20 maart 2026
Deze studie stelt twee gestandaardiseerde muisxenotransplantatiemodellen vast om specifiek acute cellulaire afstoting en acute antilichaam-gemedieerde afstoting te repliceren. Deze modellen dienen als een betrouwbaar platform voor het onderzoeken van mechanismen van immuunafstoting van xenograften, het evalueren van immunosuppressieve strategieën en het bevorderen van preklinisch xenotransplantatieonderzoek.
Ons onderzoek richt zich op gestandaardiseerde xenotransplantatiemodellen in kleine dieren om de mechanismen van acute cellulaire en antilichaam-gemedieerde afstoting te bestuderen. Bestaande modellen zijn vaak gevoelig voor variaties in de uitvoering en complicaties bij longprocedures. Dit protocol biedt een snelle, gestandaardiseerde en reproduceerbare workflow.
Deze figuur illustreert de gestandaardiseerde workflow voor drie personen bij murine xenotransplantatie, waarbij operators gelijktijdig de voorbereiding van de ontvanger, de winning van het donorhart en de anastomose van het donorhart uitvoeren. Begin met het verkrijgen van 10 tot 12 dagen oude neonatale sprayed dolly ratten en zeven tot acht weken oude C57 Black six of BALB/c muizen. Huisvest alle donorratten en ontvangermuizen in een specifieke pathogeenvrije omgeving.
Desinfecteer het thoraco-abdominale gebied van de geanestheseerde rat met wattenbolletjes gedrenkt in povidonjodium. Maak een incisie in de buikwand met een schaar. Gebruik vervolgens een wattenstaafje om de darmen voorzichtig opzij te schuiven zodat de vena cava inferior zichtbaar wordt.
Gebruik een insulinespuit om 0,2 tot 0,5 milliliter hepariniseerde zoutoplossing in de vena cava inferior te injecteren. Druk de injectieplaats voorzichtig aan met een wattenstaafje om bloeden te voorkomen. Maak een incisie in het diafragma.
Snij de borstwand bilateraal open en trek deze terug om het hart volledig bloot te leggen. Verwijder vervolgens de thymus en doorsnij de vena cava superior om de druk te verlichten. Perfuseer één milliliter University of Wisconsin-oplossing in de aorta om een hartstilstand op te wekken.
Zet de perfusie voort totdat het hart van rood naar bleek verandert. Plaats een in ijskoud saline gedrenkt gaasje over het hart om de temperatuur te verlagen en dehydratatie te voorkomen. Ligeeer de vena cava superior en inferior met een 8.0 zijden hechtdraad.
Transecteer beide vaten. Snijd vervolgens de aorta door bij de aortaboog. Severeer de arteria pulmonalis bij de bifurcatie.
Ligeer alle longaders met de 8-O zijden hechtdraad. Exciteer vervolgens het donorhart. Plaats het geoogste hart in ijskoud zoutoplossing voor tijdelijke bewaring.
Verwijder met een ontharingscrème de haren van de nekregio van de geanestheseerde ontvangende muis. Desinfecteer de huid door drie keer afwisselend povidonjodium en alcohol aan te brengen. Maak met een chirurgisch mesje een longitudinale incisie van twee centimeter, ongeveer één centimeter rechts van de middellijn op de nek.
Voer een botte dissectie uit om de subcutane vet- en spierlagen te verwijderen. Exciteer de glandula submandibularis. Cauteriseer, na het blootleggen van de vena jugularis externa, de afzonderlijke takken met een elektro-cauterisatiepen die is ingesteld op de lage coagulatiemodus.
Plaats twee 8.0 zijden hechtingen nabij het distale uiteinde van de ader voor ligatie. Gebruik vervolgens microschirurgische scharen om de vena jugularis externa tussen de twee ligaturen door te snijden. Voer de vena jugularis externa door de veneuze manchet en schuif de manchet naar de basis van de ader.
Zet deze vervolgens vast met een vaatclamp. Gebruik microschirurgische scharen om de ligaturen te verwijderen. Spoel daarna het resterende bloed uit de vene met gebruik van gehepariniseerde zoutoplossing.
Stulp de vena jugularis externa met een microsurgische pincet over de manchet en zet deze vast met een 8.0 zijden hechting. Voer een botte dissectie uit posterieur aan de musculus sternocleidomastoideus om de arteria carotis-schede te lokaliseren. Open de arteria carotis-schede.
Scheid de arteria carotis communis zorgvuldig van de vena jugularis interna en de nervus vagus. Ligeeer vervolgens de halsslagader en transecteer deze. Voer daarna het onderste uiteinde van de getransecteerde arterie door de arteriële manchet.
Everteer de arterie over de manchet en zet deze vast. Schuif de donor-aorta over de arteriële manchet van de arteria carotis van de ontvanger. Zet deze vast met de 8.0 zijden ligatuur.
Maak een losse knooplus rond de arteria pulmonalis van de donor. Schuif de arteria pulmonalis over de veneuze cuff van de vena jugularis externa van de ontvanger. Zet deze vervolgens vast met de zijden ligatuur.
Verwijder de vaatklemmen van de arteria carotis en de vena jugularis externa van de ontvanger om de bloedstroom te herstellen. Observeer hoe het donorhart sterke contracties hervat en binnen 10 seconden snel rood kleurt. Zodra het donorhart een stabiel ritme heeft hervonden, kan de positie ervan worden aangepast.
Sluit de huidincisie in de nek met 4.0 hechtdraad. Desinfecteer de operatielocatie met povidonjodium. Plaats de muis op een warm, zacht kussentje dat op 37 tot 38 °C wordt gehouden om de lichaamstemperatuur te behouden.
Houd de muis in de gaten totdat deze weer bij bewustzijn is. Huis de muis individueel in een kooi met adequate toegang tot voedsel en water zodra deze volledig wakker is. De mediane overlevingstijd van het transplantaat bij BALB/c-recipiënten was vier dagen.
Terwijl dit bij C57 Black 6-ontvangers significant werd verlengd tot 6,5 dagen. In de SD-naar-BALB/c-groep toonde hematoxyleen en eosine-kleuring ernstige myocardiale destructie met uitgebreide extravasatie van erytrocyten. In de SD-naar-C57 Black 6-groep toonde hematoxyleen en eosine-kleuring myocardiale schade die hoofdzakelijk werd gekenmerkt door inflammatoire infiltraten.
In de SD-naar-BALB/c-groep toonde immunofluorescentiekleuring minimale infiltratie van CD3-positieve T-cellen, minimale infiltratie van CD68-positieve macrofagen en intense, wijdverspreide C4D-depositie. In de SD-naar-C57 Black 6-groep toonde immunofluorescentiekleuring prominente infiltratie van CD3-positieve T-cellen, een matige aanwezigheid van CD68-positieve macrofagen en matige C4D-depositie. Het gemiddelde succespercentage was 93,3% in de driepersoonsgroep, vergeleken met 86,7% in de eenpersoonsgroep.
De belangrijkste uitdaging bij teamcorrelatie, oefenpraktijk, circularisatie en het waarborgen van een stabiele en gevormde moderne vestiging. Toekomstige studies kunnen dit gestandaardiseerde model gebruiken om xenograft-immunomechanismen te onderzoeken en normale immunosuppressieve of tolerantie-inducerende trajecten te evalueren.
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Dit artikel beschrijft de ontwikkeling van twee gestandaardiseerde muizenmodellen voor xenotransplantatie, ontworpen om acute cellulaire afstoting (ACR) en acute antilichaam-gemedieerde afstoting (AMR) na te bootsen. Deze modellen vatten de beperkingen van studies met grote dieren op door een reproduceerbaar, efficiënt en praktisch platform te bieden voor het onderzoeken van immuunafstotingsmechanismen en het testen van immunosuppressieve therapieën binnen xenotransplantatieonderzoek.
Acute afstoting blijft een kritiek knelpunt bij xenotransplantatie, wat de translationele vooruitgang en de verdere ontwikkeling van het portfolio belemmert. Gestandaardiseerde muismodellen voor acute cellulaire en antilichaam-gemedieerde afstoting bieden een reproduceerbaar en schaalbaar platform voor mechanische risicoreductie en de evaluatie van immunosuppressieve strategieën. Deze workflow-gestuurde aanpak maakt doelvalidatie met een hoge betrouwbaarheid mogelijk en versnelt de preklinische besluitvorming in transplantatie-R&D.
Dit gestandaardiseerde muismodel slaat een brug tussen vroege ontdekking, lead-identificatie en preklinische validatie in xenotransplantatieonderzoek.