Artykuł metodologiczny

Zastosowanie światlutowalnej żywicy do wiązania stomatologicznego do mocowania elektrod lub sond mikrodializacyjnych w eksperymentach przewlekłych

DOI:

10.3791/249

⸱

30 lipca 2007

 ,  , 
1Laboratory for Behavior and Dynamic Cognition, Brain Science Institute, RIKEN, 2Laboratory for Biolinguistics, Brain Science Institute, RIKEN

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszym raporcie proponujemy nowe zastosowanie światłoutwardzalnych żywic stomatologicznych do mocowania podstawy elektrod lub sond do mikrodializy w eksperymentach chronicznych. Materiał ten umożliwia bezpośrednie wiązanie z czaszką.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
W eksperymentach z rejestracją chroniczną samoutwardzalne akrylowe żywice stomatologiczne były stosowane jako baza montażowa elektrod lub sond do mikrodializy. Ponieważ żywice te nie wiążą się z kością, w roli kotwic wykorzystywano śruby. Jednakże u małych zwierząt doświadczalnych, takich jak kanarki czy myszy, czaszka jest bardzo krucha i nie jest w stanie stabilnie utrzymać kotwic. W niniejszym raporcie proponujemy nowe zastosowanie światłoutwardzalnych żywic stomatologicznych jako bazy montażowej elektrod lub sond do mikrodializy w eksperymentach chronicznych. Materiał ten umożliwia bezpośrednie wiązanie z czaszką. W związku z tym śruby kotwiące nie są wymagane, a pole operacyjne może zostać znacznie zredukowane. Dotychczasowe doświadczenia wykazują, że efekt wiązania utrzymuje się przez ponad 2 miesiące. Okno czasowe, w którym konwencjonalne żywice są plastyczne i nadają się do obróbki, wynosi kilka minut. W przypadku tych adhezywów stomatologicznych okno czasu pracy jest znacznie szersze i regulowalne.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krok 1. Przygotowanie do implantacji sondy

  1. Znieczulenie (nie pokazano w filmie)

    Znieczul każdego ptaka poprzez dostarczenie domięśniowego wstrzyknięcia mieszaniny ketaminy (12,5 mg/kg masy ciała) i ksylazyny (25 mg/kg), aby uzyskać stabilny poziom znieczulenia chirurgicznego.

  2. Mocowanie głowy w aparacie stereotaktycznym

    Użyj żelu Xylocaine(TM), aby zmniejszyć lokalny ból wywołany naciskiem prętów usznych. Głowa ptaka jest mocowana w aparacie stereotaktycznym składającym się z prętów usznych i uchwytu dzioba, który utrzymuje głowę pod kątem 45°. Podczas operacji stereotaktycznej w celu implantacji, ogrzewaj ciało ptaka za pomocą podkładki chirurgicznej z kontrolą termiczną (temperatura = 34~36°C).

  3. Dezynfekcja obszaru operacyjnego

    Przed operacją zdezynfekuj pole chirurgiczne preparatem Isodine(TM).

Krok 2. Pozycjonowanie stereotaktyczne

  1. Wyrównanie punktów odniesienia

    Wyrównaj atrapy sondy (szklanej mikropipety) do punktu Lambda (punkt Y) i zaznacz punkt Y za pomocą pipety wypełnionej barwnikiem. W filmie wykorzystano pozostałości Dextran-TMR z ostatniego badania traserów.

  2. Nacięcie skóry

    Usuń skórę i odsłoń powierzchnię czaszki. Następnie oczyść powierzchnię czaszki za pomocą patyczków bawełnianych.

  3. Pozycjonowanie atrapy kaniuli (w kierunku poziomym)

    Przesuń atrapę kaniuli do miejsca docelowego (oś A-P oraz współrzędna boczna).

  4. Mała kraniotomia i nacięcie opony twardej.

    Użyj precyzyjnej pęsety do kraniotomii oraz cienkiej igły wstrzykującej (30 G) do nacięć opony twardej. Następnie oczyść powierzchnię czaszki.

  5. Końcowe pozycjonowanie (implantacja) atrapy kaniuli

    Ustaw końcówkę kaniuli prowadzącej na wysokość 0,30 mm powyżej zamierzonego obszaru docelowego sondy do mikrodializy. Na koniec ponownie oczyść powierzchnię czaszki, ponieważ do trwałego połączenia wymagana jest czysta i sucha powierzchnia.

Krok 3. Obróbka wstępna powierzchni czaszki

(Należy zastosować analogiczną procedurę „bezpośredniego wypełnienia” produktu stomatologicznego.)

  1. Obróbka primerem
    1. Wymieszać płyny PRIMAR A i B w naczyniu.
    2. Nanieść mieszaninę na powierzchnię czaszki za pomocą małego pędzelka.
    3. Pozostawić na 30 sekund.
    4. Osuszyć łagodnym strumieniem powietrza. (Nie płukać.)

  2. Aplikacja środka wiążącego
    1. Nanieść środek wiążący na powierzchnię czaszki za pomocą małego pędzelka.
    2. Zastosować łagodny strumień powietrza. (Nie płukać.)
    3. Naświetlać lampą polimeryzacyjną przez 20 sekund.

Krok 4. Osadzanie kompozytu żywicznego

  1. Nanieś żywicę za pomocą zwykłego ubijaka

    Jeśli zwykły ubijak nie jest dostępny, można go zastąpić mikroszatułką.

  2. Fotopolimeryzacja
  3. Warstwowe nakładanie

    Zaleca się warstwowe nakładanie w celu zapewnienia pełnej polimeryzacji żywicy.

    W przypadku nakładania warstwowego, przed każdym etapem należy zastosować środek wiążący.

  4. Uformuj żywicę kompozytową i poddaj fotopolimeryzacji w celu ostatecznego utwardzenia.
  5. Zakończenie zabiegu

Oczyścić obszar operacyjny, nałożyć antybiotyk (maść z Gentamycyną) i wyjąć zwierzę ze stereotaktycznego uchwytu. Następnie umieścić zwierzę w komorze termostatycznej (temperatura = 33-35° C) w celu wybudzenia z narkozy.

Jak pokazano na filmie, następnego dnia po operacji u żadnego z zwierząt nie zaobserwowano nieprawidłowych zachowań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W porównaniu do zastosowania konwencjonalnych samoutwardzalnych żywic akrylowych, wprowadzona technika wykazuje kilka istotnych zalet:

1. Bezpośrednie wiązanie:
Samoutwardzalny akryl może przylegać do kości przez pewien czas, ale nie wiąże się z nią trwale. W związku z tym do zamocowania podstawy montażowej wymagane są śruby kotwiczące (patrz Rycina 2A). W przeciwieństwie do niego, żywica utwardzana światłem może wiązać się bezpośrednio z kością, dzięki czemu śruby nie są potrzebne ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymenty przeprowadzono zgodnie z wytycznymi dotyczącymi eksperymentów na zwierzętach Instytutu Nauk o Mózgu RIKEN (RIKEN-BSI), a komitet etyki ds. zwierząt tego instytutu zatwierdził ich przebieg.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy naszym kolegom z RIKEN-BSI za uprzejme wsparcie i owocne rady podczas realizacji tej pracy. Chciałbym wyrazić szczyre uznanie dla profesora Shigemi Mori, profesora G bor Juh sz, dr Kiyojiego Matsuyamy, Katalin A K kesi oraz rp d Dobolyi, którzy doradzili mi studiowanie metody mikrodializy podczas studiów w Graduate University for Advanced Studies w Japonii. Na koniec dziękujemy panu Chrisowi Sarneckiemu i dr. Akitsugu Takasu za pomoc w nagraniu wideo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kondory bengalskieZwierzęDwa dorosłe samce, masa ciała: 14,2 g i 14,8 g
Sonda do mikrodializyNarzędzieEICOMcałkowita masa sondy, kaniuli prowadzącej, nakrętki i żywicy do wypełnień stomatologicznych: od 0,65 do 0,78 g.
System żywicy do wypełnień stomatologicznych utwardzanej światłemKuraray Medical Inc+Kompozytowa żywica utwardzana światłem (CLEARFIL AP-X). +System adhesywny do stomatologii o podwójnym utwardzaniu z primerem samotrawiącym i środkiem wiążącym (CLEARFIL Liner Bond IIΣ).
Instrumenty chirurgiczneRama stereotaktyczna, mikroskop chirurgiczny, podkładka chirurgiczna z kontrolą temperatury i komora rekonwalescencyjna z kontrolą temperatury. Prosty ubijak do aplikacji żywicy kompozytowej. Mikroszpatułka lub ostra kureta do usuwania okostnej i mięśni. Strzykawka i igła (30G) do podawania znieczulenia. Małe nożyczki. Precyzyjne pęsety do wykonywania małej kraniotomii.
Lampa utwardzającaRolence Enterprise IncUltra-Lite 500E
MikroskopKonan MedicalKOM300z adapterem C-mount
Kamera 3-CCDNarzędzieHitachiHV-D30

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Adell, A., Artigas, F. In vivo Brain microdialysis: Principles and applications. In Vivo Neuromethods: Neuromethods. Boulton, A., Baker, G., Bateson, A. 32, Humana Press Inc. Totowa. 325-357 (1998).
  2. Kendrick, K. Microdialysis in large unrestrained animals: neuroendocrine and behavioral studies of acetylcholine, amino acid, monoamine and neuropeptide release in the sheep. Microdialysis in the Neuroscience. Robinson, T., Justice, J., Bateson, A. 7, Elsevier. Amsterdam. 327-348 (1991).
  3. Oakley, B., Schafer, R. Experimental Neurobiology: A laboratory Manual. , University of Michigan Press. Ann Arbor. (1978).
  4. Okumura, T., Yamashita, Y., Okanoya, K., Tani, J. Function of the sensori-motor nucleus NIf in generation of complex syntactical song in the Bengalese Finch I. A Biological study. Soc. Neurosci Abst. 33, (2007).
  5. Boulton, A., Baker, G. The relation of brain electrical activity to behavior. In Vivo Neuromethods: Neuromethods. Robinson, T., Bateson, A. 32, Humana Press Inc. Totowa. 325-357 (1998).
  6. Yamashita, Y., Okumura, T., Okanoya, K., Tani, J. Function of the sensori-motor nucleus NIf in generation of complex syntactical song in the Bengalese finch. Proceeding of the 2nd International Symposium on Mobiligence, , 101-104 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Monta elektrodsonda do mikrodializywi zanie czaszkichirurgia stereotaktycznanak adanie primerarodek wi cymonta stopniowyjednostka wietlna LED

Powiązane artykuły