Artykuł metodologiczny

Obrazowanie w czasie rzeczywistym migracji komórek zapośredniczonej przez leukotrien B4 oraz oddziaływań BLT1 z β-arrestyną

11.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/2315

⸱

23 grudnia 2010

 , 
1Microbiology and Immunology, James Graham Brown Cancer Center, University of Louisville

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejszy artykuł opisuje metodologię wyznaczania odpowiedzi chemotaktycznej leukocytów na specyficzne ligandy oraz identyfikacji oddziaływań między receptorami powierzchniowymi komórek a białkami cytozolowymi przy użyciu technik obrazowania żywych komórek.

Streszczenie

Receptory sprzężone z białkami G (GPCR) należą do rodziny białek siedmiokrotnie przebiegających przez błonę i pośredniczą w transdukcji sygnałów pozakomórkowych w odpowiedzi wewnątrzkomórkowe. GPCR kontrolują różnorodne funkcje biologiczne, takie jak chemotaksja, wewnątrzkomórkowe uwalnianie wapnia oraz regulacja genów w sposób zależny od liganda za pośrednictwem heterotrymerycznych białek G1-2. Wiązanie liganda indukuje serię zmian konformacyjnych prowadzących do aktywacji heterotrymerycznych białek G, które modulują poziomy drugich przekaźników, takich jak cykliczny adenozynomonofosforan (cAMP), inozytolotrifosforan (IP3) i diacyloglicerol (DG). Równolegle z aktywacją receptora, wiązanie liganda inicjuje również szereg zdarzeń mających na celu osłabienie sygnalizacji receptorowej poprzez desensytyzację, sekwestrację i/lub internalizację. Proces desensytyzacji GPCR zachodzi poprzez fosforylację receptora przez kinazy receptorów sprzężonych z białkami G (GRK) i następujące po tym wiązanie β-arrestyn3. β-arrestyny są białkami cytozolowymi, które po aktywacji GPCR translokują się do błony, wiążąc się z fosforylowanymi receptorami (w większości przypadków), co ułatwia internalizację receptora 4-6.

Leukotrien B4 (LTB4) jest prozapalną cząsteczką lipidową pochodzącą ze szlaku kwasu arachidonowego, która przekazuje swoje działanie poprzez receptory GPCR: receptor LTB4 1 (BLT1; receptor o wysokim powinowactwie) oraz receptor LTB4 2 (BLT2; receptor o niskim powinowactwie)7-9. Wykazano, że szlak LTB4-BLT1 odgrywa kluczową rolę w kilku chorobach zapalnych, w tym w astmie, zapaleniu stawów i miażdżycy10-17. Niniejsza praca opisuje metodologie opracowane w celu monitorowania indukowanej przez LTB4 migracji leukocytów oraz oddziaływań BLT1 z β-arestyną i translokacji receptorów w żywych komórkach przy użyciu technik obrazowania mikroskopowego18-19.

Komórki dendrytyczne pochodzące ze szpiku kostnego myszy C57BL/6 zostały wyizolowane i hodowane zgodnie z wcześniej opisaną procedurą 20-21. Komórki te poddano badaniom z wykorzystaniem metod obrazowania żywych komórek, aby zademonstrować migrację komórek indukowaną przez LTB4. Ludzki receptor BLT1 został oznakowany czerwoną białkiem fluorescencyjnym (BLT1-RFP) na C-końcu, a β-arrestyna1 zielonym białkiem fluorescencyjnym (β-arr-GFP>; oba plazmidy transfekowano do linii komórkowej białaczkowej bazofilowej szczura (RBL-2H3)18-19. Kinetykę oddziaływań między tymi białkami oraz ich lokalizację monitorowano za pomocą wideo mikroskopii żywych komórek. Metodologie opisane w niniejszej pracy przedstawiają wykorzystanie technik mikroskopowych do badania odpowiedzi funkcjonalnych receptorów sprzężonych z białkiem G w żywych komórkach. Praca ta opisuje również zastosowanie oprogramowania Metamorph do kwantyfikacji intensywności fluorescencji w celu określenia kinetyki oddziaływań między receptorem a białkami cytozolowymi.

Protokół

Metodyka

Opis mikroskopu

Eksperymenty z obrazowaniem żywych komórek przeprowadzono przy użyciu systemu epi-fluorescencyjnego TE-FM przymocowanego do odwróconego mikroskopu Nikon Eclipse TE30. Mikroskop jest wyposażony w podgrzewany stolik. Do mikroskopu dołączono czarno-białą cyfrową kamerę CCD CoolSnap HQ (Roper Scientific) oraz optyczny zmieniacz filtrów LAMDA 10-2 (Sutter Instrument Company). Długości fal wzbudzenia i emisji są regulowane za pomocą kół filtracyjnych i sterowane kontrolerem kół filtracyjnych Lamba 10-2 (Sutter Instruments Co). Czas ekspozycji 50 ms powinien być wystarczający do obserwacji RFP lub GFP w żywych komórkach. Sterowanie sprzętem i akwizycja obrazów odbywają się za pomocą oprogramowania Metamorph. W niniejszym badaniu wybrano następujące zestawy filtrów: S480/20x, S525/40m oraz S565/25x, S620/60m odpowiednio dla GFP i RFP; podwójny dichroik EGFP/DsRed, Chroma Technology. To koło filtracyjne może pomieścić do sześciu zestawów filtrów. Mikroskop jest wyposażony w kontroler stolika Prior Proscan z joystickiem. Wszystkie te akcesoria sprzętowe mogą być sterowane za pomocą oprogramowania Metamorph. Mikroskop jest również wyposażony w mikromanipulatory do utrzymywania mikropipet.

A. Pomiar migracji komórek dendrytycznych indukowanej leukotrienem B4

Wykorzystując opisane powyżej ustawienia mikroskopu, opracowaliśmy metody śledzenia migracji komórek dendrytycznych kierowanej ligandem w czasie rzeczywistym. Do mikroskopu przymocowano dwa mikromanipulatory (Narishige). Zarejestrowano chemotaksję komórek dendrytycznych pochodzących z szpiku kostnego myszy (BMDCs) w kierunku gradientu LTB4. W niniejszym opracowaniu opisujemy metody przygotowania mikropipet przy użyciu wyciągacza mikropipet, napełniania mikropipety ligandem oraz konfiguracji eksperymentu chemotaksji na podgrzewanym stoliku mikroskopu w celu monitorowania kierunkowej migracji komórek. Metoda ta może być zastosowana do testowania skuteczności różnych chemoatraktantów w indukowaniu migracji, a także wpływu inhibitorów chemotaksji w żywych komórkach. Izolacja BMDCs21 z myszy została opisana w kilku publikacjach, w tym w JoVE2.

1. Przygotowanie BMDC

  1. Wysiać BMDC (po 10 dniach hodowli) na szalki Fluoro z dnem z dekilka i pozostawić do wzrostu na 16 h przed eksperymentem.
  2. Przemyć komórki 3 mL 1X PBS co najmniej 2 razy (poprzez dodanie 3 mL 1X PBS do szalki i odessanie buforu).
  3. Dodać 2 mL 1X PBS do szalki. Komórki są teraz gotowe do eksperymentu. Przed rozpoczęciem badania przechowywać komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C.

Przygotowanie mikropipety załadowanej ligandem:

  1. Zamocuj szklane rurki kapilarne (Glass standard, 0.75 mm x 0.4 mm; 6", Cat# 62550, A.M. Systems, INC) w pionowym wyciągaczu do mikropipet (Narishige International USA, Inc).
  2. Utrzymaj temperaturę na poziomie 52 °C, aby szkło stopiło się i rozciągnęło, tworząc ostre końcówki.
  3. Zamocuj pipetę w uchwycie do mikro-pipet.
  4. Wygładź chropowate krawędzie mikro-pipety za pomocą Micro forge M-90 (Narishige International USA, Inc), obserwując proces pod mikroskopem.
  5. Przygotuj co najmniej 10-20 pipet dla każdego eksperymentu. Uwaga: Mikro-pipety można również zakupić w firmie World Precision Instruments (μ TIP, T1801TW1F).
  6. Przenieś pożądane stężenie ligandu (w obecnym eksperymencie 50 μL 10 nM LTB4) do probówki eppendorfowskiej o pojemności 1 mL, zanurz końcówkę mikro-pipety w roztworze i pozwól roztworowi wniknąć do mikro-pipety (napełnianie wsteczne).
  7. Pobierz 1 mL ligandu do strzykawki (strzykawka tuberkulinowa 1 cc) i powoli wprowadź ligand do mikro-pipety od góry, używając igły Micro-Fill (MF 28G-5, World Precision Instruments).
  8. Podłącz przewód, który ściśle przylega do pipety, łącząc go z pipetą oraz z igłą (21 G 1/2) przymocowaną do strzykawki 1 mL wypełnionej ligandem.
  9. Następnie ostrożnie przenieś wypełnioną ligandem mikro-pipetę na stolik mikroskopu i zamocuj ją w mikromanipulatorach.
  10. Wywrzyj lekki nacisk strzykawką, aby upewnić się, że ligand powoli uwalnia się z końcówki.
  11. Umieść płytkę z niedojrzałymi BMDCs pod mikroskopem, ustawiając je na podgrzewanym stoliku (37 °C).
  12. Zdejmij pokrywkę z naczynia fluorowego.
  13. Ustaw ostrość na komórkach, używając obiektywu immersyjnego 60X.
  14. Ostrożnie zbliż naładowaną ligandem pipetę do komórek, korzystając z manualnego manipulatora grubościanowego 'Coarse Manual Manipulator MN-18NE'.
  15. Ustaw precyzyjne położenie pipety za pomocą hydraulicznego mikromanipulatora precyzyjnego 'Hydraulic Fine Micromanipulator MN-18 NE'.
  16. Wywrzyj lekki nacisk strzykawką, aby upewnić się, że ligand uwalnia się do naczynia.
  17. Ustaw parametry akwizycji obrazu, aby rejestrować zdjęcia w jasnym polu (ekspozycja 10 ms) co 15 s przez 2 h, korzystając z oprogramowania Metamorph.
  18. Monitoruj postęp migracji w kierunku ligandu co 30 min.
  19. Jeśli komórki zgromadzą się zbyt gęsto przy końcówce pipety, zmień położenie końcówki na płytce, aby kontynuować eksperyment migracyjny.

B. Pomiar interakcji GPCR (BLT1) i białek cytozolowych (β-arrestyny) oraz ich translokacji w żywych komórkach

1. Przygotowanie konstruktów plazmidowego DNA

Szczegóły konstrukcji plazmidów DNA zostały opisane w pracy Jala et al. (205)18.

2. Transfekcja ludzkiego BLT1-RFP i β-Arrestyny-GFP do komórek RBL-2H3

  1. Hodować komórki linii Rat Basophilic Leukemia (RBL-2H3) (konfluencja 60-70%) w temperaturze 37 °C w nawilżonej atmosferze składającej się z 95% powietrza i 5% CO2 jako kultury monowarstwy w pożywce wzrostowej (DMEM uzupełniony o 15% FBS, 2 mM L-glutaminy, 10 U/mL penicyliny i 10 μg/mL streptomycyny) w kolbach T75.
  2. Odczepić komórki z naczyń/kolb, używając 6 mL trypsyny-EDTA (0,05% trypsyny, 0,53 mM EDTA) i inkubując przez 5 min w temperaturze 37 °C w nawilżonej atmosferze 95% powietrza i 5% CO2. Delikatnie potrząsać kolbami, aby monitorować stopień odczepienia komórek.
  3. Dodać 6 mL pożywki wzrostowej do kolby zawierającej 6 mL trypsyny-EDTA i zebrać komórki, mieszając je poprzez wielokrotne pipetowanie w górę i w dół. Przenieść komórki do probówek Falcon 15 mL.
  4. Policzyć komórki za pomocą hemocytometru, odmierzyć 4 x 106 komórek do probótek wirówkowych 15 mL, odwirować przy 480g przez 3 min i resuspendować w 20 μL pożywki do transfekcji (DMEM, 20% FBS, 50 mM HEPES). W przypadku planowania 3 transfekcji, odpowiednio przygotować komórki i pożywkę do transfekcji, zwiększając liczbę komórek oraz objętość pożywki.
  5. Przygotować plazmidy do transfekcji w stężeniu co najmniej 1,5 μg/μL. Plazmid DNA przygotowujemy przy użyciu zestawu QIAGEN Maxi DNA plasmid kit. Dodać pojedyncze lub oba plazmidy DNA kodujące ludzkie BLT1-RFP (25 μg) i β-arrestin1-GFP (15 μg) do sterylnych kuwet do elektroforezy (Bio-Rad # 165208) z przerwhetherą między elektrodami wynoszącą 0,4 cm.
  6. Odmierzyć 20 μL wyżej resuspendowanych komórek i umieścić je w kuwetach zawierających hBLT1-RFP, β-arrestin1-GFP lub oba plazmidy jednocześnie, a następnie delikatnie wymieszać sterylną pipetą 1 mL.
  7. Pozostawić powyższe kuwety w temperaturze pokojowej przez 10 min.
  8. Przeprowadzić elektroporację komórek w urządzeniu Gene Pulser II przy napięciu 250 v i pojemności 50 μF.
  9. Po elektroporacji pozostawić komórki w temperaturze pokojowej przez 10 min.
  10. Odmierzyć 1 mL zwykłej pożywki wzrostowej i wymieszać ją z elektroporowanymi komórkami w kuwetach.
  11. Rozdzielić 30 μL tej mieszaniny do 35 mm szklanych naczyń hodowlanych z dnem (Fluoro dish, World Precision Instruments) zawierających 2 mL zwykłej pożywki wzrostowej i inkubować przez 1 h w temperaturze 37 °C w nawilżonej atmosferze 95% powietrza i 5% CO2. Pozwolić komórkom przywrzeć do dna naczynia.
  12. Po 1 h inkubacji wymienić pożywkę na zwykłą pożywkę wzrostową i pozwolić komórkom rosnąć w temperaturze 37 °C w inkubatorze z nawilżoną atmosferą 95% powietrza i 5% CO2 przez 18-24 h.

3. Obrazowanie żywych komórek

Pozyskiwanie obrazów

  1. Po 18-24 godzinach przemyć komórki 2 lub 3 razy za pomocą 2 mL ciepłego medium RPMI bez czerwieni fenolowej zawierającego 10 mM HEPES, pH 7,5 (dodać 2 mL ciepłego medium bezpośrednio na płytkę, a następnie odessać medium; powtórzyć 2 lub 3 razy). Dodać 1,8 mL ciepłego medium RPMI bez czerwieni fenolowej zawierającego 10 mM HEPES.
  2. Umieścić 30 mm naczynia hodowlane z przeszklonym dnem zawierające komórki RBL-2H3, przetransfekowane hBLT1-RFP i β-arrestin1-GFP, na podgrzewanym stoliku mikroskopu (37 °C).
  3. Przechwycić obrazy komórek przy powiększeniu 60x, używając obiektywu 60X Nikon Plan Apo 60X/1.4 z aperturą numeryczną do imersji olejowej (dostępnego w naszym systemie mikroskopowym).
  4. Nanieść jedną kroplę oleju na soczewkę obiektywu 60x i ustawić ostrość na komórkach w zwykłym jasnym polu prześwietlenia, dotykając dna płytki.
  5. Aby monitorować fluorescencję przetransfekowanych białek, przełączyć z jasnego pola (światło przechodzące) na filtr fluorescencyjny (filtr RFP, aby zobaczyć receptor, lub GFP, aby zobaczyć β-arrestin1).
  6. Wybrać jasną i zdrową komórkę wykazującą ekspresję hBLT1-RFP na powierzchni komórki przy użyciu filtra RFP i wykonać zdjęcie.
  7. Następnie przełączyć na filtr GFP i upewnić się, że β-arrestin-GFP jest wykazany w cytoplazmie, a następnie wykonać zdjęcie. Następnie nadać pseudokolory obu obrazom przed wykonaniem obrazowania time-lapse żywych komórek, aby upewnić się, że między RFP a GFP nie występuje przenikanie fluorescencji.
  8. Po wyborze komórki ustawić parametry zgodnie z celem badania za pomocą oprogramowania (w tym przypadku oprogramowania Metamorph).
  9. W niniejszej demonstracji obrazy 16-bitowe są pozyskiwane przy binningu kamery ustawionym na 1 X 1 w połączeniu z obiektywem 60X Nikon Plan Apo 60X/1.4 z aperturą numeryczną do imersji olejowej.
  10. Zbierać obrazy fluorescencyjne dla fluorochromów RFP i GFP jednocześnie w odstępach czasowych 30 s (jeśli translokacja/interakcje zachodzą zbyt szybko, można zmniejszyć odstępy czasowe), korzystając z kół filtrowych sterowanych przez oprogramowanie Metamorph.
  11. Czas ekspozycji kamery ustawiono na 10 msec dla RFP i GFP (ustawić konkretne czasy ekspozycji zgodnie z intensywnością fluorescencji RFP i GFP).
  12. Najpierw zebrać obrazy przez 1 min bez dodawania ligandu, co służy jako punkt czasowy 0.
  13. Po 1 min dodać 20 μL ligandu (z roztworu stokowego 10 μM do stężenia końcowego 1 μM), nie naruszając płytki ani pozycji komórki.
  14. Obrazy fluorescencyjne są zbierane przez 60 min po dodaniu ligandu i zapisywane jako obrazy TIFF z rosnącą kolejnością nazw plików.
  15. Wszystkie te pliki mogą zostać przekształcone w pliki typu stack (stosy) z poszczególnymi lub połączonymi obrazami fluorescencyjnymi ze znacznikami czasu za pomocą oprogramowania.

Przetwarzanie obrazów oraz ilościowe określanie fluorescencji białek i ich lokalizacji

  1. Należy wykonać zdjęcia samego medium (bez komórek) przy użyciu filtrów fluorescencyjnych RFP i GFP, a następnie zapisać je jako obrazy tła. Obrazy te posłużą do odjęcia tła od faktycznych obrazów danych uzyskanych powyżej.
  2. Należy przygotować stosy obrazów oddzielnie dla kanałów RFP i GFP.
  3. Należy wybrać/zdefiniować poszczególne obszary (powierzchniowe vs cytozolowe), aby zmierzyć intensywność fluorescencji RFP i GFP (translokacja BLT1 i β-arrestyny).
  4. Należy wykreślić wartości intensywności fluorescencji jako funkcję czasu. Wykres ten dostarczy informacji o kinetyce translokacji danej cząsteczki.

Reprezentatywne wyniki

A. Pomiar migracji komórek dendrytycznych ukierunkowanej przez leukotrien B4

Metoda opisana w niniejszym protokole została zastosowana do określenia migracji komórek dendrytycznych w kierunku leukotrienu B4 (Rysunek 1 i załączony film 1)21. Podobną metodologię można zastosować w celu określenia zdolności chemotaktycznej żywych komórek w odpowiedzi na konkretny ligand.

Obraz mikroskopowy procesu iniekcji komórkowej z igłą do mikroiniekcji w układzie eksperymentalnym.
Rysunek 1. Migracja komórek dendrytycznych pochodzących z szpiku kostnego myszy w kierunku 10 nM LTB4.

Wideo 1. Migracja żywych komórek BMDC w kierunku LTB4. Kliknij tutaj, aby obejrzeć wideo.

B. Pomiar oddziaływań GPCR (BLT1) i białek cytozolowych (β-arrestyna) oraz ich translokacji w żywych komórkach

Po zakończeniu tej procedury można uzyskać następujące informacje na temat zdarzeń sygnałowych GPCR.

  1. Lokalizacja GPCR, białek cytozolowych oraz jądra komórkowego (Rysunek 2).
  2. Indukowana ligandem interakcja powierzchniowych GPCR (w tym przypadku BLT1) z białkiem cytozolowym (w tym przypadku β-arrestyną) (Rys. 3).
  3. Kinetyka internalizacji receptorów i translokacji β-arrestyny do błony, a następnie jej internalizacji wraz z receptorami (Rysunek 4) (Jala et al. 205)18.
  4. Możliwe jest określenie stanu aktywacji receptorów zależnego od ligandu w żywych komórkach (załączony wideo 2) oraz zidentyfikowanie krytycznych motywów lub procesów zaangażowanych w aktywację receptora (Jala et al. 205)18.

Schemat mikroskopii fluorescencyjnej; czerwone, zielone i niebieskie barwniki na komórkach; badanie lokalizacji białek.
Rysunek 2. Ekspresja BLT1-RFP (A), β-arrestyny-GFP (B), pNuc-CFP (C) w komórkach RBL-2H3. Kolorowy obraz złożony przedstawiono w panelu D.

Wygaszanie fluorescencji komórek; analiza skanowania liniowego; obrazowanie time-lapse; wykres intensywności w skali szarości.
Rycina 3. Indukowana ligandem translokacja receptora i β-arrestyny. Przedstawiono skan liniowy intensywności fluorescencji w komórkach.

Obrazy z mikroskopii fluorescencyjnej time-lapse oraz wykres śledzenia hBLT1 w ciągu 30 minut, analiza zaniku fluorescencji, badanie lokalizacji komórkowej.
Rycina 4. Kinetyka internalizacji receptora i translokacji β-arestyny po dodaniu 1 μM LTB4Intensywności fluorescencji mierzono w funkcji czasu w obrębie błony komórkowej oraz cytozolu komórki.

Wideo 2 Obrazowanie na żywo komórek wykazujących ekspresję BLT1-RFP i β-arrestin-GFP po dodaniu 1 μM LTB4. Kliknij tutaj, aby obejrzeć wideo

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obrazowanie żywych komórek jest potężnym narzędziem do demonstrowania funkcji i oddziaływań konkretnych białek w czasie rzeczywistym. Metody opisane w niniejszym opracowaniu wyraźnie pokazują, że LTB4 może indukować szybką migrację komórek dendrytycznych. Metody te nie tylko rozszerzają wiedzę na temat funkcji LTB4 w odniesieniu do różnych typów komórek, ale pozwalają również na zastosowanie podobnych procedur do wielu innych chemokin i badanie ich skuteczności jako czynników chemotaktycznych w różn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Badania są finansowane z grantów National Institutes of Health nr AI-52381, CA138623 oraz Kentucky Lung Cancer Research Board, a także dzięki wsparciu instytucjonalnemu James Graham Brown Cancer Center.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Linia komórkowa białaczkowa bazofilowa szczura (RBL-2H3) lub komórki HEK293.ATCCCRL-2256
Delbecco’zmodyfikowane podłoże Eagle’pożywka DMEMInvitrogen11995
RPMI lub DMEM bez czerwieni fenolowejInvitrogen11835-030
Płytka surowica płodowa bydlęcaInvitrogen16000-044
L-glutamina (200 mM)Invitrogen25030
Penicylina-streptomycyna (10 000 J/ml)Invitrogen15140
Trypsyna, 0,05% (1X) z EDTA 4Na, roztwórInvitrogen25300
HEPES (1 M)Invitrogen15630
sterylne szalki Fluoro o średnicy 35 mm z denkiem z szkiełka podstawowego o grubości 0,17 mm (WillCo-dish)World Precision Instruments, Inc.FD35-100
Sterylna kuweta do elektroporatora Gene Pulser (odległość między elektrodami 0,4 cm) (Bio-Rad)Bio-Rad16552088
elektroporator Gene Pulser II Bio-Rad
System epi-fluorescencyjny TE-FM przymocowany do odwróconego mikroskopu Nikon Eclipse TE300Nikon Instruments
Oprogramowanie MetamorphUniwersalne obrazowanie
Pionowy wyciągacz mikropipetNarishige International
Micro-Forge M-900Narishige International
Hydrauliczny mikromanipulator MO-188NENarishige International
Grubościowy manipulator manualny, MN-188NENarishige International
konstrukcje cDNA:
cDNA receptora sprzężonego z białkiem G, znakowanego białkiem fluorescencyjnym o czerwonej barwie na C-końcu (hBLT1-RFP)Jala i wsp. 2005
cDNA białka cytozolowego znakowanego GFP (β-arrestyna1-GFP w niniejszym badaniu).Jala i wsp. 2005

Bibliografia

  1. Wess, J. G-protein-coupled receptors: molecular mechanisms involved in receptor activation and selectivity of G-protein recognition. FASEB J. 11, 346-354 (1997).
  2. Gether, U. Uncovering molecular mechanisms involved in activation of G protein-coupled receptors. Endocr Rev. 21, 90-113 (2000).
  3. Pierce, K. L., Premont, R. T., Lefkowitz, R. J. Seven-transmembrane receptors. Nat Rev Mol Cell Biol. 3, 639-650 (2002).
  4. Lefkowitz, R. J. G. protein-coupled receptors. III. New roles for receptor kinases and beta-arrestins in receptor signaling and desensitization. J Biol Chem. 273, 18677-18680 (1998).
  5. Shenoy, S. K., Lefkowitz, R. J. Multifaceted roles of beta-arrestins in the regulation of seven-membrane-spanning receptor trafficking and signalling. Biochem J. 375, 503-515 (2003).
  6. Beta-arrest or. Nature. 383, 447-450 (1996).
  7. Serhan, C. N., Haeggstrom, J. Z., Leslie, C. C. Lipid mediator networks in cell signaling: update and impact of cytokines. Faseb J. 10, 1147-1158 (1996).
  8. Tager, A. M., Luster, A. D. BLT1 and BLT2: the leukotriene B(4) receptors. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 69, 123-134 (2003).
  9. Toda, A., Yokomizo, T., Shimizu, T. Leukotriene B4 receptors. Prostaglandins Other Lipid Mediat. 68-69, 575-585 (2002).
  10. Haribabu, B. Targeted disruption of the leukotriene B(4) receptor in mice reveals its role in inflammation and platelet-activating factor-induced anaphylaxis. J Exp Med. 192, 433-438 (2000).
  11. Subbarao, K. Role of leukotriene B4 receptors in the development of atherosclerosis: potential mechanisms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24, 369-375 (2004).
  12. Jala, V. R., Haribabu, B. Leukotrienes and atherosclerosis: new roles for old mediators. Trends Immunol. 25, 315-322 (2004).
  13. Heller, E. A. Inhibition of atherogenesis in BLT1-deficient mice reveals a role for LTB4 and BLT1 in smooth muscle cell recruitment. Circulation. 112, 578-586 (2005).
  14. Miyahara, N. Requirement for leukotriene B4 receptor 1 in allergen-induced airway hyperresponsiveness. Am J Respir Crit Care Med. 172, 161-167 (2005).
  15. Terawaki, K. Absence of leukotriene B4 receptor 1 confers resistance to airway hyperresponsiveness and Th2-type immune responses. J Immunol. 175, 4217-4225 (2005).
  16. Shao, W. H., Del Prete, A., Bock, C. B., Haribabu, B. Targeted disruption of leukotriene B4 receptors BLT1 and BLT2: a critical role for BLT1 in collagen-induced arthritis in mice. J Immunol. 176, 6254-6261 (2006).
  17. Kim, N. D., Chou, R. C., Seung, E., Tager, A. M., Luster, A. D. A unique requirement for the leukotriene B4 receptor BLT1 for neutrophil recruitment in inflammatory arthritis. J Exp Med. 203, 829-835 (2006).
  18. Jala, V. R., Shao, W. H., Haribabu, B. Phosphorylation-independent beta-arrestin translocation and internalization of leukotriene B4 receptors. J Biol Chem. 280, 4880-4887 (2005).
  19. Jala, V. R., Haribabu, B. Real-time analysis of G protein-coupled receptor signaling in live cells. Methods Mol Biol. 332, 159-165 (2006).
  20. Del Prete, A., A, Regulation of dendritic cell migration and adaptive immune response by leukotriene B4 receptors: a role for LTB4 in up-regulation of CCR7 expression and function. Blood. 109, 626-631 (2007).
  21. Salogni, L. Activin A induces dendritic cell migration through the polarized release of CXC chemokine ligands 12 and 14. Blood. 113, 5848-5856 (2009).
  22. Boudreau, J., Koshy, S., Cummings, D., Wan, Y. Culture of myeloid dendritic cells from bone marrow precursors. J Vis Exp. , (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Receptor BLT1beta arestynaobrazowanie ywych kom rekmikroskopia fluorescencyjnasygnalizacja GPCRinternalizacja receptoradendrytyczne kom rki szpiku kostnegooprogramowanie Metamorph

Powiązane artykuły