W niniejszej pracy opisujemy procedurę chirurgii serca mającą na celu implantację inżynierowanej tkanki w bruzdę przedsionkowo-komorową (AV) dorosłego szczura szczepu Lewis.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Implantacja inżynieryjnej tkanki w sercu szczura
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Chirurgia gryzoni jest często istotnym elementem oceny użyteczności tkanek inżynieryjnych. W powszechnie stosowanych szczurach lub myszach laboratoryjnych można przeprowadzić szeroką gamę procedur chirurgicznych, które często stanowią etap pośredni między eksperymentami laboratoryjnymi a badaniami na dużych zwierzętach lub próbami klinicznymi u ludzi. Biorąc pod uwagę, że gryzonie stanowią ugruntowany, kosztowo efektywny i fizjologicznie istotny system modelowy do testowania nowych kombinacji materiałów rusztowaniowych i komórek, są one szczególnie odpowiednie do badań nad inżynierią tkankową układu sercowo-naczyniowego. Obecnie opisujemy chirurgiczną procedurę operacji na otwartym sercu w celu implantacji tkanki inżynieryjnej zawierającej komórki progenitorowe miogenne w bruzdzie przedsionkowo-komorowej (AV) serca szczura. Implanty te mają na celu stworzenie przewodu elektrycznego między prawym przedsionkiem a prawą komorą, z ostatecznym celem zapewnienia alternatywnej metody leczenia w stosunku do konwencjonalnej implantacji rozrusznika serca u pacjentów pediatrycznych z całkowitym blokiem serca[1]. Tkanka inżynieryjna jest implantowana w bruździe AV za pomocą torakotomii. Na potrzeby naszych badań szczury rasy Lewis są znieczulane i wentylowane inwazyjnie w celu utrzymania dodatniego ciśnienia w drogach oddechowych podczas sterylnej procedury chirurgicznej. Dostęp do serca jest wykonywany poprzez prawą torakotomię przez cięcie przednio-boczne na poziomie 5thprzestrzeń międzyżebrowa. Konstrukt tkankowy zostaje przymocowany w bruździe AV za pomocą pojedynczego szwu Prolene 7-0 i umieszczony pomiędzy prawą komorą a przedsionkiem w brzusznej części serca. Epikardium zostaje częściowo usunięte, aby umożliwić bezpośredni kontakt pomiędzy kardiomiocytami biorcy a komórkami zawartymi w sztucznie wyhodowanej tkance. Po implantacji ściana klatki piersiowej zostaje zamknięta warstwowo, ewentualny odma opłucnowa zostaje odessana, a zwierzę zostaje odłączone od respiratora i poddane leczeniu przeciwbólowemu.
Protokół
Część 1: Indukcja znieczulenia ogólnego
- Szczura szczepu Lewis o masie 200-250 g znieczula się ketaminą w dawce 50 mg/kg oraz ksylazyną w dawce 4 mg/kg, wstrzykując preparaty igłą 30 G do jamy otrzewnowej. Górną część brzucha i prawą stronę klatki piersiowej wygolono, a miejsce nacięcia dokładnie oczyszczono 70% etanolem, a następnie miejscowym roztworem antyseptycznym na bazie powidonu jodowego.
- Zwierzę zostaje zaintubowane dotchawiczo przy użyciu cewnika dożylnego 16 G podłączonego do respiratora dla małych zwierząt (Harvard Apparatus). Respirator jest połączony z waporyzatorem w celu podawania od 0,5 do 1,0% izofluranu (Baxter) zmieszanego ze 100% tlenem w celu utrzymania znieczulenia ogólnego. Częstotliwość oddechów i objętość oddechową dostosowuje się do masy ciała szczura. Zwierzę umieszcza się na macie grzewczej (Hood Thermo-Pad), aby utrzymać temperaturę ciała podczas procedury chirurgicznej.
- W celu monitorowania tętna i saturacji tlenem przez cały czas trwania zabiegu chirurgicznego, do jednej z kończyn tylnych przypina się pulsoksymetr (Nellcor).
Część 2: Torakotomia i implantacja tkanki inżynieryjnej
- Pole operacyjne przygotowuje się za pomocą sterylnych obłożeń chirurgicznych, które mocuje się kleszczykami do ręczników.
- Wykonuje się nacięcie od przednio-bocznej do bocznej ściany prawej klatki piersiowej, tuż nad 5.th przestrzenią międzyżebrową. Do wnętrza klatki piersiowej uzyskuje się dostęp przez 5.th przestrzeń międzyżebrową, a następnie umieszcza się mały rozwieracz (Roboz), aby zmaksymalizować pole widzenia.
- Osierdzie przecina się tuż powyżej wyrostka prawego przedsionka i prawej komory, prowadząc cięcie od podstawy w stronę wierzchołka serca. Następnie identyfikuje się bruzdę przedsionkowo-komorową i delikatnie rozdziela warstwę epikardium sąsiadującą z trójkątem aortyczno-przedsionkowo-komorowym.
- Szew Prolene 7-0 (Ethicon) przeprowadza się przez podstawowe ramię prawej komory. Fragment o wymiarach 2 x 2 x 2 mm wycina się z inżynieryjnego konstruktu tkankowego, umieszcza w bruździe przedsionkowo-komorowej i delikatnie przymocowuje szwem Prolene.
- Pole operacyjne sprawdza się pod kątem krwawienia, a następnie dwa szwy Vicryl 4-0 (Ethicon) umieszcza się między górną a dolną przestrzenią międzyżebrową w celu zamknięcia klatki piersiowej.
- Wszelkie widoczne odmy opłucnowe usuwa się poprzez rozprężenie płuc za pomocą respiratora.
- Ścianę klatki piersiowej zamyka się następnie warstwowo.
Część 3: Regeneracja
- Podczas budzenia się zwierzęcia po zabiegu, w miejsce nacięcia infiltruje się 5 mL 0,25% Bupiwakainy[2].
- Po odstawieniu od respiratora zwierzę zostaje ekstubowane i przeniesione do klatki ze świeżą ściółką, gdy jest już w pełni przytomne i przyjmuje pozycję sternalną. Następnie szczurowi podaje się podskórnie Buprenorfinę w dawce 0,01 mg/kg jako lek przeciwbólowy co 12 godzin przez 3 dni.
Część 4: Reprezentatywne wyniki
W przypadku prawidłowego wykonania, opisana chirurgiczna implantacja zmodyfikowanej tkanki w bruzdę przedsionkowo-komorową serca (Rysunek 1) skutkuje przeżywalnością zwierząt na poziomie przekraczającym 90%.
Rysunek 1. Fotografia odsłoniętego serca przedstawiająca miejsce implantacji inżynierowanej tkanki.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Aby uzyskać korzystny wynik zabiegu chirurgicznego, niezbędne jest prawidłowe zaintubowanie i inwazyjne wentylowanie zwierzęcia. Jeśli szczur zostanie jedynie osedowany i pozostawiony przy oddychaniu spontanicznym, oba płuca nieuchronnie zapadną się po otwarciu klatki piersiowej ze względu na wspólną opłucną u gryzoni. Przed zamknięciem klatki piersiowej należy całkowicie wyeliminować wszelką odmę opłucnową i w pełni rozprężyć płuca, aby zredukować atelektazę. W przeciwnym razie odstawienie od respiratora i rekonwalescen...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Doświadczenia na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi i przepisami ustalonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) w Children's Hospital Boston.
Podziękowania
Praca ta jest wspierana przez granty badawcze z National Institutes of Health (HL068915; HL088206) oraz darowizny na rzecz Cardiac Conduction Fund w Children’s Hospital Boston.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze | |
|---|---|---|---|---|
| Mata grzewcza Thermo Pad 7x4, 4 szt./op. | Sprzęt | Hood Thermo-Pad, Summerland, BC Kanada | MODEL 704R | |
| Wentylator Inspira ASV | Sprzęt | Harvard Apparatus | ||
| Ręczny pulsoksymetr | Sprzęt | Nellcor | N20PA | |
| Retraktor | Sprzęt | Roboz Surgical Instruments Co. | RS-6514 | |
| Izofluran (Forane) | Odczynnik | Baxter Internationl Inc. | 1001936040 | |
| Ketamina HCl | Odczynnik | Hospira Inc. | RL-0065 | |
| Ksylazyna (AnaSed) | Odczynnik | Lloyd, Inc. | LB15705A | |
| Buprenorfina HCL w zastrzyku | Odczynnik | Bedford Laboratories | Div-BUP-P00 | |
| Bupiwakaina 0.25% | Odczynnik | Hospira Inc. |
Bibliografia
- Choi, Y. H. Cardiac conduction through engineered tissue. Am J Pathol. 169, 72-85 (2006).
- Shin, J. W. Low-dose systemic bupivacaine prevents the development of allodynia after thoracotomy in rats. Anesth Analg. 107, 1587-1591 (2008).
- Horstick, G. Surgical procedure affects physiological parameters in rat myocardial ischemia: need for mechanical ventilation. Am J Physiol. 276, H472-H479 (1999).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
