultaten verbeteren.
Doel van het onderzoek
- Om een methode te ontwikkelen voor het standaardiseren van flow cytometry experimenten.
- Om de overdracht van experimentele instellingen tussen laboratoria te vergemakkelijken.
- Om de betrouwbaarheid van lymfocyten detectie bij gevaccineerde kinderen te verbeteren.
Gebruikte methoden
- Creatie van nieuwe configuraties in flow cytometer software.
- Overdracht van basisconfiguraties tussen laboratoria.
- Bewerking van parameters voor gestandaardiseerde analyse.
- Automatisering van data-analyse processen.
Belangrijkste resultaten
- De methode maakt wederzijdse accreditatie van laboratoriumresultaten mogelijk.
- Het minimaliseert tijdsverbruik en vereenvoudigt uitvoering.
- Geautomatiseerde analyse vermindert de behoefte aan uitgebreide dataverwerking.
- Gestandardiseerd configuraties verhogen consistentie tussen centra.
Conclusies
- De gestandaardiseerde methode verbetert samenwerking tussen laboratoria.
- Het garandeert betrouwbare resultaten voor onderzoek met lymfocyten.
- Deze aanpak kan worden toegepast op verschillende multi-center studies.
Veelgestelde vragen
Executive Industry Relevance
Multi-center immunology studies require robust standardization to ensure data comparability and reproducibility across diverse flow cytometry platforms. This method enables the transfer of experimental settings and analysis templates between different instruments and laboratories, directly supporting portfolio-wide immune monitoring and cross-site data integration. Standardized workflows reduce biological and operational variability, strengthening predictive confidence in immune function assessments for vaccine research and beyond.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables consistent immune cell phenotyping across sites for target validation studies.
- Reduces mechanistic ambiguity by harmonizing instrument setup and gating strategies.
- Supports predictive confidence in immunological endpoints for early-stage programs.
Screening & Assay Development
- Facilitates preparation of validated flow cytometry assays for multi-site screening campaigns.
- Improves assay reproducibility and quantitative comparability through standardized templates.
- Enables reliable evaluation of immune responses in diverse cohorts and settings.
Translational & Preclinical Research
- Aligns immune monitoring protocols for translational biomarker studies in vaccine development.
- Ensures continuity of immune function data from discovery through preclinical validation.
- Supports risk-adjusted advancement decisions by minimizing inter-lab variability.
Pipeline & Workflow Integration
This standardization method integrates into the discovery-to-preclinical continuum, enabling seamless immune monitoring from early research through multi-center validation.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and pathway clarification by ensuring consistent lymphocyte detection.
- Screening: Delivers assay readiness and reproducibility for immune cell subset analysis across platforms.
- Analytics: Provides quantitative fluorescence intensity and compensation outputs for robust data comparison.
- Translational Research: Maintains biomarker alignment and data integrity in multi-site vaccine studies.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable standardization protocol for future multi-center immunology projects.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in immune monitoring.
- Operational Value: Streamlines assay setup, minimizes manual adjustments, and enhances reproducibility.
- Strategic Value: Enables reliable go/no-go decisions and efficient resource allocation in multi-site studies.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted prioritization and cross-study data integration for vaccine and immunology programs.
Implementation Considerations
- Requires expertise in flow cytometry configuration and compensation adjustment.
- Needs compatible software and access to standardized fluorescence beads for calibration.
- Demands cross-team agreement on template design and gating strategies.
- Adaptation may be needed for different instrument models or sample types.
- Dependent on consistent reagent lots and instrument maintenance for optimal comparability.
Biopharma FAQs
Chapters in this video
0:05
Introduction
0:57
Create Identical Configuration with the Same Name on Different Cytometers
1:45
Standardizing Experiment Using Cytometer A in the Transferring Lab
3:48
Transferring the Experimental Template to Cytometer B in the Test Method Lab
5:02
Results: A Rapid and Feasible Standardization Method to Transfer Parameters Across Different Flow Cytometers
5:50
Conclusion
