Dynamika dopaminy presynaptycznej w przekrojach mózgu w obrębie prążka z wykorzystaniem szybkiej woltamperometrii cyklicznej

Podsumowanie

Wykorzystanie szybkoskanującej woltamperometrii cyklicznej do pomiaru elektrycznie wywołanej dynamiki dopaminy presynaptycznej w skrawkach mózgowych prążkowia.

Streszczenie

Szeroko zakrojone badania skupiły się na neuroprzekaźniku dopaminie ze względu na jej znaczenie w mechanizmie działania substancji psychoaktywnych (np. kokainy i amfetaminy), rolę, jaką odgrywa w chorobach psychiatrycznych (np. schizofrenii i zespole nadpobudliwości z deficytem uwagi), oraz jej zaangażowanie w zaburzenia degeneracyjne, takie jak choroba Parkinsona i choroba Huntingtona. W normalnych warunkach fizjologicznych dopamina reguluje aktywność lokomotoryczną, funkcje poznawcze, uczenie się, afekt emocjonalny oraz wydzielanie hormonów neuroendokrynnych. Jedno z największych zagęszczeń neuronów dopaminergicznych znajduje się w prążkowiu, który można podzielić na dwa odrębne regiony neuroanatomiczne znane jako jądro półleżące oraz jądro ogoniaste i skorupa. Celem jest przedstawienie ogólnego protokołu szybkiej skaningowej woltamperometrii cyklicznej (FSCV) w plastrach prążkowia myszy. FSCV jest dobrze zdefiniowaną techniką elektrochemiczną, która umożliwia pomiar uwalniania i wychwytu dopaminy w czasie rzeczywistym w konkretnych regionach mózgu. W FSCV do wykrywania utleniania dopaminy stosuje się węglowe mikroelektrody włókniste (średnica ~ 7 μm). Przewagą analityczną zastosowania FSCV do wykrywania dopaminy jest zwiększona rozdzielczość czasowa wynosząca 100 milisekund oraz rozdzielczość przestrzenna poniżej dziesięciu mikronów, co dostarcza informacji uzupełniających względem mikrodializy in vivo.

Protokół

1. Podstawy eksperymentu

Wytwarzanie elektrod

• Istnieje wiele metod wytwarzania mikroelektrod z włókna węglowego, ponieważ większość z nich jest wykonywana w warunkach laboratoryjnych. Zazwyczaj o szczegółach wykonania elektrody decyduje zastosowana technika elektrochemiczna (np. amperometria w porównaniu do FSCV). W przypadku FSCV mikroelektrody można wykonać samodzielnie, stosując poniższą procedurę trzyetapową. Bardziej szczegółowy opis wytwarzania elektrod z włókna węglowego znajduje się w niedawnym artykule JOVE ¹. Należy jednak zauważyć, że elektrody opisane poniżej są cylindrycznymi mikroelektrodami z włókna węglowego, których wykonanie wymaga mniej etapów niż w przypadku amperometrycznych mikroelektrod z włókna węglowego z wyżej wspomnianego protokołu. Ten uproszczony protokół nie wymaga gotowania włókna węglowego w acetonie, wypalania kapilar szklanych ani stosowania żywicy epoksydowej do uszczelnienia połączenia szkło-włókno.
• Za pomocą ssania próżniowego wciągnąć włókno węglowe (średnica 7 μm; Goodfellow Oakdale, PA) do kapilary z borokrzemowego szkła z mikrofilamentem (długość 10 cm, o.d. 1.2 mm, i.d. 0.68 mm; A-M systems, Carlsborg, WA).
• Umieścić wprowadzoną kapilarę w wyciągaczu elektrod (Narishige, Tokyo, Japan), gdzie kapilara zostaje przeciągnięta na pół. Ustawienia wyjściowe wyciągacza elektrod różnią się w zależności od laboratorium. Dla odniesienia, nasze ustawienia wyjściowe dla wyciągacza to 90.7 dla magnesu głównego, 23.2 dla submagnesu oraz 53.4 dla grzałki. Ustawienia wyjściowe powinny zostać dopracowane empirycznie, aby uzyskać szklany stożek o długości około 4.4 mm, z ciasnym uszczelnieniem wokół włókna węglowego.
• Pod mikroskopem (Olympus, Tokyo, Japan) przyciąć włókno węglowe (używając ostrza skalpela) wystające z szklanej końcówki, pozostawiając około 50-200 μm włókna węglowego wystającego z ciasno uszczelnionego interfejsu.

Przygotowanie roztworów

Należy wcześniej przygotować trzy rodzaje roztworów sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF), wszystkie w wodzie ultrapurej (18 MΩ cm).

• Sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy z sacharozą (sucrose-aCSF) można przygotować co najmniej jeden dzień przed wykonaniem plastrów. Bufor sucrose-aCSF składa się z (w mM): 180 sacharozy, 30 NaCl, 4,5 KCl, 1,0 MgCl₂, 26 NaHCO₃, 1,2 NaH₂PO₄ oraz 10 D-glukozy (pH 7,4) i powinien być napowietrzany mieszaniną 95% O₂/5% CO₂ przez 15 minut ². W przypadku wcześniejszego przygotowania, roztwór można przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C do 1 tygodnia.
• Roztwór aCSF do pomiarów woltamperometrycznych należy przygotować w dniu eksperymentu. Roztwór aCSF składa się z (w mM): 126 NaCl, 2,5 KCl, 2,4 CaCl₂, 1,2 MgCl₂, 25 NaHCO₃, 1,2 NaH₂PO₄, 11 D-glukozy, 0,4 kwasu askorbinowego (pH 7,4). W trakcie eksperymentu należy napowietrzać roztwór poprzez przesycanie mieszaniną 95% O2/5% CO₂ w temperaturze pokojowej.
• Zmodyfikowany roztwór aCSF do kalibracji elektrod zawiera (w mM): 2,5 KCl, 126 NaCl, 1,2 NaH₂PO₄, 2,4 CaCl₂, 1,2 MgCl₂ oraz 25 NaHCO₃ (pH 7,4) i może być przechowywany do jednego tygodnia bez konieczności chłodzenia lub napowietrzania.

Kalibracja elektrody

• Żywotność i czułość elektrody określa się odpowiednio poprzez kalibrację wstępną i końcową, wykorzystując przepływową „celę T” zawierającą 3 porty z uszczelnioną elektrodą odniesienia (Ag/AgCl). Wykonaną mikroelektrodę opuszcza się do przepływowej „celi T”. Port wlotowy jest połączony z pompą strzykawkową, co umożliwia ciągły przepływ zmodyfikowanego aCSF z prędkością 2 mL/min. Trzeci port „celi T” jest połączony ze strzykawką wypełnioną roztworem 3 μM dopaminy w zmodyfikowanym aCSF.
• Aby przeprowadzić kalibrację wstępną, należy pozwolić na przepływ zmodyfikowanego roztworu aCSF przez około 3 - 7 sekund, a następnie ręcznie wstrzyknąć 1-2 mL standardu dopaminy o stężeniu 3 μM. Dla każdej elektrody poddawanej kalibracji wstępnej należy powtórzyć tę procedurę co najmniej 3 razy i obliczyć średnią z uzyskanych prądów maksymalnych.
• Bezpośrednio po eksperymencie z woltametrią skrawka (patrz sekcja 3) przeprowadza się kalibrację końcową elektrody w ten sam sposób, który opisano powyżej.
• Współczynnik kalibracji (wykorzystywany później podczas analizy danych) wyznacza się poprzez podzielenie średniego prądu utleniania dopaminy (nA) przez stężenie standardu dopaminy. Na przykład, w przypadku użycia standardu dopaminy 3 μM, odpowiedź prądową dzieli się przez 3.

2. Przygotowanie skrawków

1. Nalać 10 mL sacharozowego aCSF do małego zlewka i umieścić go w wiadrze z lodem. Dodatkowo w wiadrze z lodem, w zasięgu ręki, umieścić klej błyskawiczny (Loctite 404).
2. Przygotować ostrze żylletki oraz niezbędne narzędzia do sekcji, takie jak pęseta, szpatułka i nożyczki, przecierając je wacikiem nasączonym alkoholem w celu oczyszczenia.
3. Uśmiercić mysz poprzez uduszenie CO₂ w małej komorze gazowej, a następnie bezzwłocznie przeprowadzić dekapitację za pomocą ostrych nożyczek. Szybko usunąć cały mózg. Umieścić mózg w zlewku z lodowatym sacharozowym aCSF na około 10 minut.
4. W międzyczasie przygotować wibrotom do krojenia. Najpierw wsypać trochę kruszonego lodu do kąpieli z preparatem. Umieścić komorę na preparat i dokręcić ją, aby stabilnie trzymała się na miejscu. Dodać więcej lodu wokół komory na preparat, aby wypełnić luki, upewniając się, że lód nie dostał się do wnętrza komory. Umieścić oczyszczone ostrze żyletki w uchwycie na ostrze w wibrotomie i wypełnić komorę na preparat lodowatym sacharozowym aCSF.
5. Aby przygotować powierzchnię roboczą do obróbki mózgu, nalać trochę zimnego sacharozowego aCSF na kawałek ręcznika papierowego umieszczonego na odwróconej czarce Petriego. Za pomocą pęsety przenieść mózg na przygotowaną czarkę Petriego. W przypadku przekrojów coronalnych, odciąć móżdżek wzdłuż osi przyśrodkowo-bocznej za pomocą żyletki i go usunąć. Pozwala to uzyskać płaską podstawę, którą można przymocować do stołu wibrotomu.
6. Nanieść kroplę kleju Loctite (umieszczonego w wiadrze z lodem w kroku 1) na stół z preparatem. Natychmiast przytwierdzić płaski koniec przygotowanego mózgu do stołu, utrzymując go w jak najbardziej pionowej pozycji. Umieścić stół w komorze na preparat i dokręcić śrubę, upewniając się, że mózg jest całkowicie zanurzony w sacharozowym aCSF w komorze.
7. Używając sterowników na przedniej części wibrotomu, wyregulować stół tak, aby ostrze żyletki znajdowało się na górnej krawędzi mózgu. Optymalne parametry wibrotomu uzyskuje się, ustawiając niską częstotliwość i prędkość. Preferowane są niskie prędkości, aby zminimalizować siłę nacisku ostrza, która mogłaby zgnieść mózg, co zdarza się przy wyższych prędkościach. Grubość plastra ustawić na 400 μm.
8. Pierwsze kilka plastrów nie będzie zawierać prążkowia. Powtarzać krojenie, aż do uzyskania plastrów zawierających prążkowie. Po dotarciu do obszaru prążkowia (potwierdzonym przez punkty orientacyjne anatomiczne), użyć pędzla do podniesienia plastra i umieszczenia go w zlewku z natlenionym aCSF o temperaturze pokojowej. Zazwyczaj można uzyskać od 3 do 4 plastrów zawierających kompleks prążkowia, tak aby objęto jądro ogonowe, putamen oraz jądro półleżące.
9. Pozostawić plastry do aklimatyzacji w natlenionym aCSF w temperaturze pokojowej przez co najmniej 1 godzinę przed użyciem w eksperymentach.

3. Pomiary woltamperometryczne z wycinków

Podczas inkubacji skrawków można przygotować komorę do rejestracji.

1. Przenieść rurkę połączoną z zanurzeniową komorą rejestracyjną (Custom Scientific, Denver, CO) do nasyconego tlenem aCSF w temperaturze pokojowej. Ustaw pompę perfuzyjną (Watson Marlow Limited, Falmouth, England) na szybkość przepływu 1 mL/min. Ustaw kontroler temperatury na 32 °C. Po wypełnieniu aCSF specjalnie zbudowanego uchwytu do skrawków (zmodyfikowana platforma z dyskiem siatkowym), przygotować go do przyjęcia skrawka, usuwając pęcherzyki powietrza za pomocą strzykawki z igłą (igła spinalna BD).
2. Uruchomić przepływ w kąpieli do skrawków, wytwarzając podciśnienie w rurce odpływowej (prowadzącej do szklanej butelki na odpady ciekłe) za pomocą strzykawki. Umieścić chusteczkę Kimwipe na krawędzi uchwytu do skrawków, aby pełniła rolę knota i kontrolowała przelewanie się buforu.
3. Po 1 godzinie inkubacji przenieść skrawki do uchwytu w komorze rejestracyjnej, która jest stale perfundowana aCSF w temperaturze pokojowej nasyconym mieszaniną 95% O₂/5% CO₂.
4. Zanurzyć elektrodę odniesienia Ag/AgCl w uchwycie do skrawków (przymocowaną taśmą do pokrywy komory) i połączyć elektrodę z modułem głowicy za pomocą klipsa typu krokodylek.
   • Elektrodę odniesienia Ag/AgCl można wykonać samodzielnie poprzez anodowanie (+1 V) srebrnego drutu o średnicy 250 μm (A-M Systems, Carlsborg, WA) w 1 M HCl przez 5 minut w celu osadzenia cienkiej warstwy AgCl na powierzchni drutu srebrnego.
5. Opuścić wolframową elektrodę stymulującą (Plastics One, Roanoke, VA) na powierzchnię skrawka mózgu z prążkowia. Elektroda stymulująca styka się ze skrawkiem, spoczywając na jego górnej powierzchni, lecz nie powinna go przebijać. W zastosowanej konfiguracji eksperymentalnej stymulacja jest generowana przez stymulator Neurolog.
6. Włókno węglowe mikroelektrody roboczej wypełnić od tyłu roztworem 150 mM KCl za pomocą igły spinalnej BD. Następnie wprowadzić przewód doprowadzający (Squires Electronics, Cornelius, OR), który połączyć klipsem typu krokodylek z modułem głowicy niskoszumnego potencjostatu ChemClamp (Dagan Corporations, Minneapolis, MN). Elektrodę roboczą umieścić w odległości około 100 - 200 μm od bipolarnych elektrod stymulujących, na głębokości około 75 μm w skrawku.
7. Stymulacje elektryczne, z użyciem pojedynczych (monofazowych, 350 μA, 60 Hz, szerokość impulsu 4 ms) lub wielokrotnych impulsów (np. 5 impulsów, 350 μA, 20 Hz, szerokość 4 ms), są dostarczane przez elektrodę stymulującą w celu wywołania uwalniania neuroprzekaźników ³.
8. Aby zmierzyć elektrycznie wywołaną dopaminę za pomocą FSCV, do elektrody przykłada się przebieg w kształcie trójkąta. Typowe parametry detekcji dopaminy: potencjał mikroelektrody z włókna węglowego utrzymuje się na poziomie -0,4 V względem elektrody odniesienia Ag/AgCl, zwiększa się go do górnej granicy +1,2 V, a następnie obniża z powrotem do -0,4 V przy szybkości skanowania 400 V/s.
9. Skrawka stymuluje się elektrycznie co 5 minut, a pomiary woltamperometryczne wynikającego z tego odpływu dopaminy przeprowadza się przez 15 sekund.
10. Po uzyskaniu co najmniej trzech stabilnych zapisów elektrycznie stymulowanego uwalniania dopaminy (różnica między wysokościami pików jest < 10%), skrawka perfunduje się przez 30 minut aCSF zawierającym interesujący agent farmakologiczny z szybkością przepływu 1 mL/min w celu uzyskania maksymalnego efektu. Zapisy elektrycznie stymulowanej dopaminy wykonuje się co 5 minut podczas perfuzji farmakologicznej.

4. Analiza danych

Uzyskane z wycinka przebiegi prądu w funkcji czasu można dopasować za pomocą regresji nieliniowej do zestawu równań opartych na modelu Michaelisa-Menten, zgodnie z opisem Wightmana i współpracowników w oprogramowaniu napisanym w środowisku LabVIEW (National Instruments, Austin, TX) ^4-6. W tym oprogramowaniu przebiegi prądu w funkcji czasu można dopasować poprzez zmianę dwóch parametrów: V_max (nM/s; odpowiadającego szybkości wychwytu przez transporter dopaminy, co obrazuje faza opadająca przebiegu) oraz stężenia dopaminy na impuls (nM; odpowiadającego maksymalnej wysokości piku). Wartość K_m, odzwierciedlająca powinowactwo dopaminy do transportera dopaminy, zostaje ustalona na 160 nM i nie jest zmieniana. Przed dopasowaniem wymagany jest współczynnik pokalibracyjny elektrody, wyznaczony po zakończeniu eksperymentu. Oprogramowanie LabView zawiera parametr współczynnika determinacji (R²) w celu oceny jakości dopasowania (stosuje się wartości R² > 0,8).

5. Reprezentatywne wyniki

Do badania uwalniania i wychwytu dopaminy wywołanego pojedynczym impulsem elektrycznym w jądrze ogoniastym i skorupie (CPu), rdzeniu (core) jądra półleżącego (NAc) oraz otoczce (shell) NAc u myszy wykorzystano FSCV. Reprezentatywne wyniki przedstawione na rysunku 1A obrazują wykresy zależności natężenia prądu (lub stężenia) od czasu. Czerwona strzałka wskazuje moment zastosowania stymulacji elektrycznej do skrawka, po której następuje odpowiadający jej wzrost natężenia prądu wynikający ze zmian stężenia dopaminy przy mikroelektrodzie z włókna węglowego. Przeważającym procesem podczas stymulacji elektrycznej jest uwalnianie dopaminy, jednak inne procesy, takie jak wychwyt i dyfuzja, również przyczyniają się do całkowitej obserwowanej wysokości piku. Fazę opadającą piku przypisuje się głównie ponownemu wychwytowi neuroprzekaźnika przez jego transporter po zakończeniu stymulacji neuronalnej ⁷. Jednak spadek piku nie ogranicza się tylko do wychwytu, ponieważ dyfuzja i metabolizm również przyczyniają się do zmniejszenia natężenia prądu. Postulowano, że ze względu na skalę czasową pomiarów elektrochemicznych, która wynosi sekundy, FSCV jest zbyt szybką metodą, aby mierzyć udział metabolizmu ⁷. Na tych przebiegach natężenia prądu w czasie oś y została przeliczona na stężenie (μM) przy użyciu współczynnika kalibracji poeksperymentalnej. Wstawka do rysunku 1A przedstawia odpowiednie woltamperogramy cykliczne z odjętym tłem dla przebiegów natężenia prądu w czasie. Po naniesieniu zmierzonego natężenia prądu (oś y) względem potencjału przyłożonego do elektrody (oś x), dopamina zostaje zidentyfikowana chemicznie dzięki obserwowanemu piku utleniania przy +0.6 V, a odpowiadający mu pik redukcji dopaminy-orto-chinonu jest obserwowany przy -0.2 V względem elektrody odniesienia Ag/AgCl. Trzecia reprezentacja danych wykorzystuje trójwymiarowy wykres pseudokolorystyczny (rysunek 1B), który łączy informacje z przebiegów natężenia prądu w czasie oraz woltamperogramu cyklicznego w jeden wykres. Na reprezentatywnym wykresie pseudokolorystycznym czas w sekundach naniesiono na oś x, przyłożone napięcie do roboczej mikroelektrody z włókna węglowego na oś y, a natężenie prądu przedstawiono za pomocą kolorów sztucznych na osi z. Dzięki niewielkiemu rozmiarowi mikroelektrod z włókna węglowego (~ 7 μm średnicy), dynamikę dopaminy stymulowanej elektrycznie można wykryć w dyskretnych regionach anatomicznych prążkowia (CPu versus rdzeń NAc versus otoczka NAc; rysunek 2).

Zaletą zastosowania koronalnych przekrojów prążkowia jest wyeliminowanie wpływu ciał komórek dopaminergicznych, co umożliwia badanie presynaptycznej dynamiki dopaminy. Presynaptyczna kontrola uwalniania i wychwytu dopaminy nie ogranicza się wyłącznie do funkcji autoreceptorów lub transporterów dopaminy, co wykazali inni badacze ^{16, 17}. Heteroreceptory innych układów neurotransmiterowych również modulują dynamikę dopaminy ^{18, 19}. Reprezentatywne przebiegi prądu w funkcji czasu przedstawione na Ryc. 3A pokazują, że po traktowaniu przekrojów 1 μM quinpirole (agonistą receptora D2/D3) przez 30 minut obserwuje się spadek elektrycznie indukowanego uwalniania dopaminy. Z kolei w przypadku perfuzji przekroju substratem dla transportera dopaminy, takim jak metamfetamina, przez 30 minut nie obserwuje się różnic w uwalnianiu dopaminy (Ryc. 3B). Przesunięcie fazy zaniku piku w prawo jest zazwyczaj związane ze zmianami w kinetyce transportera dopaminy (K_m) ³. Wreszcie, Ryc. 3C przedstawia reprezentatywny przebieg prądu w funkcji czasu po kąpieli przekroju w roztworze brain-derived neurotrophic factor (BDNF) o stężeniu 100 ng/mL, który według hipotez wpływa na dynamikę uwalniania dopaminy ^{20, 21}. Z tego reprezentatywnego przebiegu wynika, że BDNF ma zdolność do zwiększania elektrycznie indukowanego uwalniania dopaminy. Podsumowując, powyższe zabiegi farmakologiczne podkreślają użyteczność FSCV w badaniu dynamiki dopaminy w obrębie prążkowia.

Głównym ograniczeniem wykorzystania skrawków mózgu do badania presynaptycznej dynamiki dopaminy za pomocą FSCV jest utrata sieci neuronowych z nienaruszonego mózgu. W przypadku FSCV na skrawkach nie jest możliwe badanie wpływu neurotransmiterów z innych obszarów mózgu, co utrudnia zrozumienie wkładu tych systemów w funkcjonalność badanego obszaru (np. prążkowia) lub ocenę poziomów dopaminy w warunkach braku stymulacji. Jednakże ostatnie postępy techniczne w FSCV umożliwiły pomiary przejściowe dopaminy (ze stymulacją elektryczną i bez niej) u swobodnie poruszających się szczurów w odpowiedzi na manipulacje farmakologiczne, samopodawanie lub nowość ^{22 - 24}. Podsumowując, FSCV na skrawkach dostarcza cennych informacji na temat presynaptycznej dynamiki dopaminy, a połączenie wyników FSCV na skrawkach z komplementarnymi technikami neurochemicznymi, takimi jak mikrodializa, elektrofizjologia i/lub FSCV u swobodnie poruszających się zwierząt, oferuje bardziej kompleksowy wgląd w funkcjonowanie neurotransmiterów w mózgu.

Rysunek 1. Elektronicznie wywołane uwalnianie dopaminy mierzone za pomocą FSCV po stymulacji pojedynczym impulsem w skrawkach grzbietowej części CPu myszy C57Bl/6J. (A) Przebieg stężenia w czasie, w którym uwalnianie dopaminy zostało wywołane pojedynczym impulsem (czerwona strzałka). Pojedyncza gwiazdka oznacza czynniki przyczyniające się do wzrostu stężenia, co wynika głównie z uwalniania dopaminy, choć wpływ mają również wychwyt i dyfuzja. Podwójna gwiazdka oznacza powrót sygnału szczytowego do linii bazowej, co wynika głównie z wychwytu, ale także z dyfuzji. Wstawka przedstawia odpowiadające im cykliczne woltamperogramy. (B) Reprezentatywne wykresy kolorystyczne z grzbietowej części CPu przedstawiają czas (oś x), potencjał przyłożony do mikroelektrody z włókna węglowego względem elektrody odniesienia Ag/AgCl (oś y) oraz prąd w pseudokolorach.

Rycina 2. Uwalnianie dopaminy wywołane pojedynczym impulsem stymulacji elektrycznej (oznaczonym czerwoną strzałką) w rdzeniu i otoczce NAc u myszy C57Bl/6J. (A i C) Krzywe zależności stężenia od czasu oraz odpowiadające im woltamperogramy cykliczne (wstawka) z rdzenia i otoczki NAc. (B i D) Zgodnie z wcześniejszym opisem, reprezentatywne wykresy kolorystyczne z rdzenia i otoczki NAc.

Rysunek 3. Reprezentatywne zapisy po potraktowaniu skrawka środkiem farmakologicznym przez 30 minut; we wszystkich przypadkach użyto pojedynczego impulsu w celu wywołania uwalniania dopaminy w CPu. (A) Zastosowanie agonisty receptora dopaminowego D2, kwinpirolu (zapis czerwony) w porównaniu z okresem przed traktowaniem (zapis czarny). (B) Perfuzja metamfetaminą (zapis fioletowy) w porównaniu z okresem przed traktowaniem (zapis czarny). (C) Zdolność czynnika neurotroficznego pochodzenia mózgowego do wpływania na dynamikę dopaminy (zapis niebieski) w porównaniu z okresem przed traktowaniem (zapis czarny).

Dyskusja

Przedstawiony tutaj protokół demonstruje, jak przygotować i wykorzystać koronalne skrawki mózgu myszy do eksperymentów FSCV. Chociaż metoda ta jest specyficzna dla pozyskiwania i pomiaru dynamiki dopaminy, inne neuroprzekaźniki, takie jak adenozyna, nadtlenek wodoru, norepinefryna i serotonina, były monitorowane in vivo lub in vitro za pomocą FSCV ^{3, 8 - 11}. FSCV można wykorzystać do monitorowania niektórych z tych innych neurochemikaliów poprzez proste modyfikacje kształtu fali przykładanej ...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Chlorek potasu	Fisher Scientific	7447407
Chlorek sodu	EMD Milipory	7647145
Chlorek magnezu	Fisher Scientific	7791186
Chlorek wapnia	Fisher Scientific	10035048
Wodorowęglan sodu	EMD Milipore	144558
Fosforan sodu, Dwuzasadowy	EMD Milipore	7558794
D-glukoza	Fisher Scientific	50997
Kwas askorbinowy	Fisher Scientific	50817
Sacharoza	Fisher Scientific	57501
Włókno węglowe	Goodfellow
Kapilara szklana	A-M Systems	602000
Srebrny drut	AM Systems	787000
Wolframowa elektroda stymulująca	Tworzywa sztuczne Jeden
drut
Drut ołowiany	Squires Electronics, Cornelius, OR
Klej błyskawiczny Loctite 404	Hankal Corp.
Żyletka	World Precision Instruments, Inc.
BD Igła do rdzenia kręgowego	BD Biosciences	REF 405234
Ostrze chirurgiczne	Feather Safety Razor Co, Ltd.
TH software	ESA Inc., Chelmsford, MA
Zanurzeniowa komora rejestracyjna	Custom Scientific
Neorolog stimulus isolator	Digitimer Sp. z o.o.	NL800A
Automatyczny regulator temperatury	Warner Instruments
Microscope (SZX7)	Olympus Corporation
	Mikroskop Fisher Scientific
System sekcyjny Vibratome 3000	St. Louis , MO.
Pompa perfuzyjna	Watson-Marlow Pumps Group	H110708
Ściągacz do mikropipet	Narishige International
ChemClamp potencjostat	Dagan Corporations