Artykuł metodologiczny

Ortotopowy przeszczep aorty: model szczurzy do badania rozwoju przewlekłej waskulopatii

DOI:

10.3791/1989

⸱

4 grudnia 2010

 ,  ,  ,  ,  , 
1University Heart Center Hamburg, Transplant and Stem Cell Immunobiology Lab (TSI), University Hospital Hamburg, 2Stanford University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszym filmie zaprezentowano model ortotopowego przeszczepu aorty jako prosty model do badania rozwoju waskulopatii przeszczepu (TVP) u szczurów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Modele badawcze przewlekłego odrzucania są niezbędne do badania procesów patobiologicznych i patofizjologicznych podczas rozwoju waskulopatii przeszczepu (TVP).

Powszechnie stosowanym modelem zwierzęcym w badaniach nad przewlekłym odrzucaniem przeszczepu w układzie sercowo-naczyniowym jest model heterotopowego przeszczepu serca przeprowadzany u gryzoni laboratoryjnych. Model ten jest szeroko wykorzystywany w eksperymentach od czasu publikacji techniki opracowanej przez Ono i Lindseya (3). Aby przeanalizować wyniki w naczyniach krwionośnych, serce musi zostać poddane sekcjowaniu, a wszystkie naczynia muszą zostać zmierzone.

Kolejną metodą badania przewlekłego odrzucania w problematyce sercowo-naczyniowej jest model przeszczepu aorty (1, 2). W ortotopowym modelu przeszczepu aorty aorta może być łatwo poddana ocenie histologicznej (2). Model PVG-do-ACI jest szczególnie użyteczny w badaniach nad CAV, ponieważ ostre odrzucanie naczyniowe nie stanowi głównego czynnika zakłócającego, a leczenie cyklosporyną A (CsA) nie zapobiega rozwojowi CAV, co odpowiada obserwacjom w warunkach klinicznych (4). W tym modelu wymagany jest 7-dniowy okres podawania CsA w celu zapobieżenia ostremu odrzuceniu oraz osiągnięcia długoterminowego przeżycia z rozwojem TVP.

Model ten może być również wykorzystany do badania ostrego odrzucenia komórkowego oraz martwicy pośrodkowej w modelach ksenogenicznych (5).

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Szczury o masie około 250-300g są nabywane z firmy Charles River (Sandhofer Weg 7, D-97633 Sulzfeld).
Przeszczepy są wykonywane z wykorzystaniem szczurów PVG jako dawców oraz szczurów ACI jako biorców.

Szczury utrzymywane są w warunkach konwencjonalnych, z dostępem do standardowej karmy dla szczurów i wody ad libitum.

Wszystkie narzędzia chirurgiczne są sterylizowane przed użyciem.

Przygotowanie dawcy:

Zanurz szczura w narkozie z użyciem izofluranu (2,5-3%) w komorze indukcyjnej.

  1. Wygolić sierść z brzucha i klatki piersiowej, położyć szczura na plecach i założyć maskę na nos i pysk, aby utrzymać znieczulenie.
  2. Szeroko zdezynfekować obszar brzucha i klatki piersiowej za pomocą Provo-Iodine, a następnie zastosować 80% etanol; powtórzyć ten krok trzy razy.
  3. Sprawdzić odruchy, uciśnięte tylne łapy, aby upewnić się, że szczur jest odpowiednio znieczulony.
  4. Upuścić krew szczurowi poprzez otwarcie jamy brzusznej i wykonanie nacięcia w aorcie brzusznej.
  5. Ostrożnie otworzyć klatkę piersiową, aby odsłonić zstępującą aortę piersiową.
  6. Wypreparować aortę piersiową z otaczających tkanek, takich jak tłuszcz, nerwy i przełyk.
  7. Wyciąć fragment aorty o długości 1.5cm za pomocą skalpela, unikając uszkodzenia tkanek aorty.
  8. Dokładnie przepłukać przeszczep aorty zimną sterylną solą fizjologiczną i przechowywać go w temperaturze 4°C.

Odbiorca:

Zanurz szczura w narkozie z użyciem izofluranu (2,5-3%) w komorze indukcyjnej. Podczas procedury chirurgicznej należy utrzymywać stałą temperaturę ciała.

  1. Ogolić obszar brzucha i nałożyć maść do oczu, aby zapobiec wysychaniu oczu podczas znieczulenia.
  2. Położyć szczura na plecach i założyć maskę na nos i pysk, aby utrzymać znieczulenie.
  3. Zdezynfekować obszar brzucha za pomocą Provo-Iodine, następnie zastosować 80% etanol; powtórzyć ten krok trzykrotnie.
  4. Sprawdzić odruchy, uciskając tylne łapy, aby upewnić się, że szczur jest wystarczająco znieczulony.
  5. Wykonać cięcie w linii pośrodkowej brzucha, oddzielając skórę i mięśnie w dwóch etapach, aby otworzyć jamę brzuszną.
  6. Umieścić jelita w ogrzanej soli fizjologicznej wewnątrz rękawiczki bezpudrowej. Złożyć rękawiczkę wokół jelit, aby zapobiec utracie wilgoci.
  7. Usunąć tkankę tłuszczową pokrywającą aortę brzuszną.
  8. Wypreparować aortę od obszaru podnerkowego do rozwidlenia, uważając, aby nie uszkodzić odgałęzień naczyń.
  9. W razie potrzeby podwiązać odgałęzienia aorty.
  10. Najpierw zastosować zacisk mikrosurgicalny na części podnerkowej wypreparowanej aorty, aby zatrzymać przepływ krwi.
  11. Następnie założyć drugi zacisk blisko rozwidlenia aorty.
  12. Po zatrzymaniu przepływu krwi wyciąć krótki segment aorty.
  13. Pobrać graft aorty donora, który był przechowywany w 0,9% sterylnej soli fizjologicznej w lodzie, skrócić go do odpowiedniej długości i umieścić w luce.
  14. Połączyć aortę donora z aortą biorcy, wykonując szwy ciągłe przy użyciu nici prolene 8-0 (Ethicon, Norderstedt, Niemcy). Rozpocząć od kranialnego anastomozy koniec-do-końca.
  15. Po zakończeniu dystalnej anastomozy koniec-do-końca ostrożnie otworzyć zacisk dystalny.
  16. Jeśli po otwarciu zacisku dystalnego nie występuje krwawienie, ostrożnie otworzyć zacisk kranialny. W przypadku krwawienia w miejscu szwów ponownie zamknąć zacisk, zlokalizować źródło krwawienia i zatamować je za pomocą pojedynczego szwu.
  17. Na dystalnym końcu aorty powinno być widoczne tętno.
  18. Następnie przenieść jelita z powrotem do jamy brzusznej.
  19. Przepłukać jamę brzuszną uprzednio ogrzaną sterylną solą fizjologiczną.
  20. Zamknąć warstwę mięśniową ściany brzucha, stosując szwy ciągłe prolene 6-0 (Ethicon, Norderstedt, Niemcy).
  21. Użyć szwów ciągłych prolene 5-0 (Ethicon, Norderstedt, Niemcy) do zamknięcia skóry.
  22. Gdy szczur wciąż znajduje się pod wpływem znieczulenia, wstrzyknąć podskórnie 4-5mg/kg Karprofenu.
  23. Aby zapewnić wystarczającą analgezję dla tego typu zabiegu, do wody pitnej dodaje się metamizol (50mg metamizolu na 100ml) w celu uśmierzenia bólu przez 3 dni po transplantacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Z kilku powodów uznaliśmy, że ortotopowy model transplantacji aorty jest dokładniejszym sposobem badania rozwoju TVP w porównaniu z heterotopowym modelem transplantacji serca:
Jeśli chodzi o technikę chirurgiczną, model transplantacji aorty stanowi łatwo wykonalną metodę, wymagającą jedynie wykonania anastomozy koniec-koniec, podczas gdy heterotopowy model transplantacji serca można uznać za bardziej złożone i podatne na błędy wyzwanie dla umiejętności chirurga, wymagające anastomozy koniec-bok na dwóch głównych na...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Christiane Pahrmann za wykonanie badań histologicznych.

Finansowanie

Sonja Schrepfer otrzymała grant badawczy z Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) (SCHR992/3 1 oraz SCHR992/4-1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikroskop chirurgiczny (powiększenie 25x)
Izofluran
shaver
Provo-Iodine
lodowata 0.9% sól fizjologiczna
podgrzana 0.9% sterylna sól fizjologiczna
maść do oczu
rękawiczka
nożyczki mikrosurgicalne
pinceta
zaciski
szew 8-0 (prolene)
szew 6-0 (prolene)
szew 5-0 (prolene)
Karprofen
Metamizol
patyczki higieniczne

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Deuse, T., Hoyt, G., Koyanagi, T., Robbins, R. C., Schrepfer, S. Prevention and Inhibition But Not Reversion of Chronic Allograft Vasculopathy by FK778. Transplantation. 85, 870-877 (2008).
  2. Mennander, A., Tiisala, S., Halttunen, J., Yilmaz, S., Paavonen, T., Hayry, P. Chronic rejection in rat allografts. An experimental model for transplant arteriosclerosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 11, 671-680 (1991).
  3. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. J Thorac Cardiovasc Surg. 57, 225-225 (1969).
  4. Poston, R. S., Billingham, M., Hoyt, E. G. Rapamycin reverses chronic graft vascular disease in a novel cardiac allograft model. Circulation. 100, 67-100 (1999).
  5. Schrepfer, S., Deuse, T., Koch-Nolte, F., Krieger, T., Haddad, M., Schäfer, H., Pelletier, M. P., Robbins, R. C., Reichenspurner, H. FK778 in Experimental Xenotransplantation: A Detailed Analysis of Drug Efficacy. J Heart Lung Transplant. 26, 70-77 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Waskulopatia przeszczepuszczep PVG do ACIanastomoza aortalnaocena histopatologicznamodel odrzucania przewlek egoleczenie cyklosporyn Atworzenie si neointimyprocedura chirurgiczna

Powiązane artykuły