Artykuł metodologiczny
Pseudozłamanie, powtarzalny mysi model sterylnego urazu mięśniowo-szkieletowego, pozwala na ocenę późnoterminowych pourazowych odpowiedzi immunologicznych. W tym artykule opisano proceduralne wykonanie modelu krok po kroku, w tym potencjał eksperymentalnych kombinacji modeli w celu umożliwienia badania wielu urazów.
Po urazie następuje wczesna hiperreaktywna reakcja zapalna, która może prowadzić do dysfunkcji wielu narządów i wysokiej śmiertelności u pacjentów po urazach; tej reakcji często towarzyszy opóźniona immunosupresja, która zwiększa kliniczne powikłania infekcji i może również zwiększyć śmiertelność. 1-9 Wiele badań rozpoczęto ocenę tych zmian w reaktywności układu odpornościowego po urazie. 10-15
Badania immunologiczne są w dużym stopniu wspierane przez szeroką gamę myszy transgenicznych i nokautowych dostępnych do modelowania in vivo; Szczepy te pomagają w szczegółowych badaniach w celu oceny szlaków molekularnych zaangażowanych w odpowiedzi immunologiczne. 16-21
Wyzwaniem w eksperymentalnym modelowaniu urazów u myszy jest długoterminowe badanie, ponieważ techniki unieruchamiania złamań u myszy mogą być skomplikowane i niełatwe do odtworzenia. 22-30 Rozdział
Ten model rzekomego złamania, łatwo odtworzony model urazu, pokonuje te trudności poprzez immunologiczne naśladowanie środowiska złamania kończyny, jednocześnie umożliwiając zwierzętom swobodę ruchów i długoterminowe przeżycie bez ciągłego, długotrwałego stosowania znieczulenia. Intencją jest odtworzenie cech złamań kości długich; Uszkodzone mięśnie i tkanki miękkie są narażone na uszkodzenie kości i szpiku kostnego bez złamania natywnej kości.
Model pseudozłamania składa się z dwóch części: obustronnego zmiażdżenia mięśni tylnych, po którym następuje wstrzyknięcie roztworu kostnego do tych uszkodzonych mięśni. Roztwór kostny przygotowuje się poprzez pobranie kości długich z obu tylnych kończyn dawcy syngenicznego o dopasowanym wieku i masie. Kości te są następnie kruszone i ponownie zawieszane w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami w celu wytworzenia roztworu kostnego.
Obustronne złamanie kości udowej jest powszechnie używanym i dobrze znanym modelem urazów kończyn i było modelem porównawczym podczas rozwoju modelu złamania rzekomego. Spośród wielu dostępnych modeli złamań, zdecydowaliśmy się na zastosowanie metody zamkniętej z uszkodzeniem tkanek miękkich jako naszego porównania ze złamaniem rzekomym, ponieważ chcieliśmy uzyskać sterylny, ale proporcjonalnie ciężki model urazu tkanki obwodowej. Rozdział 31
Wstrząs krwotoczny jest częstym zjawiskiem w warunkach ciężkiej traumy, a globalna hipoperfuzja dodaje bardzo istotny element do modelu traumy. 32-36 Model złamania rzekomego można łatwo połączyć z modelem wstrząsu krwotocznego w celu uzyskania modelu wielokrotnego urazu o dużym nasileniu. 37
1. Przygotowanie instrumentów i pola operacyjnego:
Wszystkie procedury eksperymentalne są wykonywane przy użyciu technik aseptycznych. Przed rozpoczęciem obszar doświadczalny musi być dokładnie oczyszczony i wysterylizowany. Blat należy zdezynfekować, pozostawić do wyschnięcia na powietrzu, a następnie przetrzeć 70% alkoholem. Umieść niebieską podkładkę chirurgiczną i sterylny opatrunek polowy w eksperymentalnym obszarze roboczym.
Wszystkie materiały i narzędzia są sterylizowane w autoklawie przed użyciem. Strzykawki i igły są odbierane w stanie sterylnym. Badacz powinien być odpowiednio ubrany w fartuch laboratoryjny, maskę chirurgiczną i sterylne rękawiczki chirurgiczne.
Nasze narzędzia chirurgiczne są sterylizowane w autoklawie każdego wieczoru. Myje się je po zabiegu przy użyciu mydła antybakteryjnego i wody. Pozostawia się je do wyschnięcia na czystym niebieskim podkładce chirurgicznej. Następnie są one ostrożnie umieszczane w woreczku sterylizacyjnym i sterylizowane do późniejszego użycia.
Włącz sterylizator gorących kulek, aby upewnić się, że osiągnie odpowiednią temperaturę - 300-350°F przed rozpoczęciem eksperymentu. Ten sterylizator będzie używany do czyszczenia narzędzi między procedurami eksperymentalnymi na odpowiednich myszach. Zaopatrz się w tacę na instrumenty ze stali nierdzewnej i napełnij ją w 1/3 70% etanolem. Powinno być wystarczająco dużo 70% etanolu, aby pokryć narzędzia chirurgiczne. Włącz krążącą poduszkę grzewczą i umieść na niej niebieską podkładkę chirurgiczną, a następnie sterylny opatrunek polowy na wierzchu. Grzałka ta służy do zapewnienia odpowiedniego ciepła myszy podczas procedury eksperymentalnej i okresu rekonwalescencji. Umieść wszystkie sterylne narzędzia, gazę, strzykawki, igły i probówkę do mikrofuge o pojemności 1,5 ml na sterylnym opatrunku polowym. Zachowaj ostrożność podczas otwierania sterylnych narzędzi i innych przedmiotów, nie zanieczyszczaj ich dotykając. Podczas wykonywania tej procedury konfiguracji najlepiej jest używać sterylnych rękawiczek.
2. Model rzekomego złamania - Procedury eksperymentalne:
1. Indukcja znieczulenia i umiejscowienie myszy.
Rozpocznij od podania dootrzewnowego zastrzyku Pentobarbitolu (70mg/kg). Osiąga się to, najpierw podnosząc mysz z klatki za pomocą bliższego końca ogona. Mysz musi być następnie zważona, aby obliczyć prawidłową dawkę środka znieczulającego. Następnie umieść zwierzę na klatce, nadal trzymając go za ogon. Chwyć kark szyi myszy kciukiem i środkowym palcem po obu stronach myszy tuż za przednimi łapami. Palec wskazujący służy do odciągnięcia skóry w okolicy głowy/szyi do tyłu i częściowego unieruchomienia głowy. Ogon myszy jest trzymany między małym palcem a palcem serdecznym, podczas gdy palec serdeczny jest wciśnięty w odcinek lędźwiowy kręgosłupa myszy. Znieczulenie powinno w pełni zadziałać w ciągu około 5 minut i powinno zostać potwierdzone testem odruchowym.
Po tym, jak zwierzę zaśnie, umieść mysz w pozycji leżącej na ppkt na desce z pleksi i użyj techniki luźnej pętli, aby je unieruchomić, zaklejając taśmą jego kończyny. Technika luźnej pętli polega po prostu na wycinaniu cienkich pasków taśmy i luźnym owijaniu taśmy wokół dystalnej części każdego końca. Taśma jest następnie przyklejana z powrotem do siebie, a pozostała taśma jest przymocowana do płyty. Pozwala to na przeprowadzanie eksperymentalnej manipulacji w spójny sposób, a także zapewnia, że kończyny myszy przyjmują bardziej naturalną pozycję. Okolice brzucha, pachwinowości i ud zwierzęcia są następnie golone za pomocą naszych maszynek do strzyżenia Oster A5 (ostrze w rozmiarze 40), aby pomóc w utrzymaniu sterylnego pola. Gazę 4x4 oblewa się betadyną, a następnie wyciera się obszar chirurgiczny w celu sterylizacji. Sterylny opatrunek polowy jest następnie składany i udrapowany na myszy, aby umożliwić odsłonięcie tylko kończyn dolnych i głowy.
Po unieruchomieniu i sterylizacji, umieść stożek nosowy z izofluranem na nosie myszy na kilka sekund przed rozpoczęciem procedury eksperymentalnej. Stożek nosowy składa się ze stożkowej rurki o pojemności 50 cm3 wypełnionej gazą. Połowa dolnego końca rurki jest wycięta, tworząc przestrzeń, w której zmieści się nos myszy. Nasadkę (dno pojemnika do przechowywania tkanek, tj. słoik z prostym bokiem i szerokimi otworami) umieszcza się na odciętym końcu stożka, aby zapewnić, że opary izofluranu pozostaną w probówce, gdy nie jest używana. Jeden ml izofluranu należy dodać do gazy w stożku. Należy zwrócić szczególną uwagę na mysz podczas stosowania znieczulenia, a w szczególności stosowania izofluranu przez stożek nosowy. Gdy oddychanie zwierzęcia zacznie zwalniać, eksperyment można rozpocząć, a stożek nosowy powinien zostać usunięty i zamknięty.
Jeśli wymagane jest dodatkowe znieczulenie podczas jakiejkolwiek części eksperymentu, można wstrzyknąć dodatkowy pentobarbital lub podać izofluran. Dostępne są alternatywne metody podawania izofluoranu, a zaktualizowane wytyczne zalecają stosowanie precyzyjnego waporyzatora, aby umożliwić lepszą kontrolę znieczulenia, jeśli jest to możliwe. Jednak każda z tych metod musi zagwarantować ścisłą uwagę na fizjologię układu oddechowego myszy.
2. Eksperyment z pseudopęknięciem.
Pseudo-złamanie to połączenie uszkodzenia tkanek miękkich, po którym następuje wstrzyknięcie roztworu kostnego do uszkodzonego mięśnia i jest wykonywane obustronnie do kończyn tylnych. Roztwór kostny musi być przygotowany przed rozpoczęciem jakiejkolwiek eksperymentalnej manipulacji na myszach biorcy.
3. Przygotowanie roztworu kostnego.
Roztwór kostny przygotowany z jednej myszy dawcy wystarczy dla 3 myszy biorców. Należy użyć syngenicznej myszy dawcy, która jest dopasowana pod względem wieku i wagi do myszy eksperymentalnej biorcy.
Mysz dawcy zostanie poddana eutanazji za pomocą wziewnego izofluranu. Dawca zostanie następnie przyklejony do płyty z pleksi ze szczególną uwagą, aby zakleić dolne kończyny tylko na czubku stopy. Kończyny dolne muszą być starannie ogolone i dokładnie pokryte betadyną, a następnie przetarte alkoholem w celu uzyskania sterylności. Następnie kość udowa i piszczelowa zostaną chirurgicznie usunięte w sterylny sposób z obu kończyn dolnych. Aby usunąć kości długie z kończyny dolnej, wykonaj chirurgiczne nacięcie skóry w okolicy pachwinowej i kontynuuj cięcie skóry wzdłuż kończyny, aż do kostki. Cofnij skórę i odetnij ją od powięzi podskórnej i mięśni zarówno po stronie środkowej, jak i bocznej, aby uzyskać maksymalną ekspozycję. Włóż jedno ostrze nożyczek pod mięśnie, które leżą z przodu i z boku kości piszczelowej (piszczelowy przedni, prostownik palca długiego długiego, prostownik hallicus longus, mięsień strzałkowy długi, mięsień strzałkowy brevis) i przesuń ostrze proksymalnie i dystalnie, aby czysto oderwać mięśnie od leżącej poniżej kości. Powtórz tę technikę na tylnej i przyśrodkowej spodniej stronie kości piszczelowej, aby oddzielić mięśnie pod piszczelem (mięsień łydny, płaszczkowaty, podeszwowy, piszczelowy tylny, zginacz długi palca, zginacz palcowy długi). Podczas przesuwania dystalnie należy zastosować minimalny dodatkowy wysiłek po tylnej stronie, aby oderwać kość strzałkową od kości piszczelowej. Na bliższym końcu tych mięśni nóg przetnij ścięgna jak najbliżej ich przyczepów i cofnij mięśnie dystalnie, podczas gdy ciągnięcie grupy mięśni razem w dół małe szarpnięcie uwolni dystalne przyczepy tych mięśni ze stawu skokowego. Staw skokowy można przeciąć bezpośrednio nożyczkami. Nie odłączaj w tym momencie kości piszczelowej od kości udowej! To połączenie daje dodatkową dźwignię, która pomoże w rozwarstwieniu kości udowej od stawu biodrowego. Postępuj zgodnie z podobną techniką uwalniania mięśni z kości udowej i wykonuj to z tyłu, zarówno przyśrodkowo, jak i bocznie, jeśli to konieczne. Przetnij dystalny przyczep tych grup mięśni, aby uwolnić je ze stawu kolanowego. Kontynuuj sekcję i podążaj pod mięśniami, aby wyciąć koniec kości udowej ze stawu biodrowego. Aby pomóc w tym rozwarstwieniu, nacięcie skóry powinno być przedłużone tak daleko, jak jest to wymagane, aby uzyskać odpowiednią ekspozycję. Ruch kości udowej w stawie biodrowym może pomóc w zlokalizowaniu bliższego końca kości udowej podczas rozwarstwienia.
Po usunięciu kości udowej (z dołączoną piszczelem) od myszy dawcy, umieść ją na sterylnej siatce 4x4. Dwie kości można rozdzielić w stawie kolanowym, po prostu chwytając każdą kość osobną ręką i delikatnie skręcając/obracając dwie kości w przeciwnych kierunkach wzdłuż ich długiej osi. Zaleca się delikatne rozwarstwienie i obchodzenie się z tymi dwiema kośćmi, ponieważ mogą one zostać łatwo złamane przy każdym nadmiernym wysiłku związanym z ręczną manipulacją. Aby usunąć pozostałe przyczepy ścięgien z kości długich, użyj suchego, sterylnego kawałka gazy 4x4 owiniętego wokół długości kości. Chwyć mocno tę gazę przy kości i pociągnij ją kilka razy na całej długości kości, co zeskrobuje pozostałe tkanki z powierzchni kości, ponieważ przylgną one do gazy i zostaną szybko i łatwo odciągnięte od kości. Pobrane kości należy następnie umieścić bezpośrednio w sterylnej probówce do mikrofuge o pojemności 1,5 ml i umieścić na lodzie do transportu.
Te cztery kości dawcy zostaną zabrane do biologicznej szafy bezpieczeństwa w celu przygotowania roztworu kostnego. Kaptur należy dokładnie zdezynfekować przed użyciem, na obszar roboczy w obrębie kaptura nałożyć sterylny opatrunek polowy. Umieść sterylny moździerz i tłuczek, sterylną probówkę o pojemności 8 ml i sterylną sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) w obszarze roboczym. Pipetator o pojemności 1 ml i odpowiednie końcówki powinny być dostępne w kapturze.
Sterylna para kleszczy powinna być użyta do usunięcia pobranych kości w sterylny sposób z probówki do mikrofugi o pojemności 1,5 ml i umieszczona w moździerzu; tłuczek zostanie następnie użyty do delikatnego zmiażdżenia kości. Sól fizjologiczna buforowana fosforanami jest nośnikiem używanym do ponownego zawieszenia fragmentów kości do wstrzykiwań. Odpipetować 1 ml PBS do moździerza i kontynuować miażdżenie pozostałych fragmentów, wykonując dodatkowe ruchy okrężne, aby zapewnić pełne ponowne wymieszanie. Następnie dodaj kolejny 1 ml PBS i kontynuuj kruszenie, aby uzyskać "roztwór kostny". Roztwór powinien mieć różowy odcień, a na dnie zaprawy pozostaną resztki, których nie można całkowicie rozbić. Powoli wylej roztwór z zaprawy do probówki o pojemności 8 ml, aby złapać maksymalną objętość, jednocześnie upewniając się, że większe resztki pozostały w zaprawie. Ten roztwór kostny powinien pozostać na lodzie do czasu jego eksperymentalnego użycia i zostanie przeniesiony do strzykawek o pojemności 1 ml do wstrzykiwań. Igła o rozmiarze 20 G zostanie później przymocowana do strzykawki o pojemności 1 ml zawierającej roztwór kostny w celu podania go myszy. Ten duży rozmiar igły został wybrany, aby zapewnić, że wszystkie fragmenty kości dostają się do tego obszaru po wstrzyknięciu i nie blokują igły.
Przed wstrzyknięciem myszu biorcy, kropla roztworu kostnego jest umieszczana na płytce agarowej MacConkey w celu hodowli (inkubacja przez 24-48 godzin). Ma to na celu zapewnienie sterylności roztworu kostnego. Należy również sprawdzić pH roztworu kostnego, aby zapewnić neutralne pH.
4. Uszkodzenie tkanek miękkich.
To uszkodzenie tkanek miękkich to obustronne zmiażdżenie kończyny tylnej. Początkowe ułożenie myszy, z tylnymi kończynami lekko odwodzonymi i obróconymi na boki, pomaga w dostępie do właściwej grupy mięśni, zginaczy kolana (mięśnie dwugłowe uda, mięśnie półścięgniste i półbłoniaste). Duży 18-centymetrowy hemostat zostanie użyty do wykonania urazu zmiażdżenia. Rozkład sił tych zastosowanych hemostatów został przeanalizowany i stwierdzono, że wynosi 270 psi przy użyciu systemu analizy ciśnienia Topaq firmy Sensor Products Inc. Hemostat musi być zaciśnięty wokół tylnej muskulatury uda, w środku wzdłuż kości udowej, z wypukłą krzywizną skierowaną w stronę kości udowej. Hemostat powinien być wtedy zablokowany tylko do pierwszego kliknięcia i pozostać przez 30 sekund. Ważna jest umiejscowienie tego hemostatu - nie wolno go zaciskać na kości udowej, aby upewnić się, że nie zostanie złamany. Należy to robić w sposób konsekwentny za każdym razem, aby zagwarantować powtarzalne obrażenia między myszami. Ten uraz zmiażdżenia jest wykonywany na obu kończynach dolnych.
5. Wstrzyknięcie roztworu kostnego.
Mysz doświadczalna zostanie znieczulona i przygotowana zgodnie z wcześniejszym opisem, a przed tym wstrzyknięciem kości zostanie poddana uszkodzeniu tkanek miękkich.
Roztwór kostny zostanie następnie wstrzyknięty obustronnie w zmiażdżoną muskulaturę uda myszy biorcy. Za pomocą igły o rozmiarze 20 wstrzykiwać 0,15 ml tego roztworu w tylne mięśnie każdego uda. Wprowadź igłę przez skórę około 2 ~ 3 mm i zwróć uwagę na odległość wkłucia igły - poczujesz, jak końcówka skosu dotyka kości udowej, ta pozycja jest idealna. Wstrzyknąć teraz roztwór kostny. Wyjąć igłę i szybko umieścić sterylny palec w rękawiczce na miejscu wstrzyknięcia, aby zatrzymać cofanie się roztworu kostnego z rany. Przytrzymaj ten palec przez kilka sekund.
Mysz zostanie następnie umieszczona z powrotem w klatce i będzie mogła swobodnie poruszać się bezpośrednio, gdy znieczulenie ustąpi. Odpowiednie leczenie bólu musi być zastosowane, gdy mysz się budzi.
6. Okres pooperacyjny/rekonwalescencji.
Luźna taśma pętelkowa jest usuwana, a zwierzęta umieszczane są w czystej klatce, która jest trzymana na krążącej poduszce grzewczej przez kilka godzin po wyzdrowieniu. W razie potrzeby należy zapewnić odpowiednie ciepło za pomocą dodatkowej lampy grzewczej.
Jedzenie i woda będą łatwo dostępne.
Środek przeciwbólowy należy podać, gdy zwierzęta zaczynają budzić się ze znieczulenia, aby prawidłowo radzić sobie z bólem. Buprenorfina (0,1 mg/kg) jest wstrzykiwana podskórnie, gdy zwierzęta rozpoczynają aktywność fizyczną, ale nie wcześniej, aby nie upośledzać funkcji oddechowych.
Myszy powinny być stale monitorowane podczas znieczulenia, aż do powrotu do zdrowia po znieczuleniu lub eksperymentalnego punktu końcowego. Myszy powinny być również bardzo dokładnie monitorowane w okresie pooperacyjnym, a wszelkie dodatkowe wymagane leki przeciwbólowe powinny być podawane w razie potrzeby. Należy odpowiednio zająć się monitorowaniem aktywności fizycznej zwierząt, stanu układu oddechowego, spożycia pokarmu i wody oraz wszelkich oznak niepokoju (trudności w oddychaniu, ból, zmiany nawyków żywieniowych i pitnych).
Umieść swoje narzędzia chirurgiczne w 70% alkoholu i przetrzyj je sterylną gazą, a następnie włóż je do sterylizatora mikrokulek na ~20 sekund w celu sterylizacji między zwierzętami. Wyjmij narzędzia chirurgiczne i spryskaj je 70% alkoholem, aby pomóc im się ochłodzić. Umieść je na sterylnym opatrunku polowym. Upewnij się, że na instrumentach nie pozostał alkohol, który będzie kapał z powrotem na kolejne zwierzęta.
3. Porównawczy model obustronnego złamania kości udowej - Procedury eksperymentalne:
Eksperymentalna mysz zostanie znieczulona i przygotowana zgodnie z pierwotnym opisem. Duży hemostat o średnicy 18 cm powinien być zaciśnięty wokół kończyny tylnej około 2-3 mm powyżej stawu kolanowego, tak aby jego wypukła powierzchnia była skierowana w stronę kolana. Połóż kciuk na zaciśniętym hemostacie, a palec wskazujący między hemostatem a biodrem. Pamiętaj, aby wyczuć kość udową przed skręceniem, aby wiedzieć, gdzie się łamiesz. Następnie przekręć hemostat w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, jednocześnie przekręcając drugą rękę zgodnie z ruchem wskazówek zegara.
Powtórz procedurę z nogą przeciwległą.
4. Model wielokrotnego urazu - eksperymentalna procedura łączenia złamania rzekomego ze wstrząsem krwotocznym:
Mysz odbiorcy zostanie znieczulona i przygotowana zgodnie z pierwotnym opisem. Myszy, które mają przejść wstrząs krwotoczny w połączeniu ze złamaniem rzekomym, będą miały kaniulację tętnicy udowej przed zabiegiem złamania rzekomego, a następnie zostaną wykrwawione z tego cewnika po zakończeniu pseudozłamania.
5. Sekrety sukcesu:
Ogólne:
Przygotowanie roztworu kostnego:
Uraz tkanek miękkich:
Wstrzyknięcie roztworu kostnego:
6. Problemy pooperacyjne:
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Złamanie rzekome, odtwarzalny mysi model sterylnego urazu mięśniowo-szkieletowego, pozwala na ocenę pourazowych odpowiedzi immunologicznych. Model złamania rzekomego immunologicznie naśladuje środowisko złamania kończyny poprzez odtworzenie cech złamania kości długiej: uszkodzone mięśnie i tkanki miękkie są narażone na uszkodzenie kości i szpiku kostnego bez złamania kości rodzimej. 38,39 Dwufazową odpowiedź immunologiczną można zaobserwować po urazie rzekomego złamania, który składa się z wczesnej odpowiedzi ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Eksperymenty na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z wytycznymi i przepisami określonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt oraz Biuro Prowadzenia Badań i Zgodności Uniwersytetu w Pittsburghu, instytucji akredytowanej przez AALAS/AAALAC. Źródła zwierzęce obejmują Jackson Laboratories i Charles Rivers Laboratories. Wszystkie zwierzęta są poddawane kompleksowej kontroli zdrowotnej za pośrednictwem każdego dostawcy, a także wewnętrznym programom monitorowania zdrowia zwierząt Uniwersytetu w Pittsburghu. Badania te są prowadzone zgodnie z zasadami rządu USA dotyczącymi wykorzystania kręgowców. Program jest zarejestrowany w USDA i posiada list gwarancyjny z Biurem ds. Dobrostanu Zwierząt Laboratoryjnych Publicznej Służby Zdrowia.
Źródło finansowania /Liczba Biologia molekularna wstrząsu krwotocznego GM053789
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Niebieska podkładka chirurgiczna | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterylne opatrunki polowe | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| Cyrkulacyjna poduszka grzewcza 18 "x26" | Aparat Harvard | py872-5272 | |
| Sterylizator narzędzi z gorącymi kulkami | VWR international | 11156-002 | |
| Taca ze stali nierdzewnej 8" x 11" | VWR międzynarodowa | 62687-049 | |
| Tablice z pleksi (10x15x0,5cm) | Uniwersytet w Pittsburghu Warsztat | ||
| Rolki taśmy 1 " | Corporate Express | MMM26001 | |
| 50cc rura stożkowa | Dowolny dostawca | ||
| Słoiki z szerokimi ustami z prostą stroną (używane jako nasadka na stożek nosowy) | VWR international | 159000-058 | |
| Oster A5 maszynki do strzyżenia z ostrzem rozmiar 40 | VWR international | 10749-020 | |
| Nożyczki chirurgiczne (proste – 12cm) | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| Hemostatyki zakrzywione -18 cm | Aparat Harvarda | 81331718 | |
| Kleszcze (końcówka 0,8 mm, zakrzywiona-10 cm) | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| Gaza 4 "x4" | Dowolny dostawca | ||
| Rurka do mikrofug o pojemności 1,5 cm3 | Dowolny dostawca | ||
| Wiadro na lód | Dowolny dostawca | ||
| Moździerz i tłuczek | Fisher Scientific | 12-961AA | |
| 1cc strzykawka z igłą 25G | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| Igła 20G | Dowolny dostawca Pipeta | ||
| 1 ml | Dowolny dostawca | ||
| Końcówki do pipet 1 ml | Dowolny dostawca | ||
| Polistyren Falcon Probówki 8 ml | VWR international | 60819-331 | |
| Worek do sterylizacji 3 "x8" | VWR international | 24008 | |
| Worek do sterylizacji 5 "x10" | VWR international | 24010 | |
| MacConkey II Płytka agarowa | BD Biosciences | 221172 | |
| Alkohol etylowy - 200 proof | Pharmco-AAPER | [70%] | |
| Pentobarbital Sodium (roztwór sodu nembutolu) | OVATION Pharmaceuticals | 70mg/kg | |
| Aerrane (Isoflurane) | Baxter Internationl Inc. | 99,9% | |
| triadina powidon jod (betadyna) | Triada jednorazowe | ||
| fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS) | |||
| Buprenorfina HCl | Bedford Laboratories | 0,1 mg / kg |
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE
Poproś o pozwolenie