Poniższy protokół opisuje proces izolacji, wentylacji i instrumentacji płuc myszy w celu pomiaru stacjonarnych lub pulsacyjnych zależności między ciśnieniem a przepływem w naczyniach płucnych, aby określić wpływ przepływu krwi, przepływu powietrza, zmian w drogach oddechowych i zmian naczyniowych na obciążenie następcze prawej komory.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Charakterystyka izolowanego, wentylowanego i opomiarowanego płuca mysiego poddanego perfuzji przepływem pulsacyjnym
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Preparat izolowanych, wentylowanych i oprzyrządowanych płuc myszy umożliwia pomiar stałych i pulsacyjnych zależności ciśnienie-przepływ w naczyniach płucnych przy niezależnej kontroli szybkości przepływu w tętnicy płucnej, kształtu fali przepływu, ciśnienia w drogach oddechowych oraz ciśnienia w lewym przedsionku. Opór naczyniowy płuc oblicza się na podstawie wielopunktowych, stałych krzywych ciśnienie-przepływ; impedancję naczyniową płuc oblicza się z pulsacyjnych krzywych ciśnienie-przepływ uzyskanych w zakresie różnych częstotliwości. Jak obecnie uznaje się w praktyce klinicznej, impedancja jest lepszą miarą obciążenia następczego prawej komory niż opór, ponieważ uwzględnia ona wpływ podatności naczyniowej, która nie jest pomijalna, szczególnie w krążeniu płucnym. Trzy istotne wskaźniki impedancji – impedancja przy zerowej częstotliwości Z0, impedancja charakterystyczna ZC oraz wskaźnik odbicia fali RW – dostarczają odpowiednio informacji o dostępnym dla przepływu przekroju poprzecznym tętnic dystalnych, sztywności tętnic proksymalnych oraz niedopasowaniu impedancji w górę i w dół biegu naczynia. Wszystkie wyniki uzyskane w izolowanych, wentylowanych i perfundowanych płucach są niezależne od napięcia układu nerwowego współczulnego, stanu objętościowego oraz efektów znieczulenia. Wykorzystaliśmy tę technikę do ilościowego określenia wpływu zatorów płucnych i przewlekłej hipoksji na opór i impedancję, a także do różnicowania miejsc działania (tj. proksymalnych vs dystalnych) czynników naczynioruchowych i procesów chorobowych przy użyciu zależności ZC od ciśnienia. Co więcej, zastosowanie tych technik w płucach genetycznie zmodyfikowanych szczepów myszy pozwala określić wpływ defektów na poziomie molekularnym na strukturę i funkcję naczyń płucnych.
Protokół
W niniejszym protokole prezentujemy preparat izolowanego, wentylowanego i perfundowanego płuca myszy, który był wcześniej wykorzystywany do ilościowego określenia wpływu zatorowości płucnej oraz przewlekłej hipoksji na pulsacyjne zależności między ciśnieniem a przepływem w naczyniach płucnych (Tuchscherer, Webster, & Chesler, 2006; Tuchscherer et al., 2007). W skrócie: płuca myszy są chirurgicznie izolowane z otaczających tkanek, umieszczane w podgrzewanej komorze (IL-1; Harvard Apparatus, Holliston, MA) i wentylowane (Ventilatory Control Module (VCM)-R z modułem licznika czasowego (TCM); Harvard Apparatus). Naczynia płucne są perfundowane podgrzewaną pożywką do hodowli komórek RPMI 1640 z 3,5% Ficoll za pomocą pompy strzykawkowej (Cole-Parmer, Vernon Hills, IL) w celu generowania stałych fal przepływu lub za pomocą wysokoczęstotliwościowej pompy oscylacyjnej (Bose -Electro Force, Eden Prairie, MN) równolegle z pompą strzykawkową w celu tworzenia pulsacyjnych fal przepływu w naczyniach płucnych. Przetworniki ciśnienia (P75, Harvard Apparatus) mierzą chwilowe ciśnienie w tętnicy płucnej (PAP) oraz ciśnienie w lewym przedsionku (LAP). Chwilowe natężenie przepływu (Q) jest mierzone za pomocą przepływomierza przepływowego (Transonic Systems, Inc., Ithaca, NY). Pulsacyjne zależności między ciśnieniem a przepływem są wywodzone z tych pomiarów, co pozwala na analizę fizjologii i patologii naczyń płucnych oraz obciążenia następczego prawej komory.
1. Sprzęt:
- Układ do izolowanych płuc, w tym respirator mysi
- System akwizycji danych i komputer z programem LabView
- Dwa przetworniki ciśnienia i przepływomierz do przepływu perfuzatu
- Przetwornik ciśnienia i przepływomierz (pneumotachometr) do przepływu w drogach oddechowych
- Pompa oscylacyjna o wysokiej częstotliwości i komputer z programem Win Test
- Mikroskop Boom/zoom, lampa
- Kąpiel wodna z pompą o wysokiej wydajności do systemu IL-1
2. Przygotowanie układu IL-1
- Woda destylowana podgrzana do 37°C w łaźni wodnej jest cyrkulowana do wnętrza systemu IL-1.
- Wszystkie pompy, przetworniki i kaniula IL-1 są połączone za pomocą czystych przewodów, a wszystkie przewody są płukane wodą destylowaną podgrzaną do 37°C. Należy usunąć pęcherzyki powietrza, które mogłyby przedostać się do płuca i spowodować obrzęk. Przewody od pompy przepływu oscylacyjnego do czujnika przepływu oraz od czujnika przepływu do kaniuli tętnicy płucnej są płukane 1% PBS.
- Przetworniki ciśnienia P75 są zerowane poprzez zamknięcie zaworu do kaniuli, otwarcie zaworów do atmosfery, a następnie naciśnięcie przycisku automatycznego zerowania w wzmacniaczu PLUGSYS. Następnie zawór do atmosfery zostaje zamknięty, a zawór do kaniuli otwarty.
- Porowaty element ceramiczny w drodze wentylacyjnej systemu IL-1 jest zwilżany w celu zapewnienia wilgotności.
3. Roztwory
- Przygotować 3,5% objętościowo roztwór Ficoll-RPMI i przefiltrować medium przez filtr sterylny. Filtrowanie medium zapewnia brak dużych cząsteczek, które mogłyby niezamierzenie spowodować zator w płucach. Stosowanie sterylnego medium zmniejsza również prawdopodobieństwo wystąpienia nagłego obrzęku płuc. Napełnić jedną strzykawkę 10 ml medium RPMI do operacji oraz jedną strzykawkę 60 ml medium RPMI dla każdej próby doświadczalnej. Podgrzać perfuzat w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.
- Przygotować 1 ml heparyny w dawce 500 IU/100 g masy ciała myszy (w przybliżeniu). Sól heparyny ma aktywność 158 IU/mg. Dla myszy o masie ~25 g wymieszać 1,25 mg soli heparyny z 1 ml roztworu PBS w małej probówce do mikrocentryfugi.
4. Wentylacja myszy
- Po podaniu dożylnie 150 mg pentobarbitalu w roztworze na kilogram masy ciała myszy, należy upewnić się, że znieczulenie jest głębokie, wykonując mocny ucisk łapy. W przypadku braku reakcji należy przygotować mysz do operacji, przypinając jej przednie łapy do korkowej tablicy w celu stabilizacji. Uwaga: Przez cały czas trwania eksperymentu głębokość znieczulenia jest monitorowana poprzez uważną obserwację zwierzęcia. Piny w łapach oraz częste nacięcia stanowią bodźce szkodliwe, a brak reakcji na nie potwierdza, że zwierzę pozostaje w chirurgicznej fazie znieczulenia.
- Klatkę piersiową należy spryskać 95% alkoholem, aby zwilżyć futro, a następnie za pomocą pęsety prostej chwycić skórę w okolicy szyi. Za pomocą nożyczek prostych należy wykonać nacięcie skóry o długości 1 cm.
- Po odsłonięciu wnętrza szyi należy usunąć całą białą tkankę gruczołową oraz mięśnie powierzchowne, aby odnaleźć przełyk i tchawicę. Należy wyizolować przełyk i tchawicę z tkanek z obu stron oraz od strony grzbietowej.
- Pod tchawicę należy wprowadzić małą pęsetę zakrzywioną i chwycić fragment nici chirurgicznej po drugiej stronie. Przeciągnąć nić pod tchawicą i zawiązać luźny węzeł chirurgiczny. Nie należy zaciskać nici ani dociągać węzła.
- Za pomocą małych nożyczek należy wyciąć w tchawicy mały otwór w kształcie litery „v”; nie wolno przeciąć tchawicy na wylot. Tablicę korkową wraz z myszą należy przenieść do podgrzewanego systemu IL-1. Używając dwóch pęset tępych, należy chwycić kaniulę tchawiczą oraz tchawicę poniżej nacięcia „v”. Następnie kaniulę tchawiczą należy wsunąć do tchawicy przez otwór „v”. Nici wokół tchawicy i kaniuli tchawiczej należy zacisnąć, aby unieruchomić kaniulę wewnątrz tchawicy. Następnie należy zawiązać węzeł.
- Należy rozpocząć wentylację powietrzem pokojowym (50% inspiracji, 90 oddechów/min, z głęboką inspiracją).
5. Perfuzja wentylowanej myszy
5.1. Dostęp do prawej komory w celu wstrzyknięcia heparyny
- Ponownie spryskaj klatkę piersiową myszy alkoholem, aby nawilżyć futro. Usuń całą skórę z klatki piersiowej powyżej żeber, używając pęsety prostej i nożyczek prostych. Przetnij skórę w górę wzdłuż mostka. Unieś skórę po obu stronach, a następnie przetnij ją wzdłuż linii dolnych żeber.
- Chwyć wyrostek mieczowaty na dole mostka pęsetą i wytnij otwór w przeponie za pomocą nożyczek prostych. Chwyć przeponę pęsetą i odetnij ją od żeber.
- Ponownie chwyć wyrostek mieczowaty pęsetą (lewa ręka) i użyj nożyczek łukowatych z tępymi końcami, aby przeciąć mostek i żebra, uważając, by nie uszkodzić płuc, serca ani naczyń krwionośnych (użyj tępych końcówek nożyczek jako prowadnicy). Pojawi się krew, lecz dopóki ostrze nożyczek przylega do mostka, serce i płuca nie zostaną przecięte.
- Chwyć żebra po lewej stronie i odetnij ich tyle, ile jest konieczne, aby odsłonić serce. Powoli wstrzyknij do prawej komory 0.1 ml roztworu heparyny. Krok ten jest istotny w celu zapobiegania powstawaniu skrzepów krwi w płucach, które uszkadzają komórki śródbłonka i upośledzają perfuzję. Heparynę należy wstrzyknąć, gdy serce wciąż bije.
5.2. Kanulacja głównej tętnicy płucnej
- Odciąć pozostałe żebra (lewa i prawa strona), używając tylnego (zaokrąglonego) końca pęsety, aby delikatnie odsunąć płuca od ściany żebrowej. Chwytanie samych płuc uszkodzi delikatną tkankę. Przypadkowy kontakt końcówek nożyczek z tkanką płucną również spowoduje uszkodzenia.
- Ustawić mikroskop nad płucem. Odciąć tkankę gruczołową i tłuszczową znajdującą się na górnej części serca. Użyć pęsety, aby odsunąć ją od tętnic i żył, a następnie przeciąć nożyczkami sprężynowymi, gdy tkanka jest napięta.
- Używając drugiej pęsety z tępymi końcówkami, zagarnąć od prawej do lewej strony od góry serca, pod lewym przedsionkiem/komorą, aby wprowadzić końcówkę pęsety pod aortę i tętnicę płucną (PA). Należy to zrobić ostrożnie – pęseta nie powinna napotykać oporu. Użycie tępej pęsety zmniejsza ryzyko przypadkowego przebicia tętnicy płucnej lub aorty.
- Gdy końcówka pęsety znajdzie się pod aortą i PA, chwycić fragment nici chirurgicznej i przeciągnąć go. Zawiązać luźny węzeł chirurgiczny. Nie zaciągać nici ani nie dociągać węzła.
- Opcjonalnie: użyć nożyczek kątowych, aby usunąć dolną połowę ciała. Przeciąć żebra i kręgosłup; przecięcie aorty i żyły głównej spowoduje znaczny wypływ krwi – należy użyć patyczka higienicznego do zatamowania krwawienia. Umieścić w worku do utylizacji.
- Zapełnić kaniulę PA 4 ml medium RPMI za pomocą strzykawki 10 ml. Ponownie sprawdzić, czy w przewodach nie ma pęcherzyków powietrza. Perfuzja płuca wodą destylowaną lub pęcherzykami powietrza spowoduje obrzęk.
- Wyciąć niewielkie nacięcie w wolnej ścianie prawej komory i wprowadzić kaniulę PA, kierując ją w dół i w prawo. Końcówka kaniuli powinna być widoczna przez przezroczystą ścianę PA. Wprowadzić niewielką ilość RPMI, aby potwierdzić położenie. Zaciągnąć nić wokół kaniuli, aorty i PA, a następnie zawiązać węzeł. Należy pamiętać, że w tym momencie aorta jest również podwiązana, więc właściwa perfuzja nie powinna rozpocząć się do czasu zakaniulowania lewego przedsionka.
5.3. Kanulacja lewego przedsionka
- Nacinamy dolną część lewej komory i wprowadzamy kaniulę do lewego przedsionka (LA), kierując ją ku górze. Może być wymagany lekki nacisk, aby otworzyć zastawkę mitralną w tym kierunku. W przypadku prawidłowego umiejscowienia końcówka kaniuli prześliźnie się i zostanie zabezpieczona bez konieczności stosowania szwów.
5.4. Rozpoczęcie perfuzji
- Ręcznie infunduj RPMI z strzykawki 10 ml z prędkością 0,3 ml na minutę, aż RPMI pojawi się w przewodzie odpływowym (kolor różowawy w przeciwieństwie do bezbarwnego PBS). Jeśli w przewodzie odpływowym nie ma przepływu, zmień położenie kaniuli LA. Jeśli po zmianie położenia nadal nie ma odpływu, sprawdź, czy w tętnicy płucnej nie ma przecieku. Przecieku lub pęknięcia w tętnicy płucnej nie można naprawić; jest to powód do przerwania eksperymentu.
- Podłącz strzykawkę 60 ml do kaniuli PA poprzez system IL-1 i rozpocznij infuzję perfuzatu z prędkością 1 ml/min, sprawdzając szczelność i upewniając się, że płuca stają się białe, co świadczy o zastępowaniu krwi w płucach przez RPMI. Perfunduj z wolnym przepływem przez dwie minuty.
6. Pomiar tętniących i stałych zależności między ciśnieniem a przepływem w płucach
- W przypadku badań przepływu pulsującego, najpierw ustaw przemieszczenia tłoka pompy oscylacyjnej na pożądanych poziomach dla każdej częstotliwości w programie WinTest w oparciu o wcześniejsze eksperymenty. Ze względu na zmienność struktury i mechaniki płuc, przemieszczenia muszą być dostosowane dla każdej myszy. Ustaw przepływ stały na pożądany poziom. Otwórz zawór do pompy oscylacyjnej i rozpocznij rejestrację danych tuż przed uruchomieniem profilu przepływu oscylacyjnego (program WinTest). Otwórz plik danych i wykreśl eksperymentalny przepływ (Q) w programie Excel. Dostosuj przemieszczenia tłoka pompy oscylacyjnej dla każdej częstotliwości (program WinTest) tak, aby wartości Q max i Q min były zgodne z założeniami.
- W przypadku prób przepływu stałego, zamknij zawór do pompy oscylacyjnej. Jeśli ten zawór pozostanie otwarty, pompa oscylacyjna będzie działać jak kondensator, tłumiąc zmiany podczas przechodzenia z jednego natężenia przepływu do drugiego. Zbieraj dane przez co najmniej 10 sekund dla każdego natężenia przepływu lub do momentu, gdy ciśnienie w tętnicy płucnej (PA) nie zmieni się o więcej niż 5%.
- Zarówno podczas pomiarów przepływu pulsującego, jak i stałego, wstrzymaj wentylację przy stałym ciśnieniu przed rozpoczęciem zbierania danych. Wznów wentylację natychmiast po zakończeniu zbierania danych.
- Obserwuj, czy w rurkach dróg oddechowych nie pojawia się pożywka RPMI; jest to dowód na wystąpienie obrzęku i stanowi powód do przerwania eksperymentu. Ponadto nie dopuść do przedostania się pożywki RPMI do czujników ciśnienia lub przepływu w drogach oddechowych, ponieważ uszkodzi to przetworniki.
7. Reprezentatywne wyniki:
Reprezentatywne wyniki stabilne:
W układzie izolowanych płuc eksperymentator ma możliwość niezależnego kontrolowania nie tylko przepływu płucnego Q, ale także ciśnienia w drogach oddechowych Pair oraz ciśnienia w lewym przedsionku LAP. Jest to korzystne, ponieważ Q, Pair i LAP wpływają na naczynia płucne i wynikające z tego ciśnienie w tętnicy płucnej PAP. Inną zaletą jest to, że uzyskane wyniki są niezależne od napięcia układu współczulnego 1, stanu objętościowego oraz znieczulenia 2.
Zmiany PAP indukowane skokowymi zmianami Q przy stałym Ppowietrze a stałe lub zmienne LAP przedstawiono na Rysunku 1. Należy zauważyć, że w preparacie izolowanego płuca kaniula LAP jest zazwyczaj połączona z drenem, który odprowadza perfuzat do pojemnika na odpady. Przy takim układzie drenu LAP jest liniowo zależne od Q ze względu na przepływ Poiseuille'a. Jednakże wysokość wylotu i pojemnika na odpady można regulować ręcznie, aby zapewnić stałe, niezerowe LAP, lub można usunąć dren, aby uzyskać zerowe LAP, niezależne od Q.
Reprezentatywne wyniki pulsacyjne:
Choć za pomocą tego systemu można generować dowolne przebiegi pulsującego przepływu, zazwyczaj generujemy przepływ w formie Q = 3 + 2 sin (2fπt) ml/min przy częstotliwościach f = 1, 2, 5, 10, 15 i 20 Hz, aby ocenić zlinearyzowaną impedancję naczyń płucnych (Rysunek 2: górny panel). Na podstawie uzyskanych pomiarów PAP, LAP i Q, moduł (Z) oraz faza (θ) impedancji naczyniowej płuc są obliczane poprzez uprzedni rozkład jednego pełnego cyklu sinusoidalnego ΔP = PAP-LAP i Q przy każdej narzuconej częstotliwości przepływu sinusoidalnego na szereg harmonicznych sinusoidalnych za pomocą transformaty Fouriera. Stosunek transformaty ciśnienia do transformaty przepływu daje impedancję naczyniową płuc, PVZ = FFT (ΔP)/FFT(Q), która posiada moduł Z i fazę θ. Impedancja wejściowa Z0, impedancja charakterystyczna ZC oraz wskaźnik odbicia fali RW są obliczane z modułu impedancji. W szczególności Z0 jest obliczane z Z dla harmonicznej 0. (f = 0 Hz) uśrednionej dla wszystkich częstotliwości, ZC jest obliczane jako średnia z Z między pierwszym minimum (5 Hz) a 20 Hz, a RW jest obliczane jako (Z0-ZC)/(Z0+ZC) 3.
Rycina 1. Przebiegi przepływu ustalonego (górny rząd) i wynikające z nich ciśnienia (drugi rząd: PAP, Pair, LAP) w funkcji czasu dla różnych kombinacji LAP i Pair. Dolny rząd przedstawia PAP w funkcji Q. W przypadkach (A) i (B) LAP wzrasta i maleje wraz z Q, ponieważ zastosowano dren odpływowy. Dren ten został usunięty w przypadku (C), aby LAP było stałe i niezależne od Q. W przypadkach (D) i (E) wysokość drenu odpływowego była regulowana ręcznie, tak aby LAP było wyższe, lecz niezależne od Q. Ciśnienie Pair odpowiadało ciśnieniu w końcu wdechu (A, C, D) lub w końcu wydechu (B, E).
Rysunek 2. Pulsacyjny kształt fali przepływu Q (panel górny) i wynikające z niego ciśnienia (panel dolny: PAP, LAP oraz Pair) w funkcji czasu. Na podstawie tych pulsacyjnych zależności ciśnienie-przepływ w płucach można obliczyć PVZ, który odzwierciedla całkowite obciążenie następcze prawej komory.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Kluczowe etapy operacji
Kluczowe jest zachowanie szczególnej ostrożności podczas odcinania klatki piersiowej od płuc. Płuca muszą być w pełni odsłonięte i nieograniczone przez otaczające tkanki podczas nadmuchiwania, ale nie mogą zostać uszkodzone w procesie izolacji. Aby oddalić płuca od ściany klatki piersiowej i zapewnić nożycom wolną drogę cięcia, można wykorzystać płaski przedmiot, np. tylną część pęsety. Kolejnym krytycznym krokiem jest założenie szwu wokół tętnicy płucnej i aorty. Użycie ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Badanie to zostało sfinansowane z grantu National Institutes of Health R01HL086939 (NCC).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| strzykawka 1 ml | Fisher Scientific | 14-829-10F | |
| strzykawka 10 ml | Fisher Scientific | 14-823-2A | |
| strzykawka 60 ml | Fisher Scientific | 13-689-8 | |
| RPMI z GLN 6/PK | Fisher Scientific | MT10040CV | |
| filtry nakręcane na butelkę | Fisher Scientific | 09-761-57 | |
| Ficoll PM 70 | Sigma-Aldrich | F2878-100g | |
| Heparyna | Sigma-Aldrich | ||
| Y27632 | Sigma-Aldrich | Y0503 | |
| kątowe nożyczki tęczówkowe typu Ball Iris | Fine Science Tools | 14109-09 | |
| nożyczki sprężynowe Vannasa – ostrza 4 mm | Fine Science Tools | 15018-10 | |
| precyzyjne nożyczki tęczówkowe – proste | Fine Science Tools | 14106-09 | |
| pinceta Dumont #5/45 | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| pinceta Dumont do biologii medycznej | Fine Science Tools | 11254-20 | |
| Lauda E100 ECO-line 003 | VWR international | Comparable to Lauda-Brinkmann E-103, 62400-922 | |
| system izolowanej perfuzji płuc myszy IL-1 | Harvard Apparatus | 739904 | |
| przetwornik ciśnienia krwi P75 do modułu PLUGSYS | Harvard Apparatus | 730020 | |
| moduły przepływowe TS410 | Transonic | TS410 | |
| precyzyjne czujniki przepływu wewnątrzprzewodowego ME 4 PXN Precision PXN | Transonic | ME 4 PXN | |
| wielostrzykawkowe pompy Cole-Parmer | Cole-Parmer | EW-74900-20 | |
| Nembutal 50 mg/ml, fiolka 20 ml | Amatheon |
Bibliografia
- Pace, J. Sympathetic control of pulmonary vascular impedance in anesthetized dogs. Circ Res. 29, 555-568 (1971).
- Ewalenko, P., Stefanidis, C., Holoye, A., Brimioulle, S., Naeije, R. Pulmonary vascular impedance vs. resistance in hypoxic and hyperoxic dogs: effects of propofol and isoflurane. J Appl Physiol. 74, 2188-2193 (1993).
- Nichols, W. W., O'Rourke, M. F., Hartley, C., McDonald, D. A. McDonald's blood flow in arteries : theoretical, experimental, and clinical principles. , 5th edn, Arnold. (2005).
- Tuchscherer, H. A., Webster, E. B., Chesler, N. C. Pulmonary Vascular Resistance and Impedance in Isolated Mouse Lungs: Effects of Pulmonary Emboli. Annals of Biomedical Engineering. 34, 660-668 (2006).
- Tuchscherer, H. A., Vanderpool, R. R., Chesler, N. C. Pulmonary vascular remodeling in isolated mouse lungs: Effects on pulsatile pressure-flow relationships. Journal of Biomechanics. 40, 993-1001 (2007).
- Vanderpool, R., Naeije, R., Chesler, N. Impedance in Isolated Mouse Lungs for the Determination of Site of Action of Vasoactive Agents and Disease. Ann Biomed Eng. , (2010).
- Vanderpool, R., Kim, A., Molthen, R., Chesler, N. Effects of acute rho kinase inhibition on chronic hypoxia-induced changes in proximal and distal pulmonary arterial structure and function. Journal of Applied Physiology. , (2010).
- El-Bizri, N. Smooth muscle protein 22alpha-mediated patchy deletion of Bmpr1a impairs cardiac contractility but protects against pulmonary vascular remodeling. Circ Res. 102, 380-388 (2008).
- Champion, H., Michelakis, E., Hassoun, P. Comprehensive invasive and noninvasive approach to the right ventricle-pulmonary circulation unit: state of the art and clinical and research implications. Circulation. 120, 992-1007 (2009).
- Gan, C. Noninvasively assessed pulmonary artery stiffness predicts mortality in pulmonary arterial hypertension. Chest. 132, 1906-1912 (2007).
- Mahapatra, S., Nishimura, R., Sorajja, P., Cha, S., McGoon, M. Relationship of pulmonary arterial capacitance and mortality in idiopathic pulmonary arterial hypertension. J Am Coll Cardiol. 47, 799-803 (2006).
- Bogaard, H. Chronic pulmonary artery pressure elevation is insufficient to explain right heart failure. Circulation. 120, 1951-1960 (2009).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
