Konstrukty FSL: prosta metoda modyfikowania powierzchni komórek/wirionów za pomocą szeregu markerów biologicznych bez wpływu na ich żywotność

Summary

Konstrukcje Function-Spacer-Lipid (FSL) pozwalają na modyfikację charakterystyki powierzchni żywych komórek i wirionów bez utraty witalności. Metoda wymaga jedynie prostego kontaktu roztworu konstruktu FSL z komórką/wirionem i następuje spontaniczne i stabilne włączenie powierzchniowe.

Abstract

Możliwość modyfikowania/wizualizacji powierzchni biologicznych, a następnie badania zmodyfikowanej komórki/wirionu w różnych środowiskach in vitro i in vivo jest niezbędna do uzyskania dalszego wglądu w funkcję określonych molekuł lub całego podmiotu. Badania nad biologiczną modyfikacją powierzchni są na ogół ograniczone do inżynierii genetycznej organizmu lub kowalencyjnego przyłączania cząstek chemicznych do powierzchni komórki^1,2. Jednak te tradycyjne techniki narażają komórkę na działanie reagentów chemicznych lub wymagają znacznej manipulacji w celu osiągnięcia pożądanego rezultatu, co czyni je uciążliwymi, a także mogą nieumyślnie wpłynąć na żywotność/funkcjonalność zmodyfikowanego ogniwa. Wymagana jest prosta metoda nieszkodliwej modyfikacji powierzchni komórek.

Ostatnio nowa technologia, KODE Technology wprowadziła szereg nowatorskich konstrukcji składających się z trzech komponentów: funkcjonalnej grupy głowy (F), przekładki (S) i ogona lipidowego (L) i są znane jako konstrukcje Function-Spacer-Lipid lub FSL3. Przekładka (S) jest dobrana tak, aby zapewnić konstrukcję, która jest dyspergowana w wodzie, ale spontanicznie i stabilnie wtapia się w membranę.

FSL konstruuje funkcjonalne ugrupowania (F) do tej pory obejmują szereg sacharydów, w tym determinanty związane z grupą krwi, kwasy sjalowe, polisacharydy hialuronowe, fluorofory, biotynę, radioznaczniki i szereg peptydów^3-12. Konstrukty FSL zostały wykorzystane do modyfikacji zarodków, plemników, danio pręgowanego, komórek nabłonka / endometrium, czerwonych krwinek i wirionów w celu stworzenia systemów kontroli jakości i paneli diagnostycznych, do modyfikacji adhezji / interakcji / separacji / unieruchomienia komórek oraz do obrazowania in vitro i in vivo komórek / wirionów^3-12.

Proces modyfikacji komórek/wirionów jest ogólny i niezwykle prosty. Najczęstszym zabiegiem jest inkubacja komórek (w pożywkach bezlipidowych) z roztworem do konstruktów FSL przez 1-2 godziny w temperaturze^{37°C 4-10}. Podczas inkubacji konstrukty FSL spontanicznie włączają się do błony i proces jest zakończony. Mycie jest opcjonalne. Komórki zmodyfikowane przez konstrukty FSL są znane jako kodecyty^6-9, podczas gdy wiriony to kodewiriony¹⁰.

Konstrukty FSL jako bezpośrednie infuzje i kodecyty/kodewiriony zostały użyte w eksperymentalnych modelach zwierzęcych^7,8,10. Wydaje się, że wszystkie kodecyty/kodewiriony zachowują swoją normalną witalność i funkcjonalność, jednocześnie zyskując nową funkcję ugrupowania F^7,8,10,11.

Połączenie dyspersowalności w biokompatybilnych podłożach, spontanicznej inkorporacji do błon komórkowych i pozornej niskiej toksyczności, sprawia, że FSL konstruuje cenne narzędzia badawcze do badania komórek i wirionów.

Protocol

Poniższy protokół opisuje ogólną procedurę wprowadzania konstruktów FSL (Rysunek 1) do błon biologicznych. Dla uproszczenia protokół będzie odnosił się tylko do komórek (kodecytów), które są w 100% stężeniu. Jednak termin komórki jest wymienny z wirionami (kodewirionami) lub organizmami lub strukturami komórkowymi, a ich stężenie w rozcieńczalniku nie jest ważne, pod warunkiem, że zawsze jest spójne między testami, kontrolami i eksperymentami. W przypadku czerwonych krwinek objętość upakowanych komórek wynosi zwykle 80%, ale w przypadku wirionów, zarodków i innych komórek jest to zwykle mniej niż 1%. Metoda jest bardzo wytrzymała i będzie wytwarzać zmodyfikowane membrany, gdy będzie używana przez którąkolwiek z jej odmian, ale konieczne będzie udoskonalenie w celu optymalizacji i standaryzacji stopnia modyfikacji wymaganego dla określonych zastosowań.

1. Przygotowanie konstrukcji FSL

1. Aby przygotować roztwór podstawowy FSL, należy najpierw rozpuścić suchy produkt FSL (Tabela 1) przez dodanie 1,0 ml rozcieńczalnika (lub zgodnie z zaleceniami w ulotce produktu) do fiolki z produktem. Krótka sonikacja (30 sekund). W ten sposób zostanie przygotowany roztwór o wielkości 1 mg/ml, który można rozlać do sterylnych pojemników o pojemności 100 μl i przechowywać w temperaturze 2-8°C przez okres do jednego tygodnia lub zamrozić na okres do 3 miesięcy.
2. Aby przygotować działające roztwory konstruktorów FSL do indukcji, tuż przed użyciem krótko sonikować (30 sekund) roztwór podstawowy w celu homogenizacji dowolnych miceli. Rozcieńczyć konstrukt FSL w buforze (najlepiej niezawierającym lipidów lub materiału wysoce hydrofobowego) do wymaganego stężenia lub w pożądanym zakresie w określonym zakresie.

Uwagi:

1. Konstrukty FSL zwykle wstawiają się do komórek w pożywkach zawierających lipidy, ale zazwyczaj wymagają nawet 50 razy wyższych stężeń roboczych FSL niż w przypadku PBS lub innych pożywek wolnych od lipidów.
2. Rozcieńczenia zakresu roboczego będą zależeć od zastosowania, czułości metody wykrywania, rodzaju konstrukcji FSL i wymaganego stopnia modyfikacji. Zazwyczaj zakres rozcieńczenia wynosi od 10 do 500 μg FSL na ml rozcieńczalnika dla węglowodanowych konstruktów FSL i 1-100 μg / ml dla innych konstruktów FSL, takich jak fluorofory i biotyna.
3. Jeśli przygotowujesz rozcieńczalniki insercyjne zawierające wiele konstruktów FSL, po prostu dodaj konstrukty razem w tym samym rozcieńczalniku w ich normalnym stężeniu roboczym. Jeśli jeden konstrukt ma znacznie wyższe stężenie niż inny, może być wymagana pewna korekta (wzrost) stężenia dla mniejszego konstruktu. Alternatywnie konstrukty mogą być dodawane sekwencyjnie, najlepiej z konstruktem o najwyższym stężeniu jako pierwszym, a następnie o mniejszym.
4. Stężenia FSL powyżej 1000 μg/ml mogą wprowadzać znaczne ilości lipidów do błony komórkowej i mogą zmieniać kształt komórki lub czynić ją bardziej podatną na lizę.
5. Roztwory robocze FSL należy przechowywać w temperaturze 2-8°C i zużyć w ciągu kilku dni.
6. Konstrukty FSL można rozcieńczać w wodzie, ale będą miały zmniejszoną stabilność i muszą być zużyte w ciągu kilku godzin. Jeśli w ulotce dołączonej do opakowania jako rozcieńczalnik do rozpuszczenia substancji chemicznej podano wodę, produkt w fiolce będzie również zawierał sole (zgodnie z zaleceniami zawartymi w ulotce dołączonej do opakowania).

2. Wprowadzanie konstrukcji FSL do membran

1. Najpierw umyj komórki do modyfikacji FSL wolne od niezwiązanych lipidów przez odwirowanie i użycie PBS lub pożywki komórkowej wolnej od lipidów jako roztworu do mycia.
2. Upakować komórki lub zawiesić w 100 μl rozcieńczalnika.
3. Jednocześnie należy przygotować kontrole, które w idealnym przypadku powinny być zarówno niezmodyfikowanymi komórkami (inkubowanymi z PBS, a nie roztworem FSL) i/lub komórkami zmodyfikowanymi łagodnym, ale pokrewnym konstruktem FSL.
4. Dodać 100 μl odpowiedniego rozcieńczonego roztworu FSL (zawierającego 1 lub więcej konstruktów FSL) do komórek i inkubować przez 1-2 godziny w temperaturze 37 °C. Podobny wynik można uzyskać przez 6 godzin inkubacji w temperaturze 25°C lub przez noc (18 godzin) w temperaturze 4°C – w przypadku stosowania ciężkich zawiesin komórkowych zaleca się mieszanie co kilka godzin.
5. Przemyć (opcjonalnie) dwukrotnie PBS lub pożywką w celu usunięcia wszelkich wolnych konstruktów FSL i przygotować odpowiednią zawiesinę.

Uwagi:

1. Rozcieńczalnikiem stosowanym do zawieszania komórek mogą być pożywki do hodowli komórkowych, PBS, roztwory do przechowywania komórek itp., ale najlepiej bez lipidów (np. płodowa surowica cielęca) lub detergentów (np. TWEEN).
2. Można stosować różne objętości (niż 100 μl) (niż 1:1 komórek/roztwór FSL) lub warunki inkubacji dotyczące czasu i temperatury, pod warunkiem że w celu uzyskania powtarzalnych wyników stosuje się te same stosunki, stężenie i objętość.

3. Obsługa i wizualizacja

1. Po zakończeniu procesu modyfikacji FSL kodecyty mogą być przechowywane w temperaturze 4-8°C w pożywkach wolnych od lipidów lub wykorzystywane.
2. Kodecyty i kodewiriony na ogół zachowują się tak samo jak niezmodyfikowane komórki/wiriony i mogą być obsługiwane i oglądane w normalnych systemach testowych (mikroskopia, serologia, cytometria przepływowa itp.). Zwykle nie mają specjalnych wymagań, z wyjątkiem unikania rozpuszczalników/detergentów/lipidów, które mogą wymywać konstrukty lipidowe z błon.

Uwagi:

1. Konstrukty pozostaną w błonie nieaktywnych komórek, takich jak krwinki czerwone, jeśli będą przechowywane w pożywkach wolnych od lipidów przez całe życie komórki. W komórkach z aktywnymi błonami konstrukty zostaną zinternalizowane i zmetabolizowane w tempie zależnym od aktywności błony komórkowej.
2. Martwe komórki zwykle zawierają wysoki poziom konstruktów FSL; można to wykorzystać do oddzielenia komórek niezdolnych do życia od komórek żywotnych.
3. Jeśli kodecyty są przechowywane (lub używane in vivo) w pożywkach/środowiskach zawierających lipidy, takich jak surowica/osocze, konstrukt będzie powoli wymywał się z błony przez kilka godzin lub dni, w zależności od temperatury i stężeń/składu lipidów.

4. Reprezentatywne wyniki:

1. Poniższe reprezentatywne wyniki zależą od zastosowanego konstruktu (tabela 1), jego wprowadzonego stężenia oraz względnej czułości i swoistości systemu (układów) wykrywania. Ogólnie rzecz biorąc, wszystkie konstrukty FSL zostaną wstawione do komórek po 1 godzinie, ale dla każdej sytuacji konieczne będzie ustalenie optymalnych warunków.
2. Konstrukcje FSL mogą być używane do oznaczania zewnętrznej strony różnych żywych komórek^3-9,11,14. W przykładach pokazanych na rycinie 2 wykorzystano zarodki w różnych stadiach (ponieważ są to komórki kruche), ale można również znakować inne komórki (ryc. 3) lub wiriony otoczkowe (ryc. 4). FSL-fluoresceina pozwala na bezpośrednie znakowanie powierzchni (ryc. 2-4), podczas gdy FSL-biotyna i inne konstrukty FSL mogą wymagać użycia wtórnego systemu wykrywania (zwykle awidyny/przeciwciał/lektyn) w celu wykazania ich obecności (ryc. 5).
3. Markery grup krwi o swoistości ludzkiej lub zwierzęcej mogą być przyłączone do komórek, w tym do krwinek czerwonych^4-9 (ryc. 6). Ponieważ ilość konstruktu FSL na kodecytach jest kontrolowana i odtwarzalna^4-6, można uzyskać kodecyty do ilościowego oznaczania przeciwciał (tabela 2 i ryc. 6). Rzeczywiste źródło komórek nie jest ważne, mogą to być dowolne gatunki, a nawet tego samego pochodzenia co źródło przeciwciała, zapewniając w ten sposób, że jedynym niezgodnym antygenem jest ten wprowadzony przez FSL^7,8 (ryc. 6).

Tabela 2. Reprezentatywne reakcje serologiczne trzech różnych kodecytów FSL-A(tri) krwinek czerwonych testowane w stosunku do rozcieńczeń monoklonalnej anty-A. Roztwór 50 μM FSL-A(tri) podczas inkubacji z równą objętością krwinek czerwonych grupy O wytworzył silne komórki dodatnie antygenu A, które można było wykryć przez rozcieńczenie monoklonalnego anty-A w stosunku 1:512. 5- i 10-krotnie niższe roztwory FSL-A (tri) wytwarzały kodecyty z mniejszą ekspresją antygenu grupy krwi A.

Rysunek 1. Omówienie konstrukcji FSL. Podobnie jak kwiat, konstrukt FSL składa się z trzech głównych elementów. Funkcjonalna głowa (F) w przypadku konstruktu FSL może składać się z wielu różnych biologicznie funkcjonalnych grup, przekładka (S) zaprojektowana w celu wywołania odstępów F od błony, poprawy dyspergowalności wody i niereaktywności z surowicą, podczas gdy lipid diacylowy umożliwia konstruktowi spontaniczne włączenie się w powierzchnie. (I) FSL-GB3 z grupą krwi Gb₃ (lub P^k) epitopem trisacharydowym Galα4Galβ4Glcβ. (II) FSL-A(tri) z epitopem trisacharydowym grupy krwi A GalNAcα3(Fucα2)Galβ. (III) FSL-fluoresceina. (IV) FSL-biotyna z pojedynczym ugrupowaniem biotyny F. Grupa funkcyjna struktur w I-III jest sprzężona z aktywowaną pochodną adypinianu dioleoilofosfatydyloetanoloaminy (DOPE), podczas gdy dystans struktury IV jest oparty na adypinianu karboksymetyloglicyny.

Rysunek 2. Mysie zarodki znakowane FSL-Fluoresceiną. Wszystkie obrazy przedstawiają żywe zarodki, które zostały oznaczone, gdy ich osłonka przejrzysta (ZP) była nienaruszona (tj. konstrukt FSL przeszedł przez ZP w celu oznaczenia zarodka w środku). Obrazy I-IV przedstawiają zarodki wolne od ZP uwolnione z ich ZP z tyrodami kwasowymi po znakowaniu fluoresceiną FSL. Identyczne barwienie występuje niezależnie od tego, czy zarodki zostały zmodyfikowane FSL z nienaruszonym ZP, czy bez ZP. Zarodki są bezpośrednio znakowane fluoresceiną FSL, metodą 2 godzin w temperaturze 37°C w pożywce do hodowli komórek wolnych od surowicy, myte, a następnie oglądane pod mikroskopią fluorescencyjną. (I) Dwukomórkowy zarodek myszy wolny od ZP, wykazujący również klasyczne intensywne barwienie ciała polarnego. (II-III) Czterokomórkowe i ośmiokomórkowe zarodki myszy wolne od ZP, oba wykazujące cieniste zabarwienie komórek, które znajdują się poza płaszczyzną ostrości mikroskopu. (IV) 16-komórkowy zarodek mysi wolny od ZP. (V) Nienaruszone zarodki mysiej blastocysty ZP (d4-d5), w których znakowany jest zarówno zarodek, jak i zona.

Rysunek 3. FSL-Fluoresceina i danio pręgowany¹⁴. (I) Mikroangiografia larw danio pręgowanego o sile 52 hpf (godzin po zapłodnieniu) bezpośrednio wstrzykniętych do krążenia za pomocą fluoresceiny FSL. Układ naczyniowy danio pręgowanego jest poplamiony. (II) Heterogenne komórki tkanki nerki danio pręgowanego FSL-fluoresceiny (kodecyty ZK) zostały stworzone ex vivo, a następnie mikrowstrzyknięte do krążenia biorcy 52 hpf danio pręgowanego. Obserwacje in vivo kodecytów ZK wykonano 2 godziny po wstrzyknięciu, obrazując naczynia krwionośne pod wpływem fluorescencji za pomocą mikroskopii poklatkowej. Pokazana jest pojedyncza klatka wideo z dużymi wolno poruszającymi się lub nieruchomymi komórkami (oznaczonymi pomarańczowymi strzałkami) i szybko poruszającymi się komórkami (rozmyte obrazy spowodowane ruchem - oznaczone zielonymi strzałkami). Znakowanie pozwala na obserwację in vivo w czasie rzeczywistym zachowania i biodystrybucji kodecytów ZK. (III) Doustne przyjmowanie fluoresceiny FSL przez zanurzenie zarodków danio pręgowanego w pożywce zawierającej fluoresceinę FSL na okres do 5 dni. Mycie uzyskano poprzez przeniesienie zarodków do pożywek niezawierających konstruktów FSL (wymagane jest co najmniej 6 godzin, ale może to trwać kilka dni). (IIIa) Mikroskopia w jasnym polu danio pręgowanego traktowanego fluoresceiną FSL, odpowiadająca sąsiedniemu obrazowi fluorescencyjnemu (IIIb). Fluorescencja była preferencyjnie zlokalizowana w przewodzie pokarmowym. Nie zaobserwowano barwienia w nieleczonych zarodkach kontrolnych (IVa i IVb).

Rysunek 4. Znakowanie FSL-fluoresceiną wirionów¹⁰ VSV i H1N1. (I) Wirus pęcherzykowego zapalenia jamy ustnej (VSV) znakowano bezpośrednio 10 μg/ml fluoresceiny FSL przez 2 godziny w temperaturze 37°C, a następnie utrwalano 4% paraformaldehydem, a następnie zastosowano cytometrię przepływową. Nie było wymagane oczyszczanie VSV kodevirion po oznakowaniu FSL. (II) Cytometria przepływowa komórek jąder świń zakażonych ludzkimi kodewirionami A/Puerto Rico/8/1934 (H1N1) znakowanymi przy użyciu fluoresceiny FSL. Niezakażone komórki są postrzegane jako linia, podczas gdy fuzja kodewirionu H1N1 z komórkami ST powoduje powstanie komórki fluorescencyjnej (czerwona linia).

Rysunek 5. Komórki znakowane FSL-biotyną i późniejsza wizualizacja za pomocą znakowanej awidyny^7,8. Wszystkie komórki najpierw znakowano biotyną FSL przez 1 godzinę w temperaturze 37°C, przemywano, a następnie reagowano z awidyną znakowaną fluoroforem, przemyto i zamontowano na mokro do mikroskopii fluorescencyjnej. (I) Skompilowany obraz konfokalny blastocysty zarodka myszy. (II) Centralny konfokalny wycinek zarodka z poprzedniego obrazu. (III) Żywe ruchliwe plemniki ludzkie – rozmycie następuje w wyniku ich ruchu. (IV) Utrwalone (4% paraformaldehydu po insercji) plemniki ludzkie. (V) Erytrocyt ludzki. (VI) Utrwalony (4% paraformaldehyd przed wprowadzeniem) rak endometrium ludzkiego RL95. (VII) Nieutrwalona linia komórkowa ludzkiego raka endometrium RL95. (VIII) Kodecyty biotyny RBC obserwowane w próbce krwi pobranej 2 godziny po dożylnym wlewie kodecytów, przy czym (VIIIa) reprezentuje pole oglądane pod mikroskopem świetlnym, podczas gdy (VIIIb) jest tym samym polem widzianym pod fluorescencją, identyfikując dwa kodecyty obecne w polu widzenia. Obliczanie stosunku kodecytów do komórek nieznakowanych może być wykorzystane jako wskaźnik przeżycia. (IX) Żywe ludzkie kodecyty biotyny endometrium uwidocznione przez wiązanie się z awidynylowanymi kulkami.

Rysunek 6. FSL-Węglowodany w celu dodania markerów grup krwi do profilowania serologicznego. (I) Ludzkie kodecyty Galili krwinki czerwone stworzono z ustalonym stężeniem FSL-Galili (500 μg / ml) i przetestowano pod kątem rozcieńczeń surowicy ludzkiej. Ludzkie krwinki czerwone nie występują naturalnie z antygenem ksenoantygenu Galili. Takie kodecyty można wykorzystać do ilościowego poziomu przeciwciał w surowicy. W tym przykładzie stwierdzono, że dawca ma miano anty-Galili wynoszące 1:32. (II) Tworząc kodecyty o malejących poziomach FSL ("miana antygenu"), można określić optymalny poziom antygenu do wykrywania przeciwciał (w tym przykładzie Le^a). Komórki mogą być tworzone tak, aby dawały pozytywny wynik tylko wtedy, gdy poziom przeciwciał przekroczy określone miano. Poziom antygenu FSL wymagany do uzyskania wyniku dodatniego zależy od jakości i poziomu wykrywanych przeciwciał. W przypadku antygenów węglowodanowych roztwór FSL o stężeniu 100 μg/ml zazwyczaj powoduje silną reakcję dodatnią. (III) Ludzkie krwinki czerwone grupy O zmodyfikowano tak, aby miały określony poziom antygenu A (standaryzowane kodecyty A) i użyto do dokładnego i powtarzalnego oznaczania ilościowego anty-A w ludzkiej surowicy. W tym przykładzie miano anty-A w badanej surowicy grupy O wynosi 1:32, a kodecyty przygotowano z własnych krwinek czerwonych dawcy. (IV) Antygeny grupy krwi A i B jednocześnie wprowadzone do pojedynczej próbki krwinek czerwonych grupy O są wykorzystywane do wytworzenia_słabychkodecytów A_słabych B. Kodecyty te mogą być wykorzystywane do celów kontroli jakości ABO. Wynik ten pokazuje analizę specjalnie sformułowanego A_słabegoB_słabego kodecytu przetestowanego pod kątem odczynników anty-A i anty-B i daje oczekiwane słabe reakcje.

Discussion

Modyfikowanie komórek i wirionów za pomocą konstruktów FSL jest bardzo prostą i solidną techniką^3-11. Aby opisać i odróżnić zmodyfikowane komórki i wiriony konstruktu FSL od komórek niezmodyfikowanych, określa się je odpowiednio jako kodecyty i kodewiriony^6-10, ale tylko wtedy, gdy można wykazać, że wprowadzona grupa funkcyjna jest obecna na ich błonie. Gdy kodecyty są wytwarzane z różnymi stężeniami konstruktów FSL, można je odnosić do stężenia roztworu konstruktu FSL użytego do ich wytworzenia, np. 15 μg/ml kodecytów A, lub jeśli stosuje się więcej niż jeden FSL, to termin łączony, np. Kodecyty A+biotyna^7,8. W przypadku porównywania różnych komórek zaleca się uwzględnienie typu komórki w opisie, np. kodecyty biotyny krwinkowej czerwonej lub kodecyty biotyny endometrium^7,8.

Chociaż proces wprowadzania jest bardzo solidny, a wprowadzanie (choć z różnymi szybkościami) będzie odbywać się w szerokim zakresie temperatur od 4 do 37°C i w ciągu kilku minut do godzin, aby uzyskać powtarzalne wprowadzanie, wymagana jest ścisła kontrola czasu kontaktu, temperatury, stężenia FSL (w tym preparatu rozcieńczalnika) i, w mniejszym stopniu, stężenia komórek. Do tej pory wszystkie konstrukty FSL mogą być używane do modyfikacji komórek tą samą techniką^4-11, jednak oczekuje się, że pewne warunki będą bardziej korzystne dla przepływu pracy i / lub optymalnych wymagań dotyczących obsługi komórek/wirionów, które mają być modyfikowane. Dokładne stężenie FSL do osiągnięcia pożądanego efektu musi być określone przez użytkownika⁴. Powstałe w ten sposób zmodyfikowane komórki/wiriony konstruktu FSL mogą być zwykle używane w taki sam sposób, jak niezmodyfikowana komórka/wirion w systemach biologicznych lub analitycznych^4-11. Ponieważ konstrukty FSL będą powoli wymywać się ze zmodyfikowanych powierzchni w kontakcie z roztworami lipidów^7,8 lub będą spożywane przez aktywne komórki¹¹, kwestie te należy rozpatrywać w odniesieniu do poziomu sygnału lub aktywności uzyskanej w czasie. Kodecyty mogą być utrwalone (np. aldehyd glutarowy/formalina) po wprowadzeniu pod warunkiem, że utrwalacz nie zawiera rozpuszczalników uwalniających lipidy, a grupa funkcyjna jest zgodna z utrwalaczem. Alternatywnie stałe komórki mogą być modyfikowane za pomocą konstrukcji FSL.

Oprócz modyfikacji powierzchni komórek i wirionów, konstrukty FSL mogą być również wprowadzane bezpośrednio do krążenia zwierząt laboratoryjnych, powodując modyfikację in vivo krążących komórek⁷ oraz hamując wirusy¹², toksyny12 i przeciwciała⁷. Konstrukty FLS były również używane do ozdabiania liposomów i mogą być drukowane na powierzchniach papierowych¹³, gdzie unieruchamiają, a następnie mogą być używane w testach diagnostycznych.

Możliwość łatwej modyfikacji żywych komórek za pomocą coraz szerszego zakresu konstruktów FSL powinna okazać się użytecznym narzędziem badawczo-rozwojowym do badania biologii powierzchni komórki.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Sigma name	Company	Sigma numer produktu	Construct (nazwa KODE Biotech)
FSL-A(tri)	Sigma-Aldrich	F9307	FSL-A(GALNa3[Fa2]GALb)-SA1-L1
FSL-B(tri)	Sigma-Aldrich	F9557	FSL-B(GALa3[Fa2]GALb)-SA1-L1
FSL-GB3	Sigma-Aldrich	F9807	FSL-GB3(GALa4GALb4GLCb)-SA1-L1
FSL-Lea(tri)	Sigma-Aldrich	F9682	FSL-LEA(GALb3[Fa4]GLCNb)-SA1-L1
FSL-biotyna	Sigma-Aldrich	F9182	FSL-CONJ(1Biotyna)-SC2-L1
FSL-Galili	Sigma-Aldrich	F9432	FSL-GALILI(GALa3GALb4GLCNb)-SA1-L1
FSL-Fluorescein	Sigma-Aldrich	F1058	FSL-FLRO4(fluoresceina)-SA2-L1
Tabela 1.