Wielokrotne pomiary fizjologii układu oddechowego gryzoni oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych są pożądane, lecz zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym materiale opisujemy powtarzalną metodę intubacji doustnej myszy, która umożliwia wielokrotne pomiary nadreaktywności dróg oddechowych oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Pomiary nadreaktywności dróg oddechowych (AHR) oraz pobieranie płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL) są niezbędne w eksperymentalnych modelach astmy, jednak wielokrotne przeprowadzanie tych procedur u tego samego zwierzęcia w celu uzyskania takich pomiarów jest zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym opracowaniu przedstawiamy protokoły wielokrotnego pomiaru AHR oraz pobierania próbek płynu BAL u myszy. Myszy poddawano siedmiokrotnej ekspozycji donosowej na silny alergen w ciągu 14 dni lub traktowano procedurą pozorowaną (sham). Przed pierwszą ekspozycją oraz w ciągu 24 godzin po każdym podaniu donosowym te same zwierzęta poddawano znieczuleniu, intubacji dożylnej i wentylacji mechanicznej. Oceniono AHR poprzez porównanie krzywych zależności odpowiedzi od dawki oporu układu oddechowego (RRS), indukowanego rosnącymi dożylnymi dawkami chlorku acetylocholiny (Ach), pomiędzy zwierzętami z grupy kontrolnej a tymi poddanymi działaniu alergenu. Następnie, za pomocą tej samej intubacji, przeprowadzono płukanie lewego płuca, aby umożliwić różnicowe liczenie komórek dróg oddechowych. Badania te wykazują, że wielokrotne pomiary AHR i pobieranie płynu BAL u tych samych zwierząt są możliwe, a maksymalna nadreaktywność dróg oddechowych oraz eozynofilia dróg oddechowych zostają osiągnięte w ciągu 7–10 dni od rozpoczęcia ekspozycji na alergen. Ta nowatorska technika znacząco zmniejsza liczbę myszy wymaganych do badań podłużnych i jest możliwa do zastosowania u różnych gatunków gryzoni, w różnych modelach chorób oraz z wykorzystaniem różnych urządzeń do badania fizjologii dróg oddechowych.
Protokół
Próba prowokacyjna alergenem:
- Myszy C57BL/6 w wieku od 4 do 8 tygodni poddaje się znieczuleniu w szczelnej komorze z pleksiglasu, przepłukanej mieszaniną pary tlenu z 3,2% izofluranem przez 10 minut, aby uzyskać głęboką narkozę ogólną.
- W każdy wtorek, czwartek i niedzielę podaje się donosowe wyzwania alergenem (45 μL OVA (22,5 μg) i 7 μL A. Oryzae (7 μg) w PBS), łącznie przez siedem kolejnych aplikacji.
Znieczulenie:
- Przed każdym podaniem alergenu oraz po siódmym podaniu, myszy otrzymują dostrzykieniowo w jamę brzuszną etomidat w dawce 48 mg/kg (2 mg/ml), przed umieszczeniem ich w naczyniu chroniącym przed światłem.
- Obiekt pozostaje w naczyniu do momentu stwierdzenia braku zauważalnej reakcji neurologicznej po wywarciu nacisku na tylne łapy (5-10 min).
Intubacja:
- Aby zapobiec hipotermii, przez cały czas trwania procedury na badanym obiekcie powinna być skupiona lampa grzewcza, utrzymywana w odległości zapewniającej temperaturę rdzeniową ciała na poziomie ~37°C. Należy użyć termometru rektalnego, przynajmniej na początku, aby potwierdzić eutermię, niezależnie od zastosowanego źródła ciepła.
KROKI KRYTYCZNE Wszystkie płyny i instrumenty wprowadzane do organizmów zwierząt doświadczalnych muszą być sterylne; procedury powinny być wykonywane w ścisłych warunkach aseptycznych. Przedłużająca się hipotermia podczas znieczulenia doprowadzi do uzyskania błędnych danych i/lub śmierci zwierząt. Umiejętność wykonywania wszystkich procedur inwazyjnych powinna zostać wypracowana na zwłokach zwierząt przed przystąpieniem do pracy z żywymi osobnikami. W celu zapobiegania otarciom rogówki u zwierząt w znieczuleniu ogólnym należy stosować smar oftalmiczny. - Znieczulone myszy wyjmuje się z pojemnika i układa w pozycji na plecach (stroną brzuszną do góry) na stole pletyzmografu, ustawionym pod kątem 45°.
- Gumkę recepturkę otaczającą stół wsuwa się za górny rząd siekaczy, aby unieruchomić badany obiekt. Trzymając pęsetę w prawej ręce, należy chwycić, wysunąć i unieść język z jamy ustnej, a następnie przymocować go w tej pozycji za pomocą metalowego depresora w lewej ręce; zapewnia to drożność dróg oddechowych do intubacji.
- Włókno światłowodowe o średnicy 0.8 mm, podłączone do źródła światła, wprowadza się przez kaniulę angiokatetera i wysuwa na 10 mm poza jego końcówkę. Podczas gdy lewa ręka stabilizuje depresor, oświetlony koniec włókna światłowodowego jest prowadzony prawą ręką przez jamę ustną i gardło, aż do momentu uwidocznienia strun głosowych. Następnie włókno przeprowadza się pod bezpośrednią kontrolą wzrokową przez ruchome struny głosowe do tchawicy, w momencie, gdy struny są maksymalnie otwarte.
- Kaniulę angiokatetera wprowadza się następnie wzdłuż włókna światłowodowego do tchawicy, aż końcówka cewnika znajdzie się w środkowej części tchawicy. Dla myszy o masie 17-22 g odpowiada to 10 mm segmentowi cewnika pozostającego widocznym między złączem a kranialną krawędzią dolnej szczęki badanego obiektu. Rzeczywista długość wprowadzenia cewnika powinna zostać określona poprzez bezpośrednią inspekcję tchawicy u 2-3 kaniulowanych myszy o odpowiedniej wielkości i tle genetycznym.
- Włókno światłowodowe zostaje usunięte, a poprawną intubację potwierdza się poprzez obserwację regularnych, głębokich oddechów (rytmiczne ruchy klatki piersiowej i brzucha), które natychmiast ustają po zablokowaniu złącza kciukiem. Odruch dławienia, niezależnie od blokady kciukiem, nieregularne oddechy lub inne oznaki trudności w oddychaniu świadczą o nieprawidłowym położeniu angiokatetera i zazwyczaj wskazują na intubację przełykową.
KROK KRYTYCZNY Brak szybkiego skorygowania intubacji przełykowej może być śmiertelny. W przypadku podejrzenia intubacji przełykowej cewnik należy szybko usunąć i wprowadzić ponownie, gdy zwierzę odzyska normalny rytm oddechowy. Etomidat jest preferowanym środkiem znieczulającym, ponieważ spośród wszystkich dostępnych środków znieczulających dla gryzoni wywołuje on najmniejszą toksyczność sercowo-naczyniową (hipotensję, arytmię, zatrzymanie akcji serca). - Obniża się stół pletyzmografu, aż będzie równoległy do blatu roboczego, i obraca się badany obiekt o 180°, aż będzie zwrócony w stronę portu wentylatora. Przed podłączeniem do wentylatora należy ułożyć zwierzę na boku.
- Poprawność intubacji potwierdza się dodatkowo, gdy po zapewnieniu szczelnego połączenia i uruchomieniu wentylatora (pracującego z częstotliwością 150 oddechów/minutę, objętością oddechową 9 ml/g i 100% tlenem) ruchy klatki piersiowo-brzuszne są zsynchronizowane z pracą wentylatora.
Kaniula dożylna:
- Igłę 10 mm, 27ga usuwa się z łącznika strzykawki poprzez stopienie go, a następnie zgina się igłę pod kątem 90° w połowie jej długości za pomocą sterylnej pęsety i kleszczyków hemostatycznych, tak aby ścięcie było skierowane do wewnątrz kąta. Nieostry koniec łączy się z rurką PE10 prowadzącą do portu wtrysku dożylnego.
- Aby zapobiec potencjalnie śmiertelnej embolii gazowej, rurkę i igłę przepłukuje się 0,9% NaCl o temperaturze 37°C za pomocą strzykawki 1 ml. Port wtrysku składa się z igły 27ga, wprowadzonej przez otwór wywiercony w zakrętce probówki wirówkowej 15 ml. Zakrętka jest wypełniona solą fizjologiczną w taki sposób, aby koniec igły był stale zanurzony, co zmniejsza prawdopodobieństwo zaciągnięcia powietrza do igły i jego wstrzyknięcia dożylnie.
- Podczas gdy mysz pozostaje pod lampą grzewczą, igłę ustawia się na końcowym odcinku ogona w kierunku kaudalnym, równolegle i nad żyłą boczną. Igłę prowadzi się tuż pod skórą, kierując ją kranialnie wzdłuż żyły i przesuwając podskórnie do miejsca zgięcia. Prawidłowe umieszczenie w naczyniu dożylnym potwierdza się, obserwując cofanie się krwi do rurki dożylnej przy lekkim odciągnięciu tłoka strzykawki. Ponadto, po wstrzyknięciu 50-100 μl soli fizjologicznej do żyły ogonowej, przepływ przez linię dożylną powinien być niezakłócony. Sporadycznie zdarza się, że żyły ogonowe nie dają się stabilnie kaniulować. W takich przypadkach mysz można obrócić o 180 stopni na drugą stronę, a do drugiej żyły ogonowej zazwyczaj można uzyskać dostęp bez trudności.
- Po usunięciu lampy grzewczej z zestawu, obiekt zamyka się w pletyzmografie, a następnie uszczelnia go hermetycznie za pomocą 4 zacisków.
KROK KRYTYCZNY Pozostawienie włączonej lampy grzewczej spowoduje ogrzanie powietrza w komorze pletyzmografu i może potencjalnie zmienić późniejsze pomiary RRS. Należy zachować sterylność igieł i roztworów dożylnych. Sterylizację igieł przeprowadza się poprzez zanurzenie i przepłukanie 70% etanolem, a następnie płukanie sterylnym roztworem soli fizjologicznej przed wprowadzeniem dożylnym. Ponadto, przed wprowadzeniem igły dożylnie, ogon należy oczyścić 70% etanolem lub alkoholem izopropylowym.
Pomiary oporu dróg oddechowych:
- Szczytową oporność wyznacza się poprzez ciągłe ilościowe określanie ilorazu DPt/V (gdzie DPt to zmiana ciśnienia w tchawicy, a V to przepływ powietrza) w punktach równej objętości płuc (70% objętości oddechowej). DPt wyznaczane jest przy użyciu przetwornika ciśnienia podłączonego do angiokatetera tchawiczego. Aby wyznaczyć V, wariacje ciśnienia w pletyzmografie są kalibrowane względem zmian objętości w badanych zakresach fizjologicznych. Różniczka objętości pletyzmografu w czasie, obliczana przez moduł przedwzmacniacza, stanowi wartość V. Po ustaleniu stabilnej linii bazowej RRS (<5% zmienności w ciągu 3 minut), podaje się dożylnie w ciągu jednej sekundy pięć kolejnych dawek (objętość = 2 μl/g masy ciała) rosnących stężeń chlorku acetylocholiny (0,058, 0,18, 0,59, 1,58 oraz 5,8 mg/kg masy ciała, w 0,9% soli fizjologicznej o pH 7,4, przechowywanej w lodzie i ogrzewanej w dłoni przed każdym wstrzyknięciem), przy czym każdą następną dawkę podaje się po powrocie RRS do wartości bazowej, aż do osiągnięcia trzykrotnego wzrostu oporności bazowej (około 12 cm H2O x ml-1 x sec, czyli wzrostu oporności dróg oddechowych o 200% powyżej typowej wartości bazowej wynoszącej około 4 cm H2O x ml-1 x sec). Prowokacyjne stężenie Ach w mg/g masy ciała, które powoduje 200% wzrost RRS względem wartości bazowych (określane jako PC200), oblicza się poprzez interpolację matematyczną krzywych zależności odpowiedzi RRS od dawki Ach.
- Po osiągnięciu wartości PC200 należy zwolnić mocowania i zdemontować pletyzmograf. Podaje się maksymalnie 5 rosnących dawek Ach. Powyższy zakres stężeń Ach jest odpowiedni do uzyskania wartości PC200 dla większości naiwnych szczepów myszy.
KROK KRYTYCZNY Gdy na monitorze oporności przez 30 sekund ustali się wartość bazowa wynosząca około 4 cm H2O x ml-1 x sec, można dożylnie wstrzyknąć 60 μL soli fizjologicznej, aby potwierdzić osiągnięcie odpowiedniego poziomu znieczulenia. Przy pełnym znieczuleniu nie wystąpi znacząca zmiana oporności; wzrost oporności lub ruchy kończyn bądź ogona są oznaką stresu fizycznego i wskazują na konieczność podania dodatkowego środka znieczulającego. - Należy usunąć kaniulę dożylną z żyły ogonowej, a następnie odłączyć zwierzę od respiratora, utrzymując drożność dróg oddechowych poprzez pozostawienie kaniuli tchawiczej na miejscu. U niektórych zwierząt oddech spontaniczny nie zostaje wznowiony natychmiast. W takich przypadkach można wspomóc oddychanie, delikatnie masując klatkę piersiową.
KROK KRYTYCZNY Przed przeniesieniem do komory wybudzeniowej musi zostać przywrócony oddech spontaniczny; w przeciwnym razie dojdzie do zgonów. - Po wznowieniu oddechu spontanicznego myszy, z pozostawionymi kaniulami tchawiczymi, przenosi się do komory przepłukanej 100% O2 i utrzymywanej w temperaturze 37°C za pomocą lampy grzewczej. W ciągu 15-20 min myszy oddychają intensywnie i zaczynają poruszać kończynami, w którym momencie można usunąć cewnik tchawiczy i bezpiecznie przenieść zwierzęta do ich regularnych klatek.
KROK KRYTYCZNY Drogi oddechowe u nieprzytomnej myszy są łatwo niedrożne z powodu wywołanego acetylocholiną nadmiernego ślinotoku, co jest główną przyczyną zgonów z powodu uduszenia u znieczulonych myszy po pomiarach fizjologicznych dróg oddechowych. Z tego powodu kaniula tchawicza musi pozostać na miejscu, nawet u myszy, u których nie wykonuje się płukania oskrzelowo-pęcherzykowego, aż do momentu, gdy zwierzęta będą wybudzalne, i nie powinna być usuwana do czasu ustąpienia nadmiernego ślinotoku.
Płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe:
- Pobieranie płynu z przemywania pęcherzykowo-oskrzelowego jest bezpieczne, gdy myszy odzyskają w wystarczającym stopniu odruch wymiotny (ok. 20 min po umieszczeniu w komorze wybudzeniowej). Odruch wymiotny ocenia się poprzez delikatne przesuwanie kaniuli do wewnątrz i na zewnątrz; wyraźny kaszel lub walka świadczą o powrocie odruchu wymiotnego.
KROK KRYTYCZNY Zbyt długi czas rekonwalescencji znacznie zmniejszy wydajność odzysku BAL od poszczególnych myszy; dlatego odruch wymiotny należy monitorować co kilka minut po sugerowanym 20-minutowym okresie odpoczynku. Jeśli myszy nie tolerują procedury przemywania z powodu częściowego wybudzenia, można zastosować znieczulenie oparami izofluranu 3,2%. - Metalowy prowadnik do intubacji (średnica zewnętrzna 0,5 mm), z ciągłym zgięciem ok. 30° skierowanym w stronę lewego płata płuca, jest wprowadzany do kaniuli. Prowadnik i kaniula są wspólnie przesuwane do lewego płata płuca w taki sposób, aby kaniula (z wyłączeniem nasadki) wystawała poza przednie zęby o zaledwie 1 mm.
KROK KRYTYCZNY Niepowodzenie w izolacji lewego płuca znacznie zmniejszy wydajność, zwiększając jednocześnie prawdopodobieństwo śmierci zwierzęcia. Należy zachować ostrożność, aby końcówka prowadnika nie wysunęła się przez otwarty koniec kaniuli. Przesunięcie kaniuli z wystającą metalową końcówką może doprowadzić do przerwania tchawicy i śmierci w wyniku pęknięcia tchawicy. - Przy zachowaniu kaniuli na miejscu, prowadnik zostaje usunięty, a do lewego płuca za pomocą strzykawki 1 ml wprowadzanych jest 300 μL PBS (pH 7.4, sterylny). Natychmiast po tym, podczas odciągania tłoka strzykawki w celu wytworzenia podciśnienia, kaniula jest powoli (3 s) usuwana przy jednoczesnym intensywnym masażu płuca. Oczekiwany odzysk BAL wynosi 100-200 μL.
- Natychmiast zwrócić przemywane myszy do komory 37°C, 100% O2, stale masując klatkę piersiową. Umieścić myszy na lewym boku do pełnego wybudzenia (ok. 20 min). Następnie zwierzęta są przenoszone z powrotem do klatek.
CZAS TRWANIA:
W przypadku jednej myszy cała procedura nie powinna zająć więcej niż 1 godzinę: kroki 3-4, 5-10 min.; kroki 5-21, 10 min.; krok 22, 20-30 min.; kroki 23-24, 10 min. Dzięki większej wprawie oraz etapowemu wprowadzaniu zwierząt do protokołu, można przetwarzać do 3 myszy/godzinę.
Reprezentatywne wyniki:
Nadreaktywność dróg oddechowych u myszy, określona na podstawie wartości PC200, jest następstwem aktywacji i rekrutacji limfocytów T do płuc oraz sekrecji cytokiny IL-135-7. Zatem nadreaktywność dróg oddechowych nie jest nieuniknionym skutkiem ekspozycji dróg oddechowych na alergen, lecz zależy od nienaruszonego komponentu immunologicznego limfocytów T oraz czasu potrzebnego na rozwój odpowiedzi limfocytów T w warunkach powtarzającej się ekspozycji na alergen. Jak pokazano na Ryc. 2a, nadreaktywność dróg oddechowych, zdefiniowana jako wartości PC200 istotnie niższe w porównaniu z wartościami bazowymi, rozwinęła się po 5 ekspozycjach na alergen, przy czym po szóstej ekspozycji nie odnotowano dalszego istotnego wzrostu. Z przyczyn, które nie są w pełni wyjaśnione, reaktywność dróg oddechowych zmniejszyła się (wartości PC200 wzrosły) po pierwszej ekspozycji na alergen (Ryc. 2a). Podobne tendencje są widoczne przy porównaniu krzywych zależności odpowiedzi od dawki Ach dla tych samych myszy (Ryc. 2b). Jest jednak tutaj widoczne, że pełna nadreaktywność dróg oddechowych rozwija się gwałtownie po piątej ekspozycji na alergen, tak że myszy stają się ponad 30-krotnie bardziej wrażliwe na Ach pomiędzy czwartą a szóstą ekspozycją. Wspólnie wyniki te wskazują, że najwiarygodniejsze pomiary AHR uzyskuje się po sześciu ekspozycjach na alergen (12 dni); pomiary w wcześniejszych punktach czasowych prawdopodobnie dostarczą danych o wysokiej zmienności. Myszy wielokrotnie poddane donosowej ekspozycji na nośnik (sól fizjologiczną) nie wykazują nadreaktywności dróg oddechowych, a przy wszystkich podanych dawkach Ach pomiary RRS nie różnią się istotnie od wartości bazowych (Ryc. 3 oraz dane niepokazane).
Przed wystąpieniem silnej AHR dominującym typem komórek w drogach oddechowych indukowanych alergenem był neutrofil (Rys. 4). Podobnie jak w przypadku trendu dla AHR, eozynofilia stopniowo nasilała się wraz z powtarzanymi wyzwaniami alergenowymi, a eozynofil stał się numerycznie dominującym typem komórek w płynie BAL po szóstym wyzwaniu, co zbiegło się z wyraźnym spadkiem liczby neutrofili (Rys. 4). Liczba makrofagów początkowo wzrosła przy pierwszych kilku wyzwaniach alergenowych, a następnie jej poziom ulegał wahaniom. Liczebność limfocytów nie zmieniła się znacząco niezależnie od liczby wyzwań alergenowych i, paradoksalnie biorąc pod uwagę ich kluczowe znaczenie dla tego modelu, są one zazwyczaj najrzadziej występującymi komórkami w płynie BAL.
Pomiary oporu dróg oddechowych u myszy, które nie otrzymały ani dawki alergenu, ani nie zostały poddane pobraniu płynu BAL, nie wykazały zmian w ciągu 17 dni eksperymentu. Przeprowadzono również wielokrotne pobieranie płynu BAL bez pomiarów fizjologii dróg oddechowych lub podawania alergenu, co wykazało jedynie zwiększoną rekrutację neutrofili i makrofagów do dróg oddechowych, która nie utrzymywała się dłużej niż 5 dni (dane nie pokazano). Wyniki te dowodzą, że wyraźna neutrofilia obserwowana u myszy poddanych działaniu alergenu jest w dużej mierze wynikiem procedury, a nie samego antygenu.
W grupie kontrolnej, u myszy poddanych działaniu PBS, pomiary oporu dróg oddechowych również nie wykazały istotnych zmian w czasie. W płynie BAL u tych myszy zaobserwowano także zwiększoną rekrutację makrofagów i neutrofili, ale nie eozynofili, co było zbliżone do zmian zaobserwowanych u myszy poddawanych jedynie powtarzalnemu pobieraniu płynu BAL (Ryc. 4 b, d). Wspólnie dane te podkreślają znaczenie alergenu, a nie różnych manipulacji w drogach oddechowych, dla indukcji zarówno alergicznego (eozynofilowego) zapalenia dróg oddechowych, jak i AHR.
Podobnych wyników można oczekiwać, stosując donosowe alergeny analogiczne do proteinazy użytej w niniejszym badaniu. Jednak wielu badaczy w celu wywołania alergicznej choroby płuc stosuje owalbuminę. Po odpowiednim okresie primingu śródskórnego lub doszpikowego (1-2 tygodnie) owalbuminą wytrąconą w soli glinu, w ciągu 24 godzin po pojedynczej próbie prowokacyjnej donosowej z rozpuszczalną owalbuminą można spodziewać się silnego fenotypu astmy, w tym nadreaktywności dróg oddechowych.
Rycina 1. Dokumentacja fotograficzna pletyzmografu dla gryzoni bezpośrednio przed rozpoczęciem pomiarów fizjologii dróg oddechowych.
Rysunek 2. Pomiary oporu dróg oddechowych. A) Do celów statystycznych podano wartości antylogarytmiczne PC200. Zwrócono uwagę na znaczny wzrost antylog PC200 po pierwszej próbie oraz późniejszy spadek po kolejnych próbach. B) Opór układu oddechowego (RRS): Zwrócono uwagę na stromość krzywych zależności odpowiedzi RRS od dawki Ach po szóstej i siódmej próbie. Słupki błędu reprezentują SEM.
Rycina 3. Reprezentatywne zapisy oporu układu oddechowego (RRS) w czasie rzeczywistym u myszy naiwnej (A) oraz myszy poddanej 6-krotnej ekspozycji na alergen (B) otrzymującej kolejne dawki Ach podane dożylnie (IV). Wartości dawek podano w jednostkach mg/kg.
Rysunek 4. Różnicowe zliczenia komórek odpornościowych w próbkach płukania pęcherzykowego (BALF) pobranych z lewych płuc myszy poddanych 7 kolejnym wyzwaniom donosowym. Procentowa (%) liczebność komórek odpornościowych u myszy traktowanych alergenem (A) lub PBS (B). Całkowita liczba komórek odpornościowych u myszy traktowanych alergenem (C) lub PBS (D). Wartości przedstawione jako średnia +/- sem.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Badania nad astmą oraz różnymi innymi obturacyjnymi chorobami dróg oddechowych stanowią aktywną i rozwijającą się dziedzinę badań biomedycznych. Ważnym elementem eksperymentalnych badań nad astmą jest możliwość pomiaru zmian w wielkości dróg oddechowych w różnych warunkach. Nadmierne zwężenie dróg oddechowych w odpowiedzi na bodziec prowokacyjny, będące kanoniczną cechą astmy i pokrewnych chorób płuc oraz właściwością określaną jako nadreaktywność dróg oddechowych, jest głównym składnikiem klinicznie istotnych napadów pr...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Podziękowania
Dziękujemy dr. W. Mintzerowi za sugestię wykonania światłowodowej intubacji orotrachealnej. Praca wspierana była przez granty U19AI070973, R01AI057696, K02HL75243 oraz R01HL082487 z National Institutes of Health.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Oprogramowanie do pomiaru fizjologii dróg oddechowych (Rescomp) | Millenium Premier Group; 415-519-4371 | Przygotowane na zamówienie | |
| Stacja robocza PC z systemem Windows XP wyposażona w procesor Pentium III | Intel | Analiza danych | |
| 17-pinowy przetwornik sygnału analogowo-cyfrowego | National Instruments | PC-LPM16) | |
| Włókno światłowodowe o średnicy zewnętrznej 0,5 mm, podłączone do źródła światła | Cole-Parmer | seria 41722 | |
| Respirator | Harvard Apparatus | 687 | |
| Igła 10 mm, 27ga | BD Biosciences | 309602 | |
| Lampa grzewcza | |||
| Strzykawka 1 ml | BD Biosciences | 305109 | |
| 4 zaciski sprężynowe | Pony | 3200 | |
| Drut zewnętrzny 0,5 mm do prowadnicy intubacyjnej | |||
| Hemacytometr | |||
| Lamelki mikroskopowe Superfrost/plus | Fisher Scientific | 12-550-15 | |
| Karty filtracyjne Shandon | Thermo Fisher Scientific, Inc. | 5991022 | |
| Barwnik do różnicowego barwienia rozmazów komórkowych | Fisher Scientific | 122911 | |
| Mikroskop świetlny | Leica Microsystems | ||
| Cytospin 3 | Shandon, Inc. | ||
| Cewniki dożylne ProtectIV 20 ga, 1,25 cala | Smiths Medical | ||
| Polimerowe włókno optyczne 0,5 mm | Edmund Scientific | NT02-532 | |
| Stacja robocza do badania fizjologii dróg oddechowych małych zwierząt, złożona na zamówienie przez Millenium Premier Group z wykorzystaniem: | |||
| Dostępne w sprzedaży przetworniki ciśnienia | Buxco Research Systems | TRD5700 | |
| Dostępne w sprzedaży przetworniki ciśnienia | Buxco Research Systems | TRD4510 | |
| Moduły przedwzmacniaczy | Buxco Research Systems | MAX2270 | |
| Obudowa | Buxco Research Systems | MAX1320 | |
| Dostosowany pletyzmograf dla małych zwierząt |
Bibliografia
- Hamelmann, E. Noninvasive measurement of airway responsiveness in allergic mice using barometric plethysmography. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 156, 766-775 (1997).
- Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J. Appl. Physiol. 97, 286-292 (2004).
- Bates, J. The use and misuse of penh in animal models of lung disease. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 31, 373-374 (2004).
- Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J. Appl. Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
- Grunig, G. Requirement for IL-13 independently of IL-4 in experimental asthma. Science. 282, 2261-2263 (1998).
- Corry, D. B. Requirements for allergen-induced airway hyperreactivity in T and B cell-deficient mice. Mol. Med. 4, 344-355 (1998).
- Corry, D. B. Interleukin 4, but not interleukin 5 or eosinophils, is required in a murine model of acute airway hyperreactivity. J. Exp. Med. 183, 109-117 (1996).
- Amdur, M. O., Mead, J. Mechanics of respiration in unanesthetized guinea pigs. Am J Physiol. 192, 364-368 (1958).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
