Procedury badania właściwości kurczliwych mięśni szkieletowych szczura in situ

Podsumowanie

Niniejszy film prezentuje chirurgiczne przygotowanie i procedury niezbędne do badania odpowiedzi skurczowej preparatu przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego szczura in situ. Preparat ten umożliwia pomiar właściwości skurczowych mięśnia szkieletowego w warunkach fizjologicznych. Zwierzę zostaje poddane znieczuleniu, a mięsień zostaje oddzielony od otaczających go tkanek na jego końcu dystalnym. Ścięgno Achillesa zostaje przymocowane do przetwornika siły, co pozwala na pomiar odpowiedzi skurczowej mięśnia w temperaturze 37 °C przy zachowaniu prawidłowego krążenia.

Streszczenie

Istnieje wiele sytuacji, w których pożądane jest uzyskanie odpowiedzi skurczowej mięśnia szkieletowego w warunkach fizjologicznych: przy prawidłowym krążeniu, w nienaruszonym całym mięśniu i w temperaturze ciała. Obejmuje to badanie odpowiedzi skurczowych, takich jak potencjacja potetaniczna, zjawisko schodkowe oraz zmęczenie. Ponadto interesujące mogą być skutki chorób, nieużywania, urazów, treningu oraz leczenia farmakologicznego. Niniejszy film prezentuje odpowiednie procedury przygotowania i wykorzystania tej cennej preparacji mięśniowej.

Aby przygotować ten układ, zwierzę musi zostać znieczulone, a przyśrodkowy mięsień brzuchaty łydki chirurgicznie wyizolowany, przy zachowaniu nienaruszonego przyczepu początkowego. Należy zadbać o utrzymanie ukrwienia i unerwienia. Długi odcinek nerwu kulszowego należy oczyścić z tkanki łącznej i przeciąć proksymalnie. Wszystkie odgałęzienia dystalnego kikuta, które nie unerwiają przyśrodkowego mięśnia brzuchatego łydki, zostają przecięte. Dystalny kikut nerwu wprowadza się do mankietu wyłożonego stymulującymi drucikami ze stali nierdzewnej. Przecina się kość piętową, pozostawiając niewielki fragment kości przytwierdzony do ścięgna Achillesa. Można wprowadzić kryształy sonometryczne i/lub elektrody do elektromiografii. Unieruchomienie za pomocą metalowych sond w kości udowej i piszczelowej zapobiega przemieszczaniu się przyczepu początkowego mięśnia. Ścięgno Achillesa mocuje się do przetwornika siły, a rozciętą skórę odciąga się po bokach, tworząc zbiornik, który wypełnia się ogrzanym olejem parafinowym. Olej równomiernie rozprowadza ciepło i minimalizuje utratę ciepła wskutek parowania. Lampę grzewczą kieruje się na mięsień, a mięśniowi i szczurowi pozwala się rozgrzać do 37°C. Podczas ogrzewania można określić maksymalne napięcie oraz optymalną długość. Są to istotne warunki początkowe dla każdego eksperymentu na nienaruszonym całym mięśniu. Eksperyment może obejmować wyznaczenie standardowych właściwości kurczliwych, takich jak zależność siły od częstotliwości, zależność siły od długości oraz zależność siły od prędkości.

Przy zachowaniu staranności w izolacji chirurgicznej, unieruchomieniu przyczepu początkowego mięśnia i wyrównaniu jednostki mięśniowo-ścięgnistej z przetwornikiem siły, a także przy właściwej analizie danych, można uzyskać wysokiej jakości pomiary przy użyciu tej preparacji mięśnia.

Protokół

1. Wstęp

1. Laboratorium MacIntosha od kilku lat wykorzystuje preparat przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego łydki, a wcześniej, opracowany wspólnie z dr. Philem Gardinerem, preparat całego mięśnia brzuchatego łydki.¹

2. Znieczulenie

1. W naszym laboratorium do badania właściwości kurczliwych in situ zazwyczaj wykorzystuje się dorosłe szczury linii Sprague-Dawley (200-300 g). Szczura można unieruchomić w dostępnym komercyjnie urządzeniu z pleksiglasu lub poprzez przykrycie ręcznikiem i przytrzymanie.
2. Stosujemy ketaminę/ksylazynę (po 100 mg·ml^-1) zmieszane w proporcji 85:15, podając domięśniowo 0,1 ml na 100 g masy ciała szczura ^2,3. Można również stosować pentobarbital sodu (50-60 mg·kg^-1, domięśniowo) lub izofluran (2-3,5%, wziewnie)⁴.
3. Podczas gdy środek znieczulający zaczyna działać, można precyzyjnie zważyć zwierzę i ogolić lewą kończynę tylną. Jest to również odpowiedni moment na upewnienie się, że cała elektronika jest włączona i gotowa do pracy. Dotyczy to komputerów, wzmacniacza tensometrycznego, grzejnika olejowego i innych urządzeń.
4. Należy okresowo sprawdzać powrót odruchów i w razie potrzeby uzupełniać znieczulenie (od 0,05 do 0,1 ml na 100 g).

3. Rozpoczęcie zabiegu chirurgicznego

1. Używamy platformy z pleksiglasu, na której unieruchamiamy szczura do zabiegu chirurgicznego. Wystarczy zwykła taśma klejąca. Należy upewnić się, że zwierzę jest wyciągnięte od lewej kończyny tylnej do prawej kończyny przedniej. Do oczu należy dodać kroplę lubrykantu. Stosujemy olej parafinowy. W przeciwnym razie oczy wyschną podczas anestezji ketaminą.
2. Przydatna jest mała lampa chirurgiczna. Ta emituje wystarczającą ilość ciepła, aby pomóc utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia. Alternatywnie można zastosować podgrzewaną podkładkę wodną. Przed przystąpieniem do pracy należy sprawdzić, czy odruchy rogówkowe lub odruchy na uciśnięcie palców są nieobecne. Technika sterylna nie jest konieczna, ponieważ jest to procedura ostra. Zwierzę nie wybudzi się z anestezji. Po zakończeniu wszystkich procedur uśmiercamy szczura poprzez przedawkowanie środka anestetycznego (0,2 ml, wewnątrzsercowo).
3. Pierwsze cięcie wykonuje się przez skórę od pięty do kolumny kręgosłupa. Używamy nożyczek, ponieważ pozwala to kontrolować głębokość cięcia, a nożyczki służą do oddzielenia skóry od tkanek pod nią. Szczury mają doskonałą hemostazę, więc o ile unika się dużych naczyń krwionośnych, krwawienie będzie ograniczone. W miarę możliwości należy utrzymywać odsłonięte powierzchnie przykryte gazą nasączoną solą fizjologiczną.
4. Po oddzieleniu skóry od podległej tkanki łącznej przecina się powierzchowną warstwę mięśniową. Należy uważać, aby nie przeciąć zbyt głęboko; nie można uszkodzić nerwu kulszowego, naczyń krwionośnych ani badanego mięśnia. Nacięcie rozpoczyna się nad mięśniem brzuchatym łydki i prowadzi proksymalnie, wzdłuż linii cięcia skóry. Należy zajrzeć pod spód, aby zlokalizować i ominąć nerw kulszowy. Po zlokalizowaniu nerwu można prowadzić cięcie wzdłuż jego przebiegu, zachowując jednak bezpieczny odstęp powyżej nerwu. Pomiędzy mięśniami znajduje się wyraźna szczelina. Należy ją zlokalizować i przecinać wzdłuż tej szczeliny w kierunku kolana. Należy monitorować i omijać naczynia krwionośne.

4. Przygotowanie otworu pilotażowego w kości udowej pod pin kostny

1. Przetnij cienką warstwę mięśni nad tylną częścią kości udowej, odsłaniając kość. Używając ręcznego narzędzia rotacyjnego, wiertarki lub wkrętaka precyzyjnego (wiertło z węglika węgla 0,9 mm), wykonaj mały otwór prowadzący przez korę kostną, wchodząc lekko w szpik. Nie wierć zbyt głęboko, aby uniknąć nadmiernego krwawienia. Otwór ten zostanie wykorzystany później do umieszczenia pinu kostnego w celu unieruchomienia kości udowej na podstawie miografu.

5. Izolacja unerwienia przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego łydki

1. Kolejny krok wymaga użycia mikroskopu stereoskopowego. Zlokalizuj miejsce, w którym nerw podkolanowy znika za przyśrodkową brzuścem mięśnia brzuchatego łydki. Delikatnie rozsuń poszczególne odgałęzienia i przetnij wszystkie te, które nie unerwiają przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego łydki. Unerwienie można określić za pomocą mikrostymulacji. Na tym etapie upewnij się również, że powierzchowne odgałęzienia nerwu kulszowego zostały przecięte.
2. Teraz oczyść nerw kulszowy z tkanki łącznej, aby można było go później wsunąć do mankietu nerwowego. Należy obchodzić się z nerwem bardzo delikatnie. Jakiekolwiek rozciągnięcie nerwu może doprowadzić do utraty jego pobudliwości i przedwczesnego zakończenia eksperymentu.

6. Izolacja ścięgna Achillesa i mięśnia brzuchatego łydki

1. Do oddzielenia mięśnia brzuchatego łydki od innych tkanek można zastosować tępe rozczepianie, sporadycznie wspomagając się nożyczkami. Ścięgno mięśnia płatastego można wyciągnąć spod ścięgna Achillesa, podwiązać i przeciąć. Podwiązanie służy jedynie do przytrzymania ścięgna i może zostać usunięte natychmiast po przecięciu ścięgna i oddzieleniu mięśnia płatastego od mięśnia brzuchatego łydki na znacznym odcinku. Wokół ścięgna Achillesa należy umieścić ligaturę jedwabną nr 1 i zawiązać węzeł kwadratowy. Nie należy go zbyt mocno zaciskać, aby nie uszkodzić ścięgna. Używamy kleszczykostronków do przecięcia kości piętowej, pozostawiając niewielki fragment kości przytwierdzony do ścięgna Achillesa. Płaszczyzny cięcia powinny pozostać poziomo, aby upewnić się, że przecięta została kość, a nie tylko ścięgno. Zapewnia to możliwość późniejszego przymocowania ścięgna Achillesa do miografu.
2. Wzdłuż dolnej strony mięśnia brzuchatego łydki widoczny jest mięsień płatowy. Ponownie można zastosować tępe rozczepianie, aby oddzielić mięsień płatowy od mięśnia brzuchatego łydki. Celem jest izolacja przyśrodkowej głowy mięśnia brzuchatego łydki, tak aby był to jedyny mięsień pozostający przytwierdzeniem do ścięgna Achillesa. Przeciąć ścięgno mięśnia płatowego blisko jego końca dystalnego. Następnie można oddzielić przyśrodkową i boczną głowę mięśnia brzuchatego łydki i przeciąć ścięgno boczne, pozostawiając jedynie przyśrodkową głowę mięśnia brzuchatego łydki przytwierdzoną do ścięgna Achillesa. Odsunąć boczną głowę mięśnia brzuchatego od przyśrodkowej na odcinku około 50% jej długości. Po przekroczeniu tej długości włókna przecinają się, a dalsze odciąganie spowoduje uszkodzenia. Należy sprawdzić, czy mięsień jest wolny od tkanki łącznej.

7. Odcięcie kości piszczelowej

1. Załóż ligaturę wokół trzonu, tuż nad jego połową. Powinna być zaciśnięta mocno, ale bez przecinania tkanki. Drugi obrót przed zawiązaniem zapobiega ześlizgnięciu się więzadła. Do zabezpieczenia ponownie użyj węzła płaskiego.
2. Używając małej piły, odetnij dolną część nogi. Cięcie powinno przebiegać mniej więcej w połowie długości kości piszczelowej.
3. Wprowadź ostrą sondę do szpiku kości piszczelowej. Sonda ta posłuży do unieruchomienia kości piszczelowej na podstawie miografu.
4. Przymocuj 2 gumki do skóry, używając klamer Michela. One oraz dodatkowe gumki posłużą do podtrzymania skóry wokół mięśnia, tworząc zbiornik, który zostanie wypełniony ogrzanym olejem parafinowym.

[OPCJONALNIE]

8. Wstawienie kryształów sonometrycznych (krok opcjonalny)⁵

1. Umieść zwierzę na podkładce grzewczej ustawionej na niską temperaturę. Jeśli sonda rektalna nie została jeszcze wprowadzona, można to zrobić w tym momencie. Użyj małej kropli oleju parafinowego do nawilżenia.
2. Za pomocą mikrostymulacji zidentyfikuj końce pęczka w obrębie mięśnia. Wbij igłę o rozmiarze 21 G w miejsca przyczepu początkowego i końcowego mięśnia.
3. Wsuń kryształ sonometryczny w otwór wykonany igłą i uszczelnij go chirurgicznym klejem Vet-Bond. Użyj bardzo małej kropli kleju, upewniając się, że znajduje się on bezpośrednio nad kryształem. Nałożenie kleju na kawałek papieru ściętego pod ostrym kątem ułatwia jego precyzyjną aplikację. Umieść jeden dodatkowy kryształ przy przyczepie końcowym pęczka zidentyfikowanego podczas mikrostymulacji.

[KONTYNUUJ]

9. Montaż w aparaturze (patrz Rysunek 1)

1. Umieść szczura na podstawie miografu, tak aby sonda piszczelowa była skierowana w stronę dźwigni. Umieść sondę w uchwycie, aby unieruchomić nogę.
2. Odciągnij skórę po bokach, tworząc zbiornik, i zabezpiecz ją gumkami.
3. Wprowadź wiertło (1/16^th cala) do kości udowej, korzystając z otworu prowadzącego wykonanego podczas przygotowania chirurgicznego. Podczas wprowadzania wiertła (zamocowanego w imadle precyzyjnym) należy podtrzymywać kość udową od strony przedniej, ponieważ może dojść do jej złamania, co spowoduje przedwczesne zakończenie eksperymentu. Przymocuj imadło precyzyjne do poprzeczki, aby unieruchomić kość udową.
4. Przełóż dystalny koniec nerwu kulszowego przez mankiet stymulujący nerw (katoda skierowana w stronę mięśnia) i odsuń go z powrotem w pobliże miejsca przyczepu mięśnia. Podłącz stymulator do tych przewodów.
5. Przymocuj ścięgno Achillesa do dźwigni wyposażonej w tensometry. Zawiąż ciasno, pozostawiając jednak niewielki luz na późniejszą regulację. Upewnij się, że oś mięśnia jest prostopadła do dźwigni.
6. Wypełnij utworzony ze skóry zbiornik podgrzanym olejem parafinowym.
7. Włącz lampę grzewczą i umieść osłony z folii aluminiowej nad głową zwierzęcia oraz nad przetwornikiem siły. Może być konieczne zastosowanie dodatkowych osłon z folii, aby temperatura głęboka zwierzęcia nie przekroczyła 38 °C. Długość mięśnia można regulować do momentu usunięcia luzu sznurka w połączeniu między m. gastrocnemius medialis a przetwornikiem siły.

10. Ustawienie maksymalnego napięcia i długości referencyjnej

1. Podczas rozgrzewania mięśnia należy przygotować stymulator i przetestować napięcie stymulacji. Ważne jest, aby upewnić się, że stymulacja jest ustawiona na bardzo krótki czas trwania impulsu. Stosujemy 50 μs. Maksymalne napięcie powinno być mniejsze niż 1 V. Zaczynając od 0,5 V, zwiększaj napięcie do momentu, aż amplituda drgnięcia przestanie rosnąć. Maksymalne napięcie to najniższe napięcie, które aktywuje wszystkie jednostki motoryczne. Zazwyczaj stymulujemy napięciem dwukrotnie wyższym od maksymalnego lub 3 V, w zależności od tego, która z tych wartości jest wyższa.
2. Zazwyczaj eksperymenty rozpoczyna się przy długości mięśnia, która daje największy skurcz drgnięciowy. Drgnięcie uzyskuje się za pomocą pojedynczego impulsu stymulującego. Długość mięśnia zwiększa się o około 1 mm dla kolejnego drgnięcia. Czynność tę powtarza się tak długo, jak amplituda drgnięcia rośnie. Gdy amplituda drgnięcia spadnie, długość przywraca się do tej, która dawała drgnięcie o największej amplitudzie.
3. Po tym wstępnym ustawieniu długości testujemy układ za pomocą tzw. „warunkującego skurczu tężcowego”. Stymulator ustawia się tak, aby dostarczał impulsy z częstotliwością 200 Hz przez 500 ms. Podanie takiej stymulacji spowoduje całkowicie zlanetężenie skurczu. Siła generowana przez mięsień dociągnie wszystkie połączenia, w tym węzły na mięśniu. Po odpowiednim odpoczynku w celu rozproszenia potęgowania⁴, długość referencyjna mięśnia zostaje zresetowana (patrz część 9.2). Zazwyczaj warunkujący skurcz tężcowy spowoduje pewne skrócenie długości pęczków, więc mięsień będzie musiał zostać lekko rozciągnięty, aby powrócić do długości dającej skurcz drgnięciowy o największej amplitudzie.

11. Rozpoczęcie eksperymentu

1. Typowy eksperyment obejmuje regulację długości i/lub stymulację z zastosowaniem różnych wzorów stymulacji. Gromadzenie danych może dotyczyć wyłącznie siły lub siły wraz z długością, długością pęczka mięśniowego i elektromiogramem.

[ OPCJONALNIE]

12. Zależność siły od częstotliwości²

1. Ustaw czas trwania serii stymulacji na tyle długi, aby osiągnąć plateau siły przy każdej interesującej częstotliwości. Maksymalna siła izometryczna w mięśniu brzuchatym łydki przyśrodkowym jest osiągana przy 200 Hz. Czas trwania serii musi wynosić co najmniej 200 ms; dłuższy czas jest korzystniejszy dla niższych częstotliwości, jednak może doprowadzić do zmęczenia, jeśli do wyznaczenia pełnego zakresu zależności siła-częstotliwość zostanie użytych kilka skurczów. Zazwyczaj stosujemy skurcze przy 0, 20, 40, 60, 80, 100 i 200 Hz. Taki zakres częstotliwości pozwoli na opisanie pełnego przebiegu zależności siła-częstotliwość. Należy zapewnić odpowiedni odpoczynek między skurczami, aby uniknąć zmęczenia (1-10 min).

13. Zależność siła-długość⁶

1. Po wcześniejszym ustaleniu szacowanej długości optymalnej, zależność siła-długość można określić poprzez systematyczną regulację długości mięśnia w zakresie od -4 mm do +4 mm przy użyciu urządzenia z serwomotorami. Należy to przeprowadzić przy maksymalnej stymulacji (200 Hz), choć ustalono, że bardzo krótkie skurcze pozwalają uzyskać tę samą rzeczywistą długość optymalną⁷. Można stosować skurcze podmaksymalne, takie jak drżenia (twitches), jednak spowoduje to uzyskanie innej zależności siły od długości⁸.
2. Ważnym aspektem wyznaczania zależności siła-długość jest konieczność oszacowania siły biernej przy długości pęczka mięśniowego, przy której występuje mierzona siła. Siłę czynną oblicza się jako różnicę między siłą całkowitą a odpowiednią siłą bierną. Ponieważ struktury sprężyste równoległe przenoszą siłę bierną i znajdują się one szeregowo ze strukturami sprężystymi szeregowymi, wkład siły biernej do siły całkowitej musi maleć w miarę rozciągania struktur sprężystych szeregowych podczas skurczu³. Po poznaniu siły biernej dla wszystkich istotnych długości mięśnia, odpowiednią siłę bierną można oszacować poprzez ciągły pomiar długości pęczka za pomocą sonomikrometrii lub poprzez oszacowanie podatności systemu pomiarowego oraz struktur szeregowych jednostki mięsień-ścięgno. W przypadku pominięcia tego kroku, długość optymalna preparatu oraz siły szczytowe zostaną niedoszacowane.

14. Zależność siła-prędkość⁹

1. Jeśli chcą Państwo wyznaczyć zależność siła-prędkość, należy podłączyć przetworniki siły do układu umożliwiającego kontrolę obciążenia lub szybkości zmiany długości. Najprostszą i najbardziej kosztowo efektywną metodą jest wykorzystanie ciśnienia powietrza do ograniczenia skracania do kontrolowanego obciążenia. W naszym układzie mięsień jest przymocowany do dźwigni po jednej stronie punktu podparcia, a ciśnienie powietrza hamuje zmianę długości po drugiej stronie. Należy zastosować czujnik długości, aby móc wykrywać zmiany długości mięśnia podczas skurczów izotonicznych. Taka konfiguracja pozwala na skurcze z obciążeniem zewnętrznym przy zastosowaniu oporu pneumatycznego. Zastosowanie podwójnych zbiorników umożliwia skurcz izometryczny z przejściem do obciążenia izotonicznego. Należy uzyskać łącznie 15-20 skurczów, przy obciążeniach od prawie zerowego do maksymalnej siły izometrycznej. Podczas dopasowywania danych do równania nie należy uwzględniać obciążeń powyżej 90% siły izometrycznej⁹.

15. Reprezentatywne wyniki:

Przykładowe skurcze przedstawiono na rysunku 2. Skurcze te uzyskano w celu zilustrowania zależności siły od częstotliwości. Obliczenie szczytowej siły aktywnej tych skurczów i naniesienie siły aktywnej w funkcji częstotliwości pozwala otrzymać rysunek 3, czyli zależność siły od częstotliwości. Dane przedstawione na rysunku 2 można dopasować do równania: AF=c/(1+eˆ((a-F)/b)+d); gdzie AF to siła aktywna, F to częstotliwość, a a, b, c i d są stałymi.

W przypadku przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego łydki szczura częstotliwość półmaksymalna stymulacji w mięśniu niewyczerpanym wynosi zazwyczaj 50-60 Hz². Wyniki będą ściśle odpowiadać linii opisanej powyższym równaniem.

Rycina 1. Aparatura i przygotowanie mięśnia: po lewej stronie przedstawiono zestaw pneumatyczny, po prawej izometryczny. System dźwigni widoczny po lewej stronie jest przymocowany do stołu translacyjnego w przypadku chęci przeprowadzenia skurczów dynamicznych (zaadaptowano z¹³). Silnik krokowy jest sterowany przez komputer (zaadaptowano z¹⁴).

Rysunek 2. Nałożone skurcze izometryczne: 20, 40, 60, 80, 100 i 200 Hz. Amplituda skurczu przy 200 Hz wynosi 8,13 N.

Rysunek 3. Zależność siły od częstotliwości: Naniesiono siłę aktywną skurczów z rysunku 2, a linia przedstawia linię trendu.

Dyskusja

Dobre wyniki skurczowe można uzyskać dzięki staranności w przygotowaniu chirurgicznym, pewnemu zamocowaniu w aparaturze oraz wysokiej jakości elektronice. Podczas nauki tej procedury chirurgicznej przez studenta najczęstszymi błędami są: rozciągnięcie nerwu kulszowego, przerwanie przepływu krwi oraz nadmierne krwawienie. Z nerwem należy obchodzić się ostrożnie, aby zapobiec jego uszkodzeniu. O uszkodzeniu nerwu świadczy sytuacja, w której maksymalna siła tężcowa przy optymalnej długości jest znacznie niższa niż ta przedstawiona na Rysunku 3, lub gdy napięcie stymulujące niezbędne do maksymalnej aktywacji wszystkich jednostek motorycznych przekracza 5 V. Podczas operacji stosunkowo łatwo jest uniknąć uszkodzenia naczyń krwionośnych zaopatrujących ten mięsień. Przerwanie tych naczyń może nastąpić podczas umieszczania wiertła w powierzchni ogonowej kości udowej. Jeśli otwór prowadzący nie znajduje się na płaskiej powierzchni kości udowej, wiertło może się ześlizgnąć. W takim przypadku istnieje możliwość przerwania naczyń podkolanowych. Jeśli po przygotowaniu zestawu wokół mięśnia gromadzi się krew, jest to znak, że doszło do przerwania tych naczyń. Nadmierne krwawienie może wystąpić również w przypadku przecięcia i niepodwiązania dużej żyły. Należy zwrócić szczególną uwagę na duże żyły znajdujące się w okolicy kostki.

Przygotowanie mięśnia in situ jest cennym podejściem do badania właściwości kurczliwych mięśni. Możliwa jest aktywacja pojedynczych jednostek motorycznych¹⁰, lecz zazwyczaj wszystkie jednostki motoryczne są aktywowane synchronicznie. Jest to niekorzystne w porównaniu z normalną asynchroniczną aktywacją, która zachodzi podczas dobrowolnego rekrutowania jednostek motorycznych, co stanowi ograniczenie tej metody. Z drugiej strony, synchroniczna aktywacja pozwala na ilościowe określenie średniej odpowiedzi wszystkich jednostek motorycznych.

W celu uniknięcia aktywacji synchronicznej stosowano dwa podejścia. Pierwsze z nich polega na użyciu mankietu elektrodowego z kilkoma parami przewodów stymulujących. Pozwala to na aktywację części jednostek motorycznych za pomocą każdej pary, a stymulacja może rotować między parami, aby uzyskać aktywację asynchroniczną. Tę metodę aktywacji można połączyć z blokadą anodową¹¹, aby spróbować aktywować jednostki motoryczne w odpowiedniej sekwencji zgodnie z zasadą wielkości¹². W tym podejściu wszystkie jednostki motoryczne są aktywowane przez proksymalną parę elektrod, a blokada jest wywoływana za pomocą stymulacji prądem stałym. Amplitudę bodźca dla blokady można modulować, aby zahamować jednostki motoryczne, których aktywacja nie jest pożądana. Wygląda na to, że blokada wpływa na duże aksony przy najniższym napięciu i stopniowo obejmuje mniejsze jednostki.

Preparacja mięśnia brzuchatego szczura in situ jest cennym podejściem fizjologicznym do badania skurczu mięśni szkieletowych oraz ich właściwości biochemicznych w stanie zdrowia i choroby.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Maszynka do strzyżenia			Wysokiej jakości maszynka do strzyżenia zwierząt
Lampa chirurgiczna	Dyna-Lume		Jakikolwiek odpowiednik
Miograf			Budowa własna
Stymulator	Grass Technologies	S-88	Jakikolwiek odpowiednik
Wzmacniacz tensometryczny	CWE, Inc.	PM-1000
Teletermometr	YSI	YSI-400
Platforma robotyczna	Arrick Robotics	MD-2
Wzmacniacz sonometryczny	Sonometrics	Sonolab
Komputer i system akwizycji danych	PC z płytą NI		Oprogramowanie dedykowane (labview)
Grzejnik blokowy	Labline Instruments	Multi-block
Mankiet nerwowy			Wykonanie własne
Mikrostymulator			Wykonanie własne