Implantacja elektrod do kory myszy w celu zapisów elektrokortykograficznych

Streszczenie

Źródło: Dufort-Gervais, et al. Elektrokortykograficzne zapisy obszarów kory mózgowej manipulowane za pomocą wirusa związanego z adenowirusem atakującym kofilinę u myszy. J. Vis. Exp. (2021)

Ten film demonstruje protokół wszczepiania elektrod elektrokortykograficznych do kory mózgowej myszy w celu rejestrowania sygnałów elektrycznych w odpowiedzi na wirusy związane z adenowirusami, które atakują i manipulują ekspresją kofiliny.

Protokół

1. Implantacja elektrody ECoG/EMG

1. Używając prostych kleszczyków Kelly'ego, powoli przykręć jedną elektrodę ECoG (z prostym złotym drutem) w osi pionowej w otworze, w którym wstrzyknięto AAV. Pozostaw co najmniej 2.5 mm na zewnątrz czaszki, aby zminimalizować uszkodzenie opony twardej i kory mózgowej (tj. na przybliżoną głębokość 1.1 mm od powierzchni czaszki; Rysunek 1D).
2. Zaznacz długopisem położenie tylnej elektrody ECoG i elektrody odniesienia na czaszce w następujących współrzędnych: elektroda tylna (kora wzrokowa) 1,5 mm bocznie w prawo do linii środkowej i 1,5 mm przed lambdą, elektroda referencyjna (kora somatosensoryczna) 2,6 mm bocznie w prawo do linii środkowej i 0,7 mm tylna do bregma. Zaznacz również położenie trzech konserwacyjnych (działających jako kotwice między czaszką a cementem dentystycznym w celu zestalenia montażu głowy) na lewej półkuli bez określonych współrzędnych, ale jak najdalej od siebie i od elektrod ECoG.
3. Ostrożnie przebij czaszkę w zaznaczonym miejscu pozostałych elektrod i kotwiących wiertłem 0,7 mm. Przebić w kierunku prostopadłym do powierzchni czaszki dla każdej (tj. oś pionowa dla elektrody tylnej, ale pod kątem od osi pionowej dla innych miejsc). Umyj przekłutą czaszkę 10% roztworem jodu powidonu i zatkaj otwory małymi, zwiniętymi kawałkami delikatnych wycieraczek przed zainstalowaniem, aby zapobiec krwawieniu i zanieczyszczeniu.
4. Za pomocą prostych kleszczyków Kelly'ego przykręć konserwacyjne w lewej półkuli, a następnie przykręć dwie ostatnie elektrody w prawej półkuli. Upewnij się, że wkręcasz pod tym samym kątem, pod jakim zostały przebite otwory i pozostawiasz co najmniej 2.5 mm każdej poza czaszką (Rysunek 1D).
   nuta: Aby zmaksymalizować solidność końcowego montażu i jakość sygnałów elektrofizjologicznych, należy uważać, aby nie dotknąć żadnych podczas montażu następnego.
5. Umieść kilka małych kropel cementu dentystycznego na środku pierścieniowatej przestrzeni wewnątrz.
6. Zakryj oczy myszy i przyłóż światło na 3-5 minut, aby pomóc w zestaleniu cementu. Gdy elektrody EMG mocno się trzymają, przykryj podstawę elektrod ECoG i podstawę kotwiących cementem dentystycznym, aby utworzyć kontur w kształcie korony. Zakryj oczy myszy i przyłóż światło na 3-5 minut, aby pomóc w zastygnięciu cementu.
   nuta: Nie nakładaj cementu na kończyny elektrod ECoG i EMG (złoty drut, który zostanie przylutowany do złącza) ani na skórę.
7. Wypełnij środek montażu wcześniej zmieszanym cementem akrylowym. Podczas krzepnięcia cementu zdejmij cztery zaciski chirurgiczne przytrzymujące skórę (i natychmiast umyj je delikatnymi wycieraczkami zadaniowymi).
   nuta: Nie nakładaj cementu na kończyny elektrod ECoG i EMG (złoty drut, który zostanie przylutowany do złącza) ani na skórę.
8. Zszyj skórę z tyłu i z przodu montażu tak, aby czaszka nie była odsłonięta (ale unikaj zbyt dużego rozciągania skóry) za pomocą igły do szycia (13 mm 3/8 c) i syntetycznej wchłanialnej żyłki.
9. Przytrzymaj złącze nad montażem za pomocą zakrzywionych kleszczyków i ostrożnie wyrównaj złoty drut elektrod ze stykami złącza. końcówki elektrody do styków złącza za pomocą lutownicy.
   nuta: Postępuj szybko, aby uniknąć przegrzania i uszkodzenia tkanki korowej. Upewnij się, że każda elektroda dobrze styka się z odpowiednim stykiem złącza i że elektrody nie są ze sobą połączone.
10. Wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej. Pustą przestrzeń między złączem a głowicą zakryć wcześniej zmieszanym cementem akrylowym, zakrywając wszystkie połączenia między elektrodami a stykami złącza.
    UWAGA: Unikaj infiltracji cementu wewnątrz złącza, trzymając mysz ze złączem nad głową (głowa prosta, nie pochylona).
11. Zważ mysz i umieść ją w czystej klatce (najlepiej wyposażonej w pokrywę bez siateczki) na poduszce grzewczej (indywidualna obudowa, aby uniknąć uszkodzenia montażu głowicy). Należy regularnie monitorować zwierzę i podawać 0,1 mg/kg buprenorfiny podskórnie po przebudzeniu i 12 godzin później, jeśli zwierzę wykazuje oznaki bólu (np. nieprawidłowa postawa, zmrużone oczy).
    nuta: Przyrost masy ciała w stosunku do masy ciała sprzed operacji nie powinien przekraczać 1,5 g.

2. Nagrania

1. Myszy domowe pojedynczo, aby uniknąć uszkodzenia montażu głowicy w wyniku wzajemnej pielęgnacji oraz uszkodzenia i splątania do nagrywania.
   nuta: W przypadku tego protokołu myszy umieszczono w pomieszczeniach z dostępem ad libitum do pożywienia, wody i drewnianej kostki, a następnie prowadzono codzienne monitorowanie.
2. Podłącz myszy do nagrywających 2 tygodnie po zabiegu, aby dostosować je do warunków okablowania.
3. Nagrywaj sygnały ECoG przez 24 godziny (lub dłużej/krócej w zależności od pytań badawczych).

Wyniki

Rysunek 1: Przygotowanie elementów montażu ECoG/EMG i reprezentatywny przykład umieszczenia elektrod ECoG. (A) Elektroda ECoG: złoty drut o długości 4 mm i średnicy 0,2 mm (nieizolowany) jest wtopiony w pokrytej złotem (średnica łba 1,9 mm, średnica gwintu 1,14 mm, długość całkowita 3,6 mm) za pomocą lutu bezołowiowego. (B) Elektrody EMG: dwa złote druty (1,5 i 2 cm...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Igła 21 G	Terumo (Ziemia)	NN-2125R
Złącze 6-kanałowe	Elf Distrelec	Tel. 300-93-672	Potencjalny zamiennik dla wycofanego złącza powyżej
Myszy C57BL6/J	Laboratorium Jacksona	000664 | Zobacz materiał B6	Zwierzęta hodowane na miejscu
Pluroniczny F-68			Niejonowy środek powierzchniowo czynny
Złoty drut o średnicy 0,2 mm	Delta naukowa	920-862-41	Nieizolowane
Strzykawka Hamilton (10 μL)	Fisher Naukowy	14815279
Pompa strzykawkowa infuzyjna CMA 402	Aparatura Harvarda	CMA8003110
Kaniula iniekcyjna 28 G	Tworzywa sztuczne jeden	C313L-SPCL
Izofluran	Baxter	CA2L9100
Ketamina (10 mg/ml)	SANDOZ	4550
Lut bezołowiowy	cel	Zobacz materiał SN100C
Smarująca maść okulistyczna	ALERGAN	210889
Cewnik PE 50 cienkościenny	Tworzywa sztuczne jeden	Zobacz materiał C232CT
Wkręty samogwintujące z walcowym płaskim	Morris	FF00CE125	Elektroda ECoG pokryta złotem; Wymiar : 1,9 mm średnica główki, 1,14 mm średnica główna, długość 3,6 mm
lutownica	Weller	WES51
Strzykawka 1 ml	Bd	309659
Trymer	Aparatura Harvarda	Nr kat. 72-9063
Ksylazyna (20 mg/ml)	Bayer	2169592
Buprenorfina (0,3 mg/ml)	CEVA (Międzynarodowa Federacja	Numer katalogowy: 57133-02
Zakrzywione kleszcze	Precyzyjne narzędzia naukowe	11001-12
Delikatne wycieraczki zadaniowe	Kimtech	Numer katalogowy: 34120
Dentystyczny cement akrylowy	Yates Motloid	Numer katalogowy: 44115
Kleszcze Kelly'ego	Precyzyjne narzędzia naukowe	Numer katalogowy 13002-10
Płynny akryl	Yates Motloid	Numer katalogowy: 44119
Monocryl plus igła do szwów 13 mm 3/8c obr cięcie	Etyka	MCP494
Jod prowidonu 10%	Jednorazówki Triady	Numer katalogowy: 10-8208
RelyX Unicem 2, Klej do żywicy cementowej A2	3 mln	Numer katalogowy: 56849