Celowane dostarczanie leków w modelu mysim za pomocą iniekcji Cisterna Magna

Streszczenie

Źródło: Zamboni, M., et al., Indukcja modyfikacji komórek opon mózgowo-rdzeniowych poprzez wstrzyknięcie do wnętrzełka. J. Vis. Exp. (2020)

Ten film pokazuje procedurę dostarczania induktora leku do cisterna magna znieczulonej myszy. Wstrzyknięcie selektywnie indukuje ekspresję markerów fluorescencyjnych w komórkach powierzchni mózgu dostępnych za pośrednictwem płynu mózgowo-rdzeniowego, co potwierdza obrazowanie fluorescencyjne.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem modeli zwierzęcych zostały zweryfikowane przez lokalną instytucjonalną komisję ds. opieki nad zwierzętami oraz weterynaryjną komisję rewizyjną JoVE.

1. Ułożenie zwierzęcia do zabiegu

1. Przymocuj głowę zwierzęcia do uchwytu na głowę. Aby poprawić dostęp do cisterna magna, ustaw ciało zwierzęcia pod kątem około 30° od powierzchni stołu, a głowę skierowaną w dół, aby ustalić kąt 120° z resztą ciała i wysuń tył szyi, aby ułatwić dostęp do cisterna magna (ryc. 1A).
2. Dodaj ręczniki papierowe pod spodem zwierzęcia, aby podeprzeć jego ciało przez cały zabieg.
3. Zabezpiecz podawanie znieczulenia przez ustnik i zmniejsz stężenie izofluranu do 2,5%, a dopływ powietrza do 200 ml/min.
4. Zastosuj maść okulistyczną.

2. Ekspozycja Cisterna Magna

1. Ogol tył szyi zwierzęcia i zdezynfekuj obszar 70% etanolem i betadyną.
2. Za pomocą nożyczek chirurgicznych należy wykonać nacięcie w linii środkowej (o długości ok. 7 mm) zaczynając od poziomu kości potylicznej i przedłużając ją ku tyłowi
.
3. Delikatnie oddziel powierzchowną tkankę łączną i mięśnie szyi, pociągając na boki od linii środkowej pęsetą z cienką końcówką. Spowoduje to odsłonięcie membrany opony twardej pokrywającej cisterna magna, w kształcie odwróconego trójkąta.
4. Użyj sterylnych włóczni absorpcyjnych lub wacików, aby zatamować powstałe krwawienie.
5. Umieść mały separator chirurgiczny, aby utrzymać mięśnie szyi odciągnięte na bok i umożliwić wizualizację cisterna magna przez cały zabieg.

3. Wstrzyknięcie domostkowe

1. Aby uzyskać dostęp do cisterna magna, zidentyfikuj ogonowy koniec kości potylicznej i włóż igłę, która była wcześniej wygięta, bezpośrednio pod spodem.
   UWAGA: Nastąpi nagły spadek oporu po nakłuciu błony opony twardej. Jednak końcówka igły tylko nieznacznie wnika pod powierzchnię opony mózgowej, dzięki swojemu haczykowatemu kształtowi.
2. Po perforacji opony twardej pozwól, aby zgięta końcówka igły wniknęła pod powierzchnię opony twardej, delikatnie pociągając strzykawkę do góry i równolegle do ciała zwierzęcia, aby "zaczepić" igłę o czaszkę (patrz rysunek 1B). Zapewni to lepszą stabilność i zapobiegnie głębszemu wnikaniu igły, unikając w ten sposób ryzyka uszkodzenia leżącego poniżej móżdżku lub rdzenia.
3. Związek należy wstrzykiwać powoli, aby uniknąć zakłóceń w naturalnym przepływie płynu mózgowo-rdzeniowego.
   UWAGA: W zależności od celu eksperymentu, szybkość infuzji może się różnić. Jeśli wymagana jest powolna i stała szybkość infuzji (np. podczas korzystania z procedury śledzenia ruchu płynu mózgowo-rdzeniowego), może być wskazane zastosowanie automatycznego systemu do mikroinfuzji w połączeniu ze strzykawką.
4. Po wstrzyknięciu należy pozostawić igłę w miejscu wstrzyknięcia na 1 minutę i ostrożnie ją wyjąć. Używaj kleszczyków z cienką końcówką, aby pomóc w wycofaniu igły z pozycji haczykowatej.
   UWAGA: Użycie cienkiej igły (np. 30 G) nie prowadzi do znacznego uszkodzenia błony oponowej i w konsekwencji odpływu płynu mózgowo-rdzeniowego. Jeśli wymagane są większe rozmiary igieł, zalecamy zatrzymanie wycieku płynu poprzez ucisk w miejscu wstrzyknięcia za pomocą sterylnej bawełnianej końcówki.

Wyniki

Rysunek 1: Specyficzne znakowanie komórek oponowo-rdzeniowych poprzez intraceryczne wstrzyknięcie endoksyfenu. Panele A i B ilustrują procedurę opracowaną dla podawania domięśniowo-mostkowego. Aby uzyskać do...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule Nazwa Firma Numer katalogowy Komentarze Jednostka anestezjologicznaUniventor 4108323102W komplecie parownik, komora i rurka łącząca się z komorą i uchwytem na głowę myszyZnieczulenie (Izofluran)Baxter Medical AB890 BetadineSigma-AldrichPVP1 EndoxifenSigma-AldrichE8284 Etanol 70%Histolab1370 Strzykawka Hamilton (igła skośna 30G)Hamilton80300 Uchwyt na głowę myszyNarishige InternationalSGM-4Z ustnikiem do znieczuleń wziewnych. Alternatywnie użyj ramy stereotaktycznejNożyczkiFine Science Tools15009-08 GolarkaAesculapGT420 Sterylne włócznie absorpcyjneFine Science Tools18105-01Dobrym rozwiązaniem są również sterylne waciki bawełnianeSeparator chirurgicznyWorld Precision Instrument501897 PęsetaDumont11251-35