Pobieranie krwi jest niezbędne w wielu badaniach, na przykład w celu analizy profilu farmakokinetycznego związku. W niniejszym materiale demonstrujemy, jak pobierać krew od szczurów, stosując dwie techniki: pobranie krwi z żyły saphrenous lub poprzez punkcję serca.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Pobieranie krwi u szczurów z żyły saphenous oraz poprzez punkcję serca
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Pobieranie krwi od gryzoni jest niezbędne w przypadku wielu badań przeprowadzanych zarówno in vitro, jak i in vivo. Miejsca pobrania krwi u gryzoni są liczne: zatoka zaoczna, żyła szyjna, żyła szczękowa, żyła saphenous, serce. Każda technika ma swoje zalety i wady, a niektóre z nich nie są już zatwierdzone w niektórych krajach (np. pobieranie z zatoki zaocznej w Holandii). Omówienie różnych technik pobierania krwi jest dostępne w literaturze 1-3. W niniejszym materiale przedstawiamy dwie techniki pobierania krwi od szczurów, z których każda ma swoje specyficzne zastosowania.
Pobieranie krwi z żyły odpiszczelnej, pod warunkiem prawidłowego wykonania, wywołuje minimalny stres u zwierząt i nie wymaga znieczulenia. Technika ta pozwala na wielokrotne pobieranie niewielkich ilości krwi, co jest niezbędne np. w badaniach farmakokinetycznych 4,5, ocenie składu chemicznego osocza lub morfologii krwi 6.
Punkcja serca umożliwia pobranie dużej ilości krwi od jednego zwierzęcia (od szczura o masie 150 g można pobrać do 10 ml krwi). Technika ta jest zatem bardzo użyteczna jako procedura terminalna, gdy pobranie krwi z żyły saphrenous nie zapewniłoby wystarczająco dużej próbki. Stosujemy punkcję serca, gdy potrzebujemy odpowiedniej ilości surowicy od konkretnej szczepu szczurów do hodowli linii limfocytów T in vitro 4-9.
Protokół
Pobieranie krwi u szczurów z żyły szafena oraz poprzez punkcję serca
Uwaga: Wszystkie procedury muszą zostać zatwierdzone przez komisję ds. opieki i wykorzystania zwierząt w Twoim instytucie.
1. Pobranie krwi z żyły odpiszczelnej
- Procedurę tę przeprowadza się bez znieczulenia i wymaga ona udziału dwóch osób: jednej do unieruchomienia szczura oraz drugiej do pobrania krwi.
- Zwiń ręcznik w kształt stożka lub przytrzymaj szczura, używając rękawic do obsługi gryzoni, pozostawiając jedną tylną kończynę odsłoniętą.
- Ogól tył nogi trymerem elektrycznym, aż żyła sapanu stanie się widoczna. Ogol obszar wystarczająco duży, aby żadne włosy nie stykały się z miejscem nakłucia. Użyj niewielkiej ilości bezzapachowego balsamu do rąk, aby odsunąć nieogoloną sierść od miejsca nakłucia.
- Utwórz punkt ucisku u podstawy nogi, aby żyła sapanu stała się bardziej wypełniona (podobnie jak przy użyciu stazy podczas pobierania krwi od człowieka lub dużego zwierzęcia). Nakłuj żyłę igłą 20G i zbieraj wypływającą krew za pomocą mikrovetty. Delikatne uciskanie nogi pomoże pobrać więcej krwi. Po zebraniu odpowiedniej ilości krwi przyciśnij do miejsca nakłucia czysty kompres, aby zatamować krwawienie.
2. Pobranie krwi poprzez punkcję serca
- Procedura ta wymaga znieczulenia i ma charakter terminalny. Zwierzęta muszą zostać niezwłocznie uśmiercone po zakończeniu punkcji serca.
- Przygotuj strzykawkę o pojemności 5 ml z igłą 23G1.
- Głęboko znieczul szczura i sprawdź skuteczność znieczulenia, obserwując brak spontanicznych ruchów, spowolniony oddech oraz brak reakcji na bodźce (np. uciśnięcie palca u stopy). Aby zapewnić przedłużone znieczulenie, podczas procedury umieść na nosie szczura korpus strzykawki zawierający nasączony środkiem znieczulającym lotnym ręcznik papierowy.
- Ułóż szczura na plecach, głową skierowaną w stronę przeciwną do siebie.
- Jeśli jesteś praworęczny, połóż lewy palec wskazujący na poziomie najniższych żeber, nie wywierając nacisku. Serce znajduje się około 1 cm powyżej tego punktu, nieco po prawej stronie.
- Trzymając strzykawkę pod kątem 45 stopni, wprowadź igłę pomiędzy dwa żebra i obserwuj, aż do igły dostanie się kropla krwi. Jest to sygnał, że igła znajduje się w sercu. Nie przesuwając strzykawki, pociągnij tłok, aby ją napełnić. Po napełnieniu strzykawki ostrożnie odłącz ją od igły i opróżnij do probówki. Następnie można ponownie połączyć strzykawkę z igłą, aby pobrać więcej krwi. Z szczura o masie 120-180 g powinno być możliwe pobranie 5-10 ml krwi.
- Niezwłocznie uśmierć szczura.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Pobieranie krwi z żyły sapyrenous (żyły odprzypałkowej) jest wygodnym sposobem na uzyskanie niewielkich ilości krwi bez konieczności stosowania znieczulenia. W przypadku konieczności wielokrotnego pobierania próbek należy sprawdzić obowiązujące regulacje, aby upewnić się, że nie pobrano zbyt dużej ilości krwi od jednego szczura.
Pobieranie krwi poprzez punkcję serca jest wygodną metodą pozyskania dużych ilości krwi, jednak jest to procedura terminalna. Zwierzę musi zostać poddane eutanazji ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze | |
|---|---|---|---|---|
| Igła 20G 1/2 | Narzędzie | BD Biosciences | 305176 | Do nakłucia żyły szafrenowej |
| Microvette 300 | Narzędzie | Sarstedt Ltd | 20.1308.100 | Do pobierania krwi z żyły szafrenowej |
| Trymer elektryczny | Narzędzie | Braintree Scientific, Inc. | CLP-32130 | |
| Igła 23 G 1 | Narzędzie | BD Biosciences | 305145 | Do punkcji serca |
| Plastikowa strzykawka 5 ml, końcówka typu slip | Narzędzie | Fisher Scientific | 14-826-12 | Do punkcji serca |
Bibliografia
- Van Herck, H., Baumans, V., Brandt, C. J. W. M., Boere, H. A. G., Hesp, A. P. M., Van Lith, H. A., Schurink, M., Beynen, A. C. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35, 131-139 (2001).
- Luzzi, M., Skoumbourdis, E., Baumans, V., Conte, A., Sherwin, C., Kerwin, A., Lang, T., Morton, D., Barley, J., Moreau, E., Weilenmann, R. F., Reinhardt, V. Collecting blood from rodents: a discussion by the laboratory animal refinement and enrichment forum. Animal Technology and Welfare. 4, 99-102 (2005).
- Angelow, O., Schroer, R. A., Heft, S., James, V. C., Noble, J. A comparison of two methods of bleeding rats: the venous plexus of the eye versus the vena sublingualis. Jounal of Applied Toxicology. 4, 258-260 (2006).
- Beeton, C., Wulff, H., Barbaria, J., Clot-Faybesse, O., Pennington, M., Bernard, D., Cahalan, M. D., Chandy, K. G., Beraud, E. Selective blockade of T lymphocyte K+ channels ameliorates experimental autoimmune encephalomyelitis, a model for multiple sclerosis. Proc. Natl. Acad. , 13942-13947 (2001).
- Beeton, C., Pennington, M. W., Wulff, H., Singh, S., Nugent, D., Crossley, G., Khaytin, I., Chen, C. Y., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Targeting effector memory T cells with a selective peptide inhibitor of Kv1.3 channels for therapy of autoimmune diseases. Mol. Pharmacol. , 1369-1381 (2005).
- Beeton, C., Wulff, H., Standifer, N. E., Azam, P., Mullen, K. M., Pennington, M. W., Kolski-Andreaco, A., Wei, E., Grino, A., Counts, D. R., Wang, P. H., LeeHealey, C. J., Andrews, B. S., Sankaranarayanan, A., Homerick, D., Roeck, W. W., Tehranzadeh, J., Stanhope, K. L., Zimin, P., Havel, P. J., Griffey, S., Knaus, H. G., Nepom, G. T., Gutman, G. A., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Kv1.3 channels are a therapeutic target for T cell mediated autoimmune diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 17414-17419 (2006).
- Beeton, C., Barbaria, J., Devaux, J., Benoliel, A. -M., Gola, M., Sabatier, J. -M., Bernard, D., Crest, M., Beraud, E. Selective blocking of voltage-gated K+ channels treats experimental autoimmune encephalomyelitis and inhibits T-cell activation. J. Immunol. , 936-944 (2001).
- Devaux, J., Forni, C., Beeton, C., Barbaria, J., Beraud, E., Gola, M., Crest, M. Myelin basic protein-reactive T cells induce conduction failure in vivo but not in vitro. Neuroreport. , 317-320 (2003).
- Beeton, C., Chandy, K. G. Induction and monitoring of adoptive delayed type hypersensitivity in rats. Journal of Visualized Experiments. 8, (2007).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
