Method Article

Generowanie mysiego modelu urazowego uszkodzenia mózgu za pomocą sondy impaktorowej

July 8th, 2025

In This Article

Abstract

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Źródło: Furmanski, O., et al. Kontrolowany model wpływu kory mózgowej myszy z terapeutycznym przeszczepem ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek nerwowych pochodzących z komórek macierzystych. J. Vis. Exp. (2019).

Ten film demonstruje procedurę wywoływania urazowego uszkodzenia mózgu u myszy w otwartej czaszce poprzez wykonanie nacięcia w linii środkowej czaszki, przewiercenie czaszki i usunięcie płata kostnego w celu odsłonięcia kory mózgowej oraz zastosowanie wysokiego ciśnienia w celu wywołania urazu. Rana jest następnie zszywana w celu przygotowania modelu myszy do kolejnych eksperymentów.

Protocol

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dotyczące modeli zwierzęcych zostały sprawdzone przez lokalny instytucjonalny komitet opieki nad zwierzętami oraz weterynaryjną komisję rewizyjną JoVE.

1. Kraniektomia i kontrolowane oddziaływanie na korę mózgową

  1. Przygotowanie urządzenia do kontrolowanego uderzenia kory mózgowej i materiałów chirurgicznych.
    1. Załadować strzykawkę o pojemności 1 ml z końcówką ślizgową z 0,5 ml sterylnego soli fizjologicznej do irygacji ran. Podłączyć igłę 25 G do strzykawki, aby kontrolować irygację.
    2. Przygotować rozcieńczony roztwór cyklosporyny A (CsA) w dimetylosulfotlenku (DMSO) do końcowego stężenia 1 mg/ml. Załadować drugą strzykawkę o pojemności 1 ml z końcówką ślizgową z 0,5 ml roztworu CsA do immunosupresji. Do strzykawki CsA przymocować igłę o długości 25 G lub większą.
    3. Przymocuj kontrolowany korowy tłok uderzeniowy do ramienia na ramie stereotaktycznej i ustaw go pod kątem 15 °. Przymocować sondę udarową 3 mm do tłoka.
    4. Ustaw prędkość uderzenia na 1,5 m/s, a czas trwania uderzenia na 0,1 s, aby spowodować łagodne uszkodzenie kory mózgowej.
  2. Wykonaj jednostronną kraniektomię
    1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia podłączonej do parownika izofluranu ze źródłem sprężonego tlenu. Wywołaj znieczulenie ~3% izofluranem o stężeniu tlenu ~0,7 l/min. Sprawdź głębokość znieczulenia przez brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi.
    2. Ogol skórę głowy za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia i zetrzyj luźne futro.
    3. Umieść mysz w stereotaktycznej ramce z dołączonym stożkiem do znieczulenia.
      1. Umieść podkładkę rozgrzewającą o temperaturze 37 °C na ramce stereotaktycznej pod myszą, aby utrzymać temperaturę ciała w znieczuleniu. Przymocuj głowę na miejscu za pomocą nauszników i pręta do gryzienia i ustaw głowę tak, aby kość czołowa czaszki była pozioma. Utrzymuj znieczulenie na poziomie ~1,5%-2% izofluranu przez cały czas trwania zabiegu.
    4. Aby przeprowadzić opiekę przedoperacyjną i aseptyczne przygotowanie chirurgiczne, nałóż antybiotykową maść okulistyczną na oczy za pomocą sterylnego wacika. Nałóż roztwór na bazie jodu na ogoloną skórę głowy. Usuń to za pomocą 70% etanolu. Przykryj zwierzę zasłoną chirurgiczną z fenestracją tak, aby czubek głowy był widoczny, ale oczy były zakryte.
    5. Wykonaj nacięcie w linii środkowej (1,5-2 cm) na skórze głowy za pomocą skalpela lub nożyczek. Użyj sterylnych bawełnianych wacików, aby oczyścić ranę i oczyścić powięź na lewo od linii środkowej w bregma.
    6. Użyj sondy impaktorowej, aby zidentyfikować miejsce kraniektomii.
      1. Ustaw stereotaktyczny punkt odniesienia (X = 0, Y = 0) na bregma. Ustaw sondę na boki do 2 mm na lewo od linii środkowej. Obrysuj okrąg o średnicy 5 mm wokół sondy za pomocą markera chirurgicznie bezpiecznego z cienką końcówką. Podnieś i obróć impaktor z pozycji.
    7. Użyj narzędzia ręcznego z zestawem mikrosilnika obrotowego o dużej prędkości, aby wykonać otwarty otwór w czaszce za pomocą wiertła do zadziorów o średnicy 0,6 mm lub 0,8 mm z okrągłą końcówką przy maksymalnej prędkości ~70%-80%. Lekko dociśnij czaszkę, wiercąc wzdłuż obrysu 5 mm, aby rozrzedzić tę granicę.
      1. Nie wywieraj nadmiernego nacisku podczas wiercenia. Wibracje, kompresja lub przypadkowa penetracja mogą spowodować uszkodzenie kory mózgowej. Zamiast tego pozwól, aby prędkość wiertła wykonała pracę.
      2. Nie wiercić w żadnym miejscu zbyt długo, aby uniknąć nadmiernego nagrzewania się czaszki w wyniku tarcia. Od czasu do czasu należy przepłukać kraniektomię sterylną solą fizjologiczną, aby usunąć zanieczyszczenia i zmniejszyć nagrzewanie się narzędzia obrotowego.
      3. Zachowaj szczególną ostrożność podczas wiercenia nad linią szwu koronalnego, ponieważ punkty te są podatne na krwotok.
    8. Użyj cienkiej pęsety, aby usunąć płat czaszki, gdy kontur kraniektomii jest wystarczająco cienki. Chwyć klapkę przyśrodkowo i delikatnie podnieś i pociągnij na boki ruchem promieniowym.
      1. Nie uszkadzaj opony twardej podczas podnoszenia klapki; może to spowodować poważne obrażenia i krwotok.
  3. Wykonaj łagodne, kontrolowane uderzenie w korę mózgową
    1. Wyczyść sondę impaktora sterylnym wacikiem nasączonym alkoholem. Przesuń sondę impaktora z powrotem na miejsce nad odsłoniętą korą. Opuść sondę, aż dotknie powierzchni opony twardej. Oznacz tę pozycję jako Z = 0.
    2. Wycofaj tłok i przesuń do Z = -1,0 mm. Rozładuj tłok, aby uderzyć w korę.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Strzykawki 1 mlBecton Dickinson (BD)309659
Igły do strzykawek 25G Precision GlideBecton Dickinson (BD)305122
waporyzator znieczulającyVetland (Kraina WeterynaryjnaNumer katalogowy: 0521-11-22
Ściereczka do pracy ze zwierzętamiZakup w domu towarowym
Betadine (Betadyna)Produkty PurdueNDC-67618-151-32
sprężony tlenProdukt z wyboru; różni się w zależności od regionu
cyklosporyna ASigma-Aldrich30024-100mg tabletki powlekane
sulfotlenek dimetylu (DMSO)Sigma-AldrichD8418-500ml
DMEM (DMEM)Invitrogen (ThermoFisher)A14430-01
delikatna pęsetaNarzędzia naukoweNumer katalogowy: 11254-20
KleszczeNarzędzia naukoweNumer katalogowy 91106-12
Zestaw mikrosilnika obrotowego o dużej prędkościForedom Electric Co.K.1070 - K.107018
Idealny zestaw frezów do mikro wiertła 5 sztukPunkt komórkowy naukowy60-1000
Impact One Stereotaktyczny impaktor dla CCILeica Biosystems39463920
maść okulistycznaFalcon PharmaceuticalsNDC-61314-631-36
mała rama stereotaktyczna dla gryzoniStoelting (Stoelting)Numer katalogowy: 51925
małe nożyczkiNarzędzia naukoweNumer katalogowy: 14060-09
Sterylne waciki nasączone alkoholemMarka rybackaNumer katalogowy: 06-669-62
sterylne waciki bawełniane/końcówki Q KendallTyco Opieka zdrowotnaNumer katalogowy: 540500
Sterylna sól fizjologicznaHospiraNDC-0409-1966-07
szwy - jedwab 5.0 z zakrzywioną igłąoazaPrzekaźnik MV-682
) szt.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Traumatic Brain Injury Mouse ModelControlled Cortical ImpactImpactor Probe TechniqueCraniectomy ProcedureBrain Cortex ExposureStereotaxic Frame UseHigh Pressure ImpactScalp Suturing MethodMouse Anesthesia ProtocolBone Flap Removal

Related Articles