Method Article

Potencjały błonowe, odpowiedzi synaptyczne, obwody neuronalne, neuromodulacja i histologia mięśni z wykorzystaniem raków: ćwiczenia laboratoryjne dla studentów

DOI:

10.3791/2322

⸱

January 18th, 2011

 ,  ,  , 
1Department of Biology, University of Kentucky, 2Department of Physiology, University of Toronto

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymenty pokazują studentom łatwe podejście do zdobywania doświadczenia w badaniu struktury mięśni, odpowiedzi synaptycznych, wpływu gradientów jonów i przepuszczalności na potencjały błonowe. Przedstawiono również obwód czuciowo-ośrodkowy układ nerwowo-ruchowo-mięśniowy, aby pokazać sposób testowania wpływu związków na obwód neuronalny.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego raportu jest pomoc w zrozumieniu efektów powodowanych przez gradienty jonów na błonie biologicznej. Dwa aspekty, które wpływają na potencjał błonowy komórki i którymi zajmiemy się w tych eksperymentach, to: (1) stężenie jonów K+ na zewnątrz błony oraz (2) przepuszczalność błony dla określonych jonów. Mięśnie prostowników brzucha raków są w grupach, z których niektóre są toniczne (powolne), a inne fazowe (szybkie) pod względem fenotypów biochemicznych i fizjologicznych, a także pod względem struktury; Neurony ruchowe, które unerwiają te mięśnie, różnią się odpowiednio cechami funkcjonalnymi. Używamy tych mięśni, a także powierzchownego, tonicznego mięśnia zginacza brzucha, aby wykazać właściwości w przekaźnictwie synaptycznym. Ponadto wprowadzamy obwód czuciowo-OUN-ruchowo-ruchowo-mięśniowy, aby zademonstrować wpływ kutykularnej stymulacji sensorycznej, a także wpływ neuromodulatorów na niektóre aspekty obwodu. Dzięki technikom uzyskanym w tym ćwiczeniu można zacząć odpowiadać na wiele pytań, które pozostały w innych preparatach eksperymentalnych, a także w zastosowaniach fizjologicznych związanych z medycyną i zdrowiem. Wykazaliśmy przydatność modelowych preparatów bezkręgowców w odpowiedzi na podstawowe pytania dotyczące wszystkich zwierząt.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Wprowadzenie

Celami tych ćwiczeń laboratoryjnych jest zrozumienie właściwości ekscytowalnych membran, baz jonowych potencjału membranowego w spoczynku oraz metod pomiaru potencjału membranowego. Ponadto przedstawiono barwienie i histologię mięśni, które mogą być wykorzystywane do nauki struktury mięśni. Również dwa różne rodzaje przygotowań sekcjonowanych są używane do demonstracji właściwości transmisji synaptycznej w różnych grupach mięśni. Kompletne obwody sensoryczno-ośrodkowego układu nerwowego (OUN)-neuronu ruchowego-mięśni w brzuchu rakowa są również używane do przedstawienia przygotowania do badania stymulacji sensorycznej i wpływu neuromodulatorów i neuroprzekaźników na aspekty obwodu.

W pierwszej części tego raportu przedstawiono podejścia stosowane do pomiaru potencjału membranowego w spoczynku i wpływu zewnątrzkomórkowego K+ na potencjał membranowy. Wprowadzono również strukturę mięśni. W drugiej części tego ćwiczenia przedstawiono różne sposoby pomiaru odpowiedzi synaptycznych z różnych rodzajów złączy neuromiopaticznych (ZNM). Pierwsze ćwiczenie używa mięśni rozciągających brzuch rakowa, a drugie używa mięśni zgięć powierzchniowych brzucha. Ponadto przedstawiono obwód neuronowy (brzuch nerwowy rakowa z wejściami sensorycznymi i wyjściami ruchowymi), który jest łatwy do utrzymania i może być używany zarówno do nauczania, jak i do badań w różnych aspektach obwodu sensoryczno-OUN-neuron ruchowy-mięśni. Po ukończeniu wyjaśnienia początkowych ćwiczeń przedstawiono fizjologię ZNM i OUN.

Gradient jonowy przez biologiczną membranę może prowadzić do różnicy potencjału. Dla komórki w spoczynku ta różnica w ładunku elektrycznym przez membranę komórkową jest znana jako potencjał membranowy w spoczynku komórki. Istnieją dwa główne czynniki, które omówimy, które wpływają na potencjał membranowy komórki. Pierwszy to stężenie jonów po obu stronach membrany. Drugi to przepuszczalność membrany na jony. Należy pamiętać, że w żywej komórce istnieje wiele różnych jonów o zmiennych stężeniach wewnątrz i na zewnątrz komórki. Kluczowe jony, które omówimy, to sód (Na+), potas (K+) i chlor (Cl-). Ilość i przepływ tych jonów przez membranę mięśniową wyznacza potencjał membranowy. Z tej podstawy możemy omówić potencjały elektryczne obserwowane podczas stymulacji elektrycznej i hamowania membrany z odpowiedzi synaptycznych oraz zbadać wpływ środków farmakologicznych. Możemy również stworzyć modele biofizyczne, aby reprezentować te procesy do eksperymentalnych koncepcji testowych (Robinson et al., 2010).

Zastosowanie mikroelektrod z mikroszkła umożliwia rejestrowanie potencjałów membranowych. Elektroda może być włożona przez membranę komórkową bez uszkodzenia, pod warunkiem, że końcówka jest wystarczająco mała, a dokładne pomiary potencjału transmembranowego mogą być uzyskane. Technika ta jest szczególnie stosowana do dużych komórek, które są mniej podatne na uszkodzenie przez włożenie elektrody wewnątrzkomórkowej. Jest to jedna z podstawowych technik w fizjologii.

Równowaga Na+ i K+ przez membranę jest utrzymywana przez pompę Na-K ATP-azę w warunkach fizjologicznych. W normalnych warunkach pompa przenosi średnio trzy Na+ z komórki i dwa K+ do komórki. Jako uwaga na marginesie, Nagroda Nobla w dziedzinie chemii została przyznana w 1997 r. za to odkrycie dokonane pod koniec lat 50. XX wieku. Podstawy odkrycia zostały uzyskane z badań nad aksonami z kraba (Skou, 1965, 1998).

Ta pompa jest również uważana za elektrogenową, ponieważ ma większą zdolność pompowania, gdy membrana jest zdepolaryzowana (Skou, 1989a,b). W wielu komórkach pompa przyspiesza się, gdy komórka jest elektrycznie aktywna przez zdepolaryzację.

Potas może również przepływać przez kanałki "wycieku" potasowego, gdy komórka jest w stanie spoczynku. Z powodu tych kanałów wycieku potasowego, membranę komórkową w spoczynku jest bardziej przepuszczalna na potas niż na inne jony. Stąd potencjał membranowy w spoczynku komórki jest bliższy potencjałowi równowagi dla potasu niż dla sodu. Potencjał membranowy w spoczynku można następnie zbadać, aby zobaczyć, czy zależy od potencjału równowagi potasu.

1) Zmienność mięśni

Włókna mięśniowe skorupiaków wykazują większą zmienność cech strukturalnych, właściwości elektrycznych membran i właściwości skurczu niż włókna mięśniowe kręgowców. Mięśnie fazowe u skorupiaków są zmodyfikowane dla skurczów typu trzeszczenia. Charakteryzują się one krótkimi długościami sarkomerów (2-4 mikrona), cienkimi, prostymi liniami Z, niskim stosunkiem filamentów cienkich do grubych i dobrze rozwiniętymi systemami tubuli T i siateczki śródplazmatycznej. Membrany mięśni fazowych mogą generować gradacyjne lub wszystko-lub-nic akcje potencjałów. Z kolei mięśnie toniczne są zmodyfikowane dla przedłużonego utrzymania napięcia. Często mają długości sarkomerów 10 do 15 mikronów, grubych, falistych linii Z

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Potencjał membranowy

Już w 1902 roku Bernstein zajmował się kwestią potencjału spoczynkowego w aksonie kałamarnicy. Intrygujące jest rozważenie, w jaki sposób te wczesne idee i obserwacje Bersteina (1902) i Nernsta (1888) wpłynęły później na badania nad fizjologią błon. (Patrz recenzja Malmivuo i Plonsey, 1995; dostępna również na stronie www http://www.bem.fi/book/). Do dziś dokonuje się przełomowych odkryć dotyczących funkcji kanałów jonowych i właściwości błon biologicznych, które są bardzo istotne w zrozumieniu fizjologii komórkowej związanej z funkcją tkanek, narządów i układów.

Porównanie eksperymentalnych i teoretycznych oddziaływań zewnętrznych [K+] na spoczynkowy potencjał błonowy wskazuje na wpływ jonów na potencjał błonowy. Dodatkowe eksperymenty z użyciem tego samego preparatu muszą zostać przeprowadzone w celu odpowiedzi na podstawowe pytania fizjologiczne. Niektóre z nich zostały zwrócone uwagę w 1968 roku przez Atwood i Parnas i nie zostały jeszcze w pełni rozwiązane. Dzięki technikom uzyskanym w tym ćwiczeniu można przejść do odpowiedzi na wiele pytań, które pozostały w innych preparatach eksperymentalnych, a także w zastosowaniach fizjologicznych związanych z medycyną i zdrowiem. Wykazaliśmy przydatność modelowego preparatu bezkręgowców w celu odpowiedzi na podstawowe pytania dotyczące wszystkich zwierząt.

Dzięki wiedzy zdobytej na temat gradientów elektrochemicznych jonów w powyższym ćwiczeniu, możesz teraz przejść do pobudliwości błon, badając przekaźnictwo synaptyczne w preparatach nerwowo-mięśniowych u raków.

Pomiar odpowiedzi synaptycznych

Szczegóły przedstawione w pierwszej części tego laboratorium i związany z nią film dostarczyły kluczowych kroków do rejestrowania potencjałów błonowych i badania struktury mięśni. W drugiej części tego laboratorium demonstracja rozbioru i rejestracji transmisji synaptycznej w NMJ fazowych i tonicznych jednostek motorycznych zapewniła ekspozycję na podstawowe pojęcia z zakresu fizjologii. Ekspozycja na obwód neuronalny, który może być częściowo wykorzystany do wyjaśnienia powiązanych zachowań, u nienaruszonego zwierzęcia ma potencjał nie tylko dla uczniów do zbadania różnych otwartych pytań w ramach ćwiczeń laboratoryjnych, ale także dla przyszłych badań nad obwodami neuronalnymi w dobrze ugruntowanym preparacie bezkręgowców (Kennedy i in., 1969; Antonsen i Edwards, 2003)

Preparaty te mogą być również stosowane do badania ułatwień synaptycznych, depresji i długotrwałej plastyczności (nie badanych w tym badaniu laboratoryjnym). Nawet u niektórych gatunków raków plastyczność neuronalna zależy od warunków stymulacji eksperymentalnej (Mercier i Atwood, 1989; Cooper i in., 1998), a także ich środowisko naturalne. W jakim stopniu zdolność do zmiany skuteczności synaps i dynamiki mięśni służy zwierzęciu, pozostaje do zbadania. Ponieważ raki zmieniają swoje zachowanie w odniesieniu do zmienności sezonowej i cyklu linienia, istnieją stosunkowo długoterminowe różnice w aktywności ich układów nerwowo-mięśniowych. Wykazano, że fazowe zakończenia nerwów ruchowych mięśni bliżej pazurów wykazują klasyczną morfologię fazową w okresie zimowym, ale pęcznieją i stają się bardziej żylakami na całej długości zakończenia w miesiącach letnich (Lnenicka 1993; Lnenicka i Zhao, 1991).

Niektóre wczesne badania przeprowadzone na bocznych interneuronach olbrzymich (LG) raków w obrębie brzusznego rdzenia nerwowego wykazały obecność połączeń szczelinowych (Johnson, 1924; Watanabe i Grundfest, 1961). Powszechnie wiadomo, że CO2 ma wpływ na komunikację elektryczną poprzez rozprzęganie złączy szczelinowych (Arellano i in., 1990). Niedawno wykazano, że rdzeń nerwowy i komunikacja w obwodzie czuciowo-ośrodkowym układ nerwowo-ruchowo-mięśniowy, jak opisano w tym raporcie, jest również wrażliwa na ekspozycję na CO2 , co wskazuje na obecność połączeń szczelinowych (Bierbower, 2010; Bierbower i Cooper, 2010)

Spontaniczna aktywność trzeciego korzeniamotorycznego jest tematem od lat sześćdziesiątych, kiedy Eckert (1961) zbadał, czy toniczny statyczny narząd receptora mięśniowego (MRO) w tym samym lub sąsiednim segmencie może odpowiadać za spontaniczny napęd motoryczny. W tych wcześniejszych badaniach stało się jasne, że aktywność ta była napędzana w obrębie brzusznego rdzenia nerwowego (VNC), prawdopodobnie z wyższych ośrodków (Eckert, 1961; Kennedy i Takeda, 1965a,b; Strawn i wsp., 2000). Ponieważ obecność CO2 zatrzymała spontaniczną aktywność, można założyć, że gdzieś w popędzie do neuronów ruchowych mogą znajdować się połączenia szczelinowe lub glutaminergiczny napęd pobudzający. NMJ są zablokowane lub wykazują zmniejszoną wrażliwość na glutaminian w obecności CO2 i mogą być również zablokowane w OUN (Bierbower, 2010; Bierbower i Cooper, 2010; zob. także Badre et al., 2005).

Działanie różnych neuromodulatorów jest również chętnie badane w różnych typach NMJ (Cooper i Cooper, 2009; Griffis i wsp., 2000; Southard i wsp., 2000; Strawn i wsp., 2000). Ponadto neuromodulatory wywierają różne wpływy na obwody OUN. Sugeruje się, że neurony 5-HT i oktopaminergiczne mogą funkcjonować jako "czynniki wzmacniające" w zmianie wyjścia obwodów neuronalnych (Ma i wsp., 1992; Schneider i wsp., 1996; Hörner i wsp., 1997; Edwards i wsp., 2002). Pozostaje jeszcze wiele do zrobienia, zanim będziemy mogli w pełni zrozumieć wpływ neuromodulatorów na poszczególne komórki docelowe. Biorąc pod uwagę, że różne neuromodulatory mogą ze sobą współpracować, analiza ich mieszanego działania jest obszarem przyszłych badań (Djokaj i wsp., 2001). Ponadto niewiele badań, szczególnie na kręgowcach, dotyczy wpływu neuromodulatorów na całe szlaki, które mogą regulować określone zachowanie. W tym przygotowaniu jednostki czuciowo-ounowo-ruchowej można badać wpływ zarówno bodźców sensorycznych, jak i neuromodulatorów na aktywność neuronów ruchowych (Kennedy i wsp., 1969).

Ponieważ postulowano, że 5-HT odgrywa rolę w regulacji stanu behawioralnego raków, homarów i krabów (Livingstone i wsp., 1980; Sneddon i wsp., 2000), podjęto kilka prób określenia jego stężenia w VNC, hemolimfie oraz w izolowanych zwojach homarów (Livingstone i wsp., 1980; Harris-Warrick i Kravitz 1984; Fadool i wsp., 1988). Wystąpiły jednak znaczne różnice w zarejestrowanych pomiarach, co wyklucza specyficzne zależności dawka-odpowiedź, które mogłyby odpowiadać za działania behawioralne.

Uważa się, że rak z pazurami trzymanymi w uniesionej pozycji i z ogonem schowanym pod brzuchem wykazuje dominującą postawę (Livingstone i in., 1980). Stan zgięcia brzucha u raków nie wydaje się być postawą, którą raki dominujące w parze wykazują podczas interakcji społecznych lub podczas utrzymywania dominującego statusu hierarchicznego (Listerman i wsp., 2000). Uległe raki nawet chowają brzuchy pod sobą, gdy wycofują się przed przeciwnikiem. Takie podwijanie ogona jest również postrzegane jako postawa obronna (Listerman i in., 2000). Zachowania te można było łatwo zaobserwować w terenie i w warunkach laboratoryjnych (Bovbjerg, 1953, 1956; Bruski i Dunham, 1987; Li i wsp., 2000; Listerman i wsp., 2000). Co ciekawe, postawy behawioralne odnotowane u homarów (Livingstone i wsp., 1980) są odwrócone w przypadku wstrzyknięć 5-HT i oktopaminy u australijskiego raka, Cherax destructor (McRae, 1996). Możliwe, że zupełnie inne reakcje można zaobserwować w powierzchownym preparowaniu zginaczy u australijskich raków. Ponadto, ponieważ dominacja jest na ogół związana z wielkością raków, można by oczekiwać bardzo plastycznego systemu reagowania na szybko zmieniające się warunki społeczne (Strawn i in., 2000). Plastyczność reakcji na neuromodulatory u bezkręgowców jest otwartym obszarem badań.

Wyttenbach, Johnson i Hoy (1999) opracowali media cyfrowe i podręcznik laboratoryjny do różnych eksperymentów na rakach z udziałem tego samego mięśnia, który przedstawiono w tym raporcie, oprócz innych preparatów rakowych. Jest to doskonałe źródło ćwiczeń dla uczniów.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wspierane przez University of Kentucky, Department of Biology, Office of Undergraduate Studies oraz College of Arts & Sciences.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
  1. Rak (Procambarus clarkii). Atchafalaya Biological Supply Co., Raceland, LA., USA.
  2. Standardowa sól fizjologiczna dla raków: zmodyfikowana z Van Harreveld' s rozwiązanie (1936). (w mM) 205 NaCl; 5,3 KCl; 13.5 CaCl22H2O; 2,45 MgCl26H2O; 5 HEPES i dostosowane do pH 7,4. Serotonina, glutaminian i dopamina są wytwarzane w soli fizjologicznej z raków. Bouin' powiedział: Roztwór utrwalający był używany bezpośrednio, a błękit metylenowy jest wytwarzany w soli rakowej. Wszystkie chemikalia są pozyskiwane z firmy chemicznej Sigma (St. Louis, MO).
  3. Narzędzia do preparacji: Pęseta Fine #5, drobne nożyczki, uchwyt ostrza noża, szpilki do owadów #26002-20 (wszystkie uzyskane z Fine Science Tools (USA), Inc., 373-G Vintage Park Drive, Foster City, CA 94404-1139).
  4. Naczynie szklane z dnem Sylgarda
  5. Zlewki (do przechowywania roztworów chemicznych)
  6. Sygnały elektryczne są nagrywane on-line do interfejsu PowerLab 26T do komputera (ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA). Używamy standardowego oprogramowanie firmy ADInstruments o nazwie Chart or Scope.
  7. Model 3000 AC/DC może być używany do nagrań wewnątrzkomórkowych i zewnątrzkomórkowych.
  8. Mikroskop preparacyjny z funkcją zoomu do nagrań wewnątrzkomórkowych. Do rejestracji ogniskowej na wizualizowanych terminalach używany jest mikroskop złożony z pionowymi obiektywami (4x i 20x). Potrzebne jest źródło światła Hg.
  9. Do nagrań wewnątrzkomórkowych używamy szklanych rurki kapilarnych (katalog # 30-31-0 z FHC, Brunszwik, ME, 04011, USA). Elektroda wewnątrzkomórkowa powinna mieć rezystancję od 20 do 30 mOhm. Elektrody wewnątrzkomórkowe wypełniono 3 M KCl.
  10. Elektroda ssąca służy do rejestrowania sygnałów zewnątrzkomórkowych.
  11. Klatka Faradaya.
  12. High Intensity Illuminator (źródło światła).
  13. Micromanipulator

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Antonsen, B. L., Edwards, D. H. Differential dye coupling reveals lateral giant escape circuit in crayfish. J. Comp. Neurol. 466, 1-13 (2003).
  2. Arellano, R. O., Rivera, A., Ramón, F. Protein phosphorylation and hydrogen ions modulate calcium-induced closure of gap junction channels. Biophys. J. 57, 363-367 (1990).
  3. Atwood, H. L. γ -aminobutyric acid and crab muscle fibres. Experientia (Basel). 20, 161-163 (1964).
  4. Atwood, H. L. Variation in physiological properties of crustacean motor synapses. Nature. 215, 57-58 (1967).
  5. Atwood, H. L. Peripheral inhibition in crustacean muscle. Experimentia. 24, 753-763 (1968).
  6. Atwood, H. L. An attempt to account for the diversity of crustacean muscles. Am. Zool. 13, 357-378 (1973).
  7. Atwood, H. L. Organization and synaptic physiology of crustacean neuromuscular systems. Prog. Neurobiol. 7, 291-391 (1976).
  8. Atwood, H. L. Synapses and neurotransmitters. The Biology of Crustacea. Sandeman, D. C., Atwood, H. L. 3, Academic Press, Inc. New York. 105-150 (1982).
  9. Atwood, H. L. Parallel 'phasic' and 'tonic' motor systems in the crayfish abdomen. J. Exp. Biol. 211, 2193-2195 (2008).
  10. Atwood, H. L., Cooper, R. L. Functional and structural parallels in crustaceans and Drosophila neuromuscular systems. Am. Zool. 35 (6), 556-565 (1995).
  11. Atwood, H. L., Cooper, R. L. Assessing ultrastructure of crustacean and insect neuromuscular junctions. J. Neurosci. Meth. 69, 51-58 (1996).
  12. Atwood, H. L., Cooper, R. L. Synaptic diversity and differentiation: Crustacean neuromuscular junctions. Invertebrate Neurosci. 1, 291-307 (1996).
  13. Atwood, H. L., Parnas, I. Recording from the crayfish abdominal extensor muscle preparation with microelectrodes. In: Experiments in physiology and biochemistry. Kerkut, G. A. , Academic. London. 307-330 (1968).
  14. Badre, N. H., Martin, M. E., Cooper, R. L. The physiological and behavioral effects of carbon dioxide on Drosophila larvae. Comparative Biochemistry and Physiology A. 140, 363-376 (2005).
  15. Bernstein, J. Untersuchungen zur Thermodynamik der bioelektrischen Ströme. Pflüger Arch. ges. Physiol. 9, 521-562 (1902).
  16. Bernstein, J. Elektrobiologie. , Viewag. Braunschweig. 215(1912).
  17. Bierbower, S. M. Environmental effects on behavior and physiology in crayfish. , Department of Biology, University of Kentucky. (2010).
  18. Bierbower, S. M., Cooper, R. L. The effects of acute carbon dioxide on behavior and physiology in Procambarus clarkii. J. Exp. Zool. , In press (2010).
  19. Boistel, J., Fatt, P. Membrane permeability change during inhibitory transmitter action in crustacean muscle. J. Physiol. (Lond.). 144, 176-191 (1958).
  20. Bovbjerg, R. V. Dominance order in the crayfish Orconectes 6irilis (Hagen). Physiol. Zool. 26, 173-178 (1953).
  21. Bovbjerg, R. V. Some factors affecting aggressive behavior in crayfish. Physiol. Zool. 29, 127-136 (1956).
  22. Bradacs, H., Cooper, R. L., Msghina, M., Atwood, H. L. Differential physiology and morphology of phasic and tonic motor axons in a crayfish limb extensor muscle. J. Exp. Biol. 200, 677-691 (1997).
  23. Bruski, C. A., Dunham, D. W. The importance of vision in agonistic communication of the crayfish Orconectes rusticus, I. an analysis of bout dynamics. Behaviour. 63, 83-107 (1987).
  24. Burke, W., Ginsborg, B. L. The electrical properties of the slow muscle fibre membrane. J. Physiol. 132, 586-598 (1956).
  25. Cooper, A. S., Cooper, R. L. Historical View and Physiology Demonstration at the NMJ of the Crayfish Opener Muscle. J. Vis. Exp. (33), e1595(2009).
  26. Cooper, R. L., Warren, W. M., Ashby, H. E. Activity of phasic motor neurons partially transforms the neuronal and muscle phenotype to a tonic-like state. Muscle & Nerve. 21, 921-931 (1998).
  27. Djokaj, S., Cooper, R. L., Rathmayer, W. Effects of octopamine, serotonin, and cocktails of the two modulators on synaptic transmission at crustacean neuromuscular junctions. J. Comp. Physiol. A. 187 (2), 145-154 (2001).
  28. Dudel, J., Kuffler, S. W. Mechanism of facilitation at the crayfish neuromuscular junction. J. Physiol. (Lond.). 155, 540-542 (1961).
  29. Eckert, R. O. Reflex relationships of the abdominal stretch receptors of the crayfish. J. Cell. Comp. Physiol. 57, 149-162 (1961).
  30. Edwards, D. H., Yeh, S. R., Musolf, B. E., Antonsen, B. L., Krasne, F. B. Metamodulation of the crayfish escape circuit. Brain Behav Evol. 60 (6), 360-369 (2002).
  31. Fadool, D. A., Cobb, S. J., Kass-Simon, G., Brown, P. R. Liquid chromatographic procedures for the analysis of compounds in the serotonergic and octopamine pathways of lobster hemolymph. J. Chromatogr. 452, 491-501 (1988).
  32. Fatt, P., Katz, B. The electrical properties of crustacean muscle fibers. J. Physiol. 120, 171-204 (1953).
  33. Fields, H. L., Kennedy, D. Functional role of muscle receptor organs in crayfish. Nature. 206 (990), 1235-1237 (1965).
  34. Fisher, L., Florey, E. Modulation of synaptic transmission and excitation-contraction coupling in the opener muscle of the crayfish, Astacus leptodactylus, by 5-hydroxytryptamine and octopamine. J. Exp. Biol.. 102, 187-198 (1983).
  35. Freud, S. Über den Bau der Nervenfasern und Nervenzellen beim Flußkrebs. Anzeiger Akad. 18, Math.-Naturwiss. Kl. Wiss. Wien. 275(1881).
  36. Freud, S. Über den Bau der Nervenfasern und Nervenzellen beim Flußkrebs. Sitzungsber. Akad. 85, Math.-Naturwiss. Kl. Wiss. Wien. 9-46 (1881).
  37. Goldman, D. E. Potential, impedance, and rectification in membranes. J. Gen. Physiol. 27, 37-60 (1943).
  38. Griffis, B., Bonner, P., Cooper, R. L. Sensitivity of transformed (phasic to tonic) motor neurons to the neuromodulator 5-HT. Comparative Biochemistry and Physiology A. 127, 495-504 (2000).
  39. Grundfest, H., Reuben, J. P. Neuromuscular synaptic activity in lobster. Nervous Inhibition. Florey, E. , Pergamon Press. Oxford. 92-104 (1961).
  40. Harris-Warrick, R. M., Kravitz, E. A. Cellular mechanisms for modulation of posture by octopamine and serotonin in the lobster. J. Neurosci. 4, 1976-1993 (1984).
  41. Hagiwara, S., Chichibu, S., Naka, K. I. The effects of various ions on resting and spike potentials of barnacle muscle fibers. J. Gen. Physiol. 48, 163-179 (1964).
  42. Hille, B. Ionic Channels of Excitable Membranes. , 2nd, Sinauer Assoc. Sunderland, Mass. (1992).
  43. Hodgkin, A. L., Huxley, A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. J. Physiol. (Lond.). 117, 500-544 (1952).
  44. Hodgkin, A. L., Huxley, A. F., Katz, B. Measurement of current-voltage relations in the membrane of the giant axon of Loligo. J. Physiol. (Lond.). 116, 424-448 (1952).
  45. Hodgkin, A. L., Katz, B. The effect of sodium ions on the electrical activity of the giant axon of the squid. J. Physiol. (Lond.). 108, 37-77 (1949).
  46. Hodgkin, A. L., Rushton, W. A. H. The electrical constants of a crustacean nerve fibre. Proc. Roy. Soc. 133, 444-479 (1946).
  47. Hörner, M., Weiger, W. A., Edwards, D. H., Kravitz, E. A. Excitation of identified serotonergic neurons by escape command neurons in lobsters. J. Exp. Biol. 200, 2017-2033 (1997).
  48. Huxley, T. H. The crayfish. , C. Kegan Paul and Co. London. (1880).
  49. Johnson, G. E. Giant nerve fibers in crustaceans with special reference to Cambaus and Palaemonetes. J. Comp. Neurol. 36, 323-373 (1924).
  50. Johnston, M. F., Simon, S. A., Ramon, F. Interaction of anaesthetics with electrical synapses. Nature (Lond.). 286, 498-500 (1980).
  51. Katz, B., Miledi, R. The role of calcium in neuromuscular facilitation. J. Physiol. (Lond.). 195, 481-492 (1968).
  52. Kennedy, D., Takeda, K. Reflex control of abdominal flexor muscles in the crayfish: the twitch system. J. Exp. Biol. 43, 211-227 (1965).
  53. Kennedy, D., Takeda, K. Reflex control of the abdominal flexor in the crayfish: the tonic system. J. Exp. Biol. 43, 229-246 (1965).
  54. Kennedy, D., Selverston, A. I., Remler, M. P. Analysis of restricted neural networks. Science. 164, 1488-1496 (1969).
  55. Krasne, F. B. Excitation and habituation of the crayfish escape reflex: the depolarizing response in lateral giant fibres of the isolated abdomen. J. Exp. Biol. 50, 29-46 (1969).
  56. Li, H., Listerman, L. R., Doshi, D., Cooper, R. L. Heart rate measures in blind cave crayfish during environmental disturbances and social interactions. Comp. Biochem. Physiol A. 127, 55-70 (2000).
  57. Listerman, L., Deskins, J., Bradacs, H., Cooper, R. L. Measures of heart rate during social interactions in crayfish and effects of 5-HT. Comp. Biochem. Physiol A. 125, 251-264 (2000).
  58. Livingstone, M. S., Harris-Warrick, R. M., Kravitz, E. A. Serotonin and octopamine produce opposite postures in lobsters. Science. 208, 76-79 (1980).
  59. Lnenicka, G. A. Seasonal differences in motor terminals. Comp. Biochem. Physiol A. 104, 423-429 (1993).
  60. Lnenicka, G. A., Zhao, Y. Seasonal differences in the physiology and morphology of crayfish motor terminals. J. Neurobiol. 22, 561-569 (1993).
  61. Ma, P. M., Beltz, B. S., Kravitz, E. A. Serotonin containing neurons in lobsters: their role as 'gainsetters' in postural control mechanisms. J. Neurophysiol. 68, 36-54 (1992).
  62. Malmivuo, J., Plonsey, R. Bioelectromagnetism-Principles and Applications of Bioelectric and Biomagnetic Fields. , Oxford University Press. New York. (1995).
  63. McRae, T. On the postural effects induced in female Cherax destructor (Clark) by serotonin and octopamine. Freshwater Crayfish. 11, 293-298 (1996).
  64. Mercier, A. J., Atwood, H. L. Long-term adaptation of a phasic extensor motoneurone in crayfish. J. Exp. Biol. 145, 9-22 (1989).
  65. Monaghan, D. T., Bridges, R. J., Cotman, C. W. The excitatory amino acid receptors: their classes, pharmacology, and distinct properties in the function of the central nervous system. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 29, 365-402 (1989).
  66. Moody, W. Gradual increase in the electrical excitability of crayfish slow muscle fibers produced by anoxia or uncouplers of oxidative phosphorylation. J. Comp. Physiol. 125, 327-334 (1978).
  67. Nernst, W. H. Zur Kinetik der Lösung befindlichen Körper: Theorie der Diffusion. Z. Phys. Chem. 3, 613-637 Forthcoming.
  68. Nernst, W. H. Die elektromotorische Wirksamkeit der Ionen. Z. Phys. Chem. 4, 129-181 Forthcoming.
  69. Pilgrim, R. L. C., Wiersma, C. A. G. Observations on the skeleton and somatic musculature of the abdomen and thorax of Procambarus clarkii (Girard), with notes on the thorax of Panulirus interruptus (Randall) and Astacus. J. Morphol. 113, 453-587 (1963).
  70. Robinson, M. M., Martin, J. M., Atwood, H. L., Cooper, R. L. Modeling Biological Membranes with Circuit Boards and Measuring Electrical Signals in Axons: Student Laboratory Exercises. J. Vis. Exp. (47), e2325(2011).
  71. Schneider, H., Budhiraja, P., Walter, I., Beltz, B. S., Peckol, E., Kravitz, E. A. Developmental expression of the octopamine phenotype in lobsters. J. Comp. Neurol. 371, 3-14 (1996).
  72. Skou, J. C. The influence of some cations on an adenosine triphosphatase from peripheral nerves. Biochim. Biophys. Acta. 1000, 439-446 (1989).
  73. Skou, J. C. The identification of the sodium-pump as the membrane-bound Na+/K+-ATPase: a commentary on 'The Influence of Some Cations on an Adenosine Triphosphatase from Peripheral Nerves. Biochim. Biophys. Acta. 1000, 435-438 (1989).
  74. Skou, J. C. Enzymatic basis for active transport of Na+ and K+ across cell membrane. Physiol. Rev. 45, 596-617 (1965).
  75. Skou, J. C. Nobel Lecture. The identification of the sodium pump. Biosci Rep. 18, 155-169 (1998).
  76. Sneddon, L. U., Taylor, A. C., Huntingford, F. A., Watson, D. G. Agonistic behavior and biogenic amines in shore crabs Carcinus maenas. J. Exp. Biol. 203, 537-545 (2000).
  77. Sohn, J., Mykles, D. L., Cooper, R. L. The anatomical, physiological and biochemical characterization of muscles associated with the articulating membrane in the dorsal surface of the crayfish abdomen. J. Exp. Zool. 287, 353-377 (2000).
  78. Southard, R. C., Haggard, J., Crider, M. E., Whiteheart, S. W., Cooper, R. L. Influence of serotonin on the kinetics of vesicular release. Brain Res. 871, 16-28 (2000).
  79. Stefani, E., Steinbach, A. B. Resting potential and electrical properties of frog slow muscle fibers. Effect of different external solutions. J. Physiol. 203, 383-401 (1969).
  80. Strawn, J. R., Neckameyer, W. S., Cooper, R. L. The effects of 5-HT on sensory neurons, CNS command, and neuromuscular junctions of the crayfish abdominal superficial flexor. Comp. Biochem. Physiol B. 127, 533-550 (2000).
  81. Takeuchi, A., Takeuchi, N. Anion permeability of the inhibitory post-synaptic membrane of the crayfish neuromuscular junction. J. Physiol. (London). 191, 575-590 (1967).
  82. Tsunoyama, T., Gojobori, S. Evolution of Nicotinic Acetylcholine receptor Subunits. Mol. Biol. Evol. 15 (5), 518-527 (1998).
  83. Van Harreveld, A., Mendelson, M. Glutamate-induced contractions in crustacean muscle. J. Cell Comp. Physiol. 54, 85-94 (1959).
  84. Van Harreveld, A. A physiological solution for freshwater crustaceans. Proc. Soc Exp. Biol. Med. 34, 428-432 (1936).
  85. Van Harreveld, A., Wiersma, C. A. G. The Triple Innervation of the Crayfish Muscle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 22 (11), 667(1936).
  86. Vélez, S. J., Wayman, R. J. Synaptic connectivity in a crayfish neuromuscular system. I. Gradient of innervations and synaptic strength. J. Neurophysiol. 41, 75-84 (1978).
  87. Watanabe, A., Grundfest, H. Impulse propagation at the septal and commissural junctions of crayfish lateral giant axons. J. Gen. Physiol. 45, 267-308 (1961).
  88. Watkins, J. C. L-Glutamate as a central neurotransmitter: Looking back. Biochemical Society Transactions. 28, 297-310 (2000).
  89. Wiersma, C. A. G. The neuromuscular system. The Physiology of Crustacea. Waterman, T. H. II, Academic Press. New York. (1961).
  90. Wiersma, C. A. G. Reflexes and the central nervous system. The physiology of Crustacea. II, Academic Press. New York. 241-279 (1961).
  91. Wine, J. J., Mittenthal, J. E., Kennedy, D. The structure of tonic flexor motoneurons in crayfish abdominal ganglia. J. Comp. Physiol. 93, 315-335 (1974).
  92. Wu, W. H., Cooper, R. L. Physiological Recordings of High and Low Output NMJs on the Crayfish Leg Extensor Muscle. J. Vis. Exp. (45), e2319(2010).
  93. Wyttenbach, R. A., Johnson, B. R., Hoy, R. R. Crawdad. A CD-ROM Lab manual for neurophysiology. , Sinauer Associates. Sunderland, MA. (1999).
  94. Zucker, R. S. Crayfish escape behavior and central synapses. 3. Electrical junctions and dendrite spikes in fast flexor motoneurons. J. Neurophysiol. 35, 638-651 (1972).
  95. Zucker, R. S. Crayfish escape behavior and central synapses. II. Physiological mechanisms underlying behavioral habituation. J. Neurophysiol. 35 (5), 621-637 (1972).
  96. Zucker, R. S. Crayfish escape behavior and central synapses. I. Neural circuit exciting lateral giant fiber. J. Neurophysiol. 35 (5), 599-620 (1972).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Membrane PotentialSynaptic TransmissionCrayfish ModelIntracellular RecordingExtracellular PotassiumNeuromuscular JunctionSensory Motor CircuitMuscle Fiber TypesElectrophysiology TechniquesNeuromodulation Effects

Related Articles