Wpływ głębokiej stymulacji mózgu na aktywność neuronalną hipokampa w modelu szczurzym

Streszczenie

Źródło: Selvakumar, T., et al., Analiza zmian ekspresji genów w hipokampie szczura po głębokiej stymulacji mózgu przedniego jądra wzgórza. J. Vis. Exp. (2015)

Ten film pokazuje procedurę wszczepiania elektrod do mózgu szczura w celu zastosowania głębokiej stymulacji mózgu (DBS), która moduluje aktywność neuronalną i poprawia komunikację z hipokampem, wspierając przeżycie neuronów i neurogenezę.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem modeli zwierzęcych zostały zweryfikowane przez lokalną instytucjonalną komisję ds. opieki nad zwierzętami oraz weterynaryjną komisję rewizyjną JoVE.

1. Operacja głębokiej stymulacji mózgu (DBS)

1. Wstrzyknąć mieszankę ketaminy i ksylazyny dootrzewnowo zwierzęciu i potwierdzić, że osiągnęło ono chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia (sprawdzając odruch szczypania palca u nogi, głębokość częstości oddechów i regularność oddychania). Usuń włosy z obszaru skóry głowy, który zostanie nacięty i zdezynfekuj skórę głowy trzema naprzemiennymi peelingami, każdy z betadyną i alkoholem lub sterylną solą fizjologiczną. Zabezpiecz i ustaw zwierzę na ramie stereotaktycznej.
2. Używaj wkładek z ciepłą wodą, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia na optymalnym poziomie. Nałóż smar do oczu, aby chronić oczy zwierzęcia przed przesuszeniem.
3. Użyj następujących współrzędnych stereotaktycznych do celowania w ATN (jądro przednie wzgórza): przednio-tylne -1,6 mm, przyśrodkowo-boczne 1,5 mm i grzbietowo-brzuszne 5,2 mm.Wykonaj nacięcie w skórze głowy strzałkowo, aby odsłonić czaszkę. Za pomocą retraktorów zabezpiecz naciętą skórę głowy, aby odsłonić czaszkę. Użyj sterylnej soli fizjologicznej, aby przepłukać nacięcie. Jeśli nacięcie jest zbyt mokre, użyj sterylnych wacików, aby je wysuszyć. Zlokalizuj bregmę i oznacz ją czarnym markerem. Aby wskazać położenie otworów zadziorów, wykonaj dwa dodatkowe znaki w odległości około 1,5 mm przyśrodkowo po obu stronach od szwu strzałkowego i 1,6 mm za szwem koronalnym.
4. Użyj ręcznej wiertarki, aby wykonać otwory na zadziory. Upewnij się, że końcówka otworu na żarna jest sterylna, sterylizując ją etanolem. Podczas wiercenia trzymaj wiertło pod kątem około 45° do powierzchni czaszki. Często przełączaj się między dwoma otworami na zadziory, aby uniknąć nadmiernego ciepła w miejscu dowolnego otworu na zadziory.
5. Kontynuuj wiercenie, aż opona twarda zostanie odsłonięta. Za pomocą igły z wygiętą końcówką przypominającą kształt litery "L" usuń wszelkie złamane kawałki kości, które utrudniałyby wprowadzenie elektrody. Należy uważać, aby nie uszkodzić leżącej pod spodem opony twardej i/lub tkanki mózgowej podczas usuwania fragmentów kości za pomocą zgiętej igły.
   UWAGA: Użycie igły lub cienkich kleszczyków jest również opcją.
6. Przymocuj zespół podwójnej elektrody do obrotowego uchwytu ramy stereotaktycznej i zamocuj uchwyt pod kątem 90°. Korzystając z regulacji w ramce stereotaktycznej, umieść lewą elektrodę dokładnie nad bregmą.
7. Korzystając z regulacji stereotaktycznych do pozycjonowania przyśrodkowo-bocznego, precyzyjnie przesuń lewą elektrodę o 1,5 mm na lewą stronę bregmy, tak aby teraz dwie elektrody były idealnie wyrównane wzdłuż szwu koronalnego, ale oddalone od siebie o 1,5 mm przyśrodkowo-bocznie od bregmy.
8. Korzystając z przednio-tylnej regulacji stereotaktycznej, przesuń elektrody o 1,6 mm do tyłu do szwu koronalnego.
9. Użyj regulacji grzbietowo-brzusznej, aby opuścić elektrody, aby najpierw sprawdzić, czy otwory na zadziory zostały wykonane we właściwym miejscu, tak aby elektrody można było łatwo włożyć, bez dotykania ostrych krawędzi otworów zadziorów. Jeśli tak, należy umieścić elektrody na głębokości 5,2 mm od powierzchni czaszki.
10. Podłącz elektrody za pomocą przewodów do stymulatora ustawionego na 130 Hz, 2,5 V i szerokość impulsu 90 μs.
11. Dostarczaj stymulację o wysokiej częstotliwości przez godzinę (lub przez żądany okres czasu, zgodnie z konfiguracją eksperymentalną). W trakcie symulacji należy pamiętać o regularnym zapewnianiu odpowiedniej głębokości znieczulenia, sprawdzając, czy stopa nie wycofuje się w odpowiedzi na uszczypnięcie palca. Uzupełnić znieczulenie około połową dawki początkowej stosowanej do wywołania znieczulenia. Unikaj zanieczyszczenia sterylnych rękawic podczas sprawdzania głębokości znieczulenia i zmień je w razie potrzeby. Wykonaj jednostronną lub obustronną stymulację w oparciu o swoje potrzeby eksperymentalne. Uwzględnij kontrole, takie jak stymulacja o niskiej częstotliwości (np. 10 Hz) i zwierzęta niestymulowane (wprowadzanie elektrod bez późniejszej stymulacji).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Ramka stereotaktyczna	Kopf Instruments	Model 900
Wiertarka	Dremmel	7700, 7,2 V
Skalpel	BD	372610
Ketamina	Patterson Weterynaryjny	07-803-6637	Harmonogram III Substancja kontrolowana, pozyskiwanie, stosowanie i przechowywanie zgodnie z zasadami instytucjonalnymi
Xylazine	Patterson Veterinary	07-808-1947
Buprenorphine	Patterson Veterinary	07-850-2280	Schedule III Substancja kontrolowana, pozyskiwanie, stosowanie i przechowywanie zgodnie z zasadami instytucjonalnymi
Zszywki chirurgiczne	ConMed Corporation	8035
Szwy (3-0)	Aparat Harvard	72-3333
Strzykawka (1 ml, 29 1/2 G)	BD	329464	Sterylna, służy do podawania znieczulenia dootrzewnowo
Strzykawka (3 ml, 25 G)	BD	309570	Sterylna, służy do podawania znieczulenia podskórnie
Igły	BD	305761	Sterylny, służy do usuwania złamanych kawałków kości z otworów żarnowych
Etanol	Fisher Scientific	S25309B	Służy do ogólnej sterylizacji
Smar do oczu	Stymulator Fisher Scientific	19-898-350
Elektrody	Medtronic	Model 3628
Instrumenty medyczne	Rhodes, CA	SNEX100x-100mm	Elektrody są platynowe, koncentryczna i bipolarna
betadyna (powidon-jod)	PDI	S23125	Jednorazowe waciki, służą do sterylizacji skóry głowy przed wykonaniem nacięcia

DBS