Przewlekła kanulacja naczyń krwionośnych u szczura jest często wymagana w celu podawania substancji, pobierania próbek krwi w określonym czasie lub bezpośredniego pomiaru ciśnienia tętniczego u zwierząt świadomych. Przedstawiona zostanie technika kanulacji tętnicy udowej szczura oraz odpowiadające jej pomiary ciśnienia krwi u świadomego zwierzęcia.
Artykuł metodologiczny
Kaniulacja tętnicy i żyły udowej w celu pobierania krwi, podawania leków oraz pomiaru ciśnienia tętniczego i częstości akcji serca u zwierząt świadomych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
W wielu dziedzinach nauki w badaniach laboratoryjnych niezbędny jest dostęp do układu krwionośnego. Badania farmakologiczne na szczurach z wykorzystaniem przewlekle implantowanych cewników pozwalają badaczowi na efektywne i humanitarne podawanie substancji, wielokrotny pobór krwi oraz pomiary ciśnienia krwi i częstości akcji serca u zwierząt przytomnych. Po implantacji cewnika możliwe jest długotrwałe pobieranie próbek. Drożność i żywotność cewnika zależą od wielu czynników, w tym od stosowanego roztworu blokującego, schematu płukania oraz materiału cewnika. W niniejszym filmie zaprezentowano metodologię kaniulacji tętnicy i żyły udowej u szczura. Ponadto film demonstruje zastosowanie cewników żylnych i tętniczych udowych do pobierania krwi, podawania leków oraz wykorzystanie cewnika tętniczego do pomiarów ciśnienia tętniczego i częstości akcji serca u przytomnego, swobodnie poruszającego się szczura. Link i szelga przymocowane do systemu obrotowego (swivel) umożliwiają przetrzymywanie zwierzęcia oraz pobieranie próbek przez badacza przy minimalnym stresie dla zwierzęcia. Aby zachować drożność cewnika, wymagana jest staranna codzienna pielęgnacja z użyciem roztworu blokującego (100 U/ml soli fizjologicznej z heparyną), igieł do strzykawek z zaokrągloną końcówką oraz filtrów strzykawkowych w celu zminimalizowania potencjalnego zanieczyszczenia. Dzięki starannym aseptycznym technikom chirurgicznym, odpowiednim materiałom i rzetelnym technikom konserwacji cewników, możliwe jest utrzymanie drożności cewników i zdrowia zwierząt przez długi czas (kilka tygodni).
Protokół
1. Przed rozpoczęciem procedury chirurgicznej
Uwaga: Przed rozpoczęciem jakichkolwiek procedur na zwierzętach należy upewnić się, że uzyskano odpowiednie zezwolenia od swojej instytucji lub organizacji. Podobnie jak w przypadku wszystkich zabiegów chirurgicznych z przeżyciem, należy upewnić się, że operacja jest przeprowadzona w warunkach sterylnych, a w celu uzyskania pomyślnego wyniku zastosowano odpowiednie leki przeciwbólowe i antybiotyki.
- Przed rozpoczęciem procedury cewnikowania należy sprawdzić drożność cewników, przepłukując je sterylną solą fizjologiczną.
- Znieczulić szczura.
- Przygotować szczura do zabiegu chirurgicznego.
- Wygolić sierść z obszarów operacyjnych, obejmujących kark (między łopatkami) oraz wewnętrzną stronę kończyny.
- Oczyścić wygolone obszary operacyjne, kolejno używając Betadinu oraz 70% etanolu, przecierając skórę kolistymi ruchami od środka na zewnątrz. Powtórzyć tę czynność 3 razy dla każdego obszaru, kończąc ostatnim oczyszczaniem 70% etanolem.
- Umieścić zwierzę na sterylnej powierzchni i przykryć obszary operacyjne sterylną ściereczką. (Użycie folii Press-n-Seal jest idealnym sposobem zabezpieczenia pola operacyjnego, umożliwiającym badaczowi monitorowanie zwierzęcia przez cały czas trwania procedury).
- Upewnić się, że wszystkie narzędzia chirurgiczne przeznaczone do zabiegu zostały wysterylizowane.
2. Przygotowanie obszarów chirurgicznych do wprowadzenia cewnika
- Przy szczurze w pozycji brzusznej (na brzuchu), wykonaj nożyczkami lub skalpelem poziome nacięcie o długości około ½ cala (12 mm) na karku, na poziomie łopatek, a następnie poprzez tępą dyssekcję utwórz podskórną „kieszeń” na grzbiecie o rozmiarze zbliżonym do ćwiartaka monety. Służyć ona będzie jako miejsce na umieszczenie krótkiego odcinka cewnika, który zrekompensuje wzrost i/lub ruchy zwierzęcia, tak aby cewnik nie był naciągany, a w konsekwencji nie został wysunięty z tętnicy, w której został umieszczony. (Alternatywnie krok ten można wykonać bezpośrednio przed tunelizacją cewnika).
- Ułóż szczura na plecach (pozycja grzbietowa) i wykonaj nacięcie w okolicy pachwinowej [nacięcie o długości około ½ cala (12 mm) wzdłuż naturalnego kąta tylnej kończyny].
- Wykonaj tępą dyssekcję, aby oddzielić tkankę łączną (Rycina 1) (można użyć nożyczek tępych, kleszczyków hemostatycznych, patyczków bawełnianych itp.) (zazwyczaj trzymając nożyczki tępym końcem i/lub patyczki bawełniane pod kątem 45 stopni, co ułatwia lokalizację obszaru zainteresowania) aż do odsłonięcia tętnicy i żyły udowej.
- Żyła ma ciemnoczerwony kolor, natomiast tętnica jest jaśniejsza i bardziej przejrzysta niż żyła. Nerw przebiegający wzdłuż tętnicy ma białawy odcień.
- Wykonaj tępą dyssekcję w obrębie kończyny, aby stworzyć niewielki otwarty obszar pod skórą (tzn. kieszeń o rozmiarze około ćwiartaka monety) wzdłuż wewnętrznej strony nogi w celu umieszczenia krótkiego odcinka cewnika (ponownie, aby uwzględnić ruchy zwierzęcia oraz jego wzrost w przypadku implantacji chronicznej).
- Umieść rozwieracze w obszarze nacięcia, aby uzyskać pełną widoczność tętnicy i żyły.
- Używając pęsety z cienkim końcem, delikatnie odsuń od tętnicy i żyły nerw (koloru białawego), który przebiega wzdłuż tętnicy udowej. (Rycina 2) Należy uważać, aby nie przeciąć ani nie uszkodzić nerwu.
- Oddziel tętnicę i żyłę jako jedną jednostkę, starając się odsłonić odcinek tętnicy/żyły o długości około ¼ cala (5-7 mm).
- Powtórz proces oddzielania żyły od tętnicy. Trzymaj instrumenty chirurgiczne (np. pęsetę z cienkim końcem) prostopadle do naczyń i rozdzielaj naczynia równolegle. Pomaga to uniknąć rozerwania, nakłucia lub uszkodzenia naczyń. Powoli oddzielaj naczynia, delikatnie wsuwając pęsetę z cienkim końcem od spodu między tętnicę a żyłę i powoli ją rozwierając. Uwaga: w przypadku rozerwania lub zauważenia krwawienia użyj sterylnego patyczka bawełnianego i/lub gazy 2 x 2 i uciskaj obszar do momentu zatrzymania krwawienia, a następnie kontynuuj operację.
3. Przesuwanie cewnika pod skórą
- Połóż sterylną gazę 2 x 2 nasączoną solą fizjologiczną na nacięciu i ułóż zwierzę na brzuchu.
- Wprowadź kleszczyki Rochester Pean (długie kleszczyki proste) do wykonanego wcześniej nacięcia na grzbiecie i prowadź je podskórnie wzdłuż grzbietu do poziomu bioder [należy upewnić się, że końcówki kleszczyków są skierowane do góry (nie w stronę kręgosłupa), aby uniknąć uszkodzenia rdzenia kręgowego]. W okolicy bioder skieruj końcówkę kleszczyków w stronę nacięcia wykonanego w okolicy nogi i wyprowadź końcówkę kleszczyków przez to nacięcie.
- Delikatnie chwyć końce cewników (nie ten koniec, który zostanie wprowadzony do tętnicy/żyły) za pomocą kleszczyków i ostrożnie przeciągnij cewniki przez utworzony kanał, aż zostaną wyprowadzone przez nacięcie na szyi.
- Przymocuj odpowiednią strzykawkę z igłą o stępowanej końcówce, wypełnioną Heparyną/solą fizjologiczną w stężeniu 20 U/ml, do końców poszczególnych cewników i napełnij cewniki (upewniając się, że nie ma pęcherzyków powietrza) roztworem heparynowym/solą fizjologiczną. Ponownie sprawdź, czy cewniki są drożne i czy nie uległy uszkodzeniu. Pozostaw strzykawki przymocowane do końców linii cewnikowych, aby zapobiec przedostaniu się powietrza do cewek, a następnie ponownie ułóż szczura na plecach.
4. Wprowadzanie cewników do żyły i tętnicy udowej (Rysunek 3)
- Umieść złożony kawałek sterylnej nici jedwabnej 4.0 pod żyłą udową, a następnie przetnij jedwab na złożonym końcu. Pod żyłą znajdą się teraz dwa kawałki jedwabiu. Alternatywnie można umieścić dwa osobne kawałki nici jedwabnej 4.0 pod żyłą.
- Rozdziel nici umieszczone pod żyłą: jeden koniec skieruj w stronę nogi (koniec dystalny), a drugi w stronę ciała. Zawiąż luźną ligaturę po stronie najbliższej ciału, a następnie za pomocą małych kleszczyków hemostatycznych chwyć jedwab i napnij go, ale nie zaciśnij węzła. Przeciągnij drugi kawałek jedwabiu jak najdalej w stronę nogi (koniec dystalny) i zawiąż go w potrójny węzeł, po czym chwyć jedwab małymi kleszczykami hemostatycznymi i napnij. Metoda ta pozwoli na wypełnienie żyły krwią, co ułatwi wykonanie nacięcia niezbędnego do wprowadzenia cewnika (krok 4).
- Nanieś 1-2 krople lidokainy na żyłę.
- Za pomocą mikronożyc Vanna wykonaj niewielkie nacięcie w żyle, przechodząc przez około ¼ jej szerokości, pod kątem 45 stopni.
- Wprowadź pęsetę z cienkimi końcówkami (pęseta 45) do nacięcia i za pomocą drugiej pęsety ostrożnie wprowadź cewnik żylny. Delikatnie rozchyl pęsetę umieszczoną w żyle, co pozwoli badaczowi na łagodne wsuniecie cewnika żylnego pod pęsetę i do wnętrza żyły.
- Gdy cewnik zostanie w pełni wprowadzony (ok. 6-7 cm) (podczas przygotowania cewnika nanosi się na nim oznaczenie, które pomaga chirurgowi zidentyfikować moment pełnego wprowadzenia) (cewnik żylny znajduje się wówczas w żyle głównej brzusznej), zaciśnij przednią ligaturę wokół żyły i cewnika, zawiązując potrójny węzeł (należy upewnić się, że nie zamyka on światła żyły). Wykorzystaj nić jedwabną przy nodze (ligatura tylna), aby ponownie zabezpieczyć cewnik (potrójny węzeł) i zapewnić jego stabilne położenie. Powoli odciągnij tłok strzykawki, aż w cewniku pojawi się niewielka ilość krwi, co pozwoli upewnić się, że węzły szwów nie są zbyt ciasne i że cewnik jest funkcjonalny. Po sprawdzeniu wciśnij tłok, aż krew przestanie być widoczna w cewniku.
Uwaga: w razie potrzeby do żyły udowej można wprowadzić 2 cewniki. - Powtórz kroki 9-13, aby wprowadzić cewnik do tętnicy udowej, z następującymi wyjątkami:
- Zawiąż nić najbliższą nodze (tylną) potrójnym węzłem i napnij ją przed zawiązaniem luźnej ligatury przy ciele (przedniej) i przed wykonaniem nacięcia na wprowadzenie cewnika. Pozwoli to na wypełnienie tętnicy krwią, co ułatwi jej przecięcie. Upewnij się, że szew proksymalny jest napnięty, aby zamknąć tętnicę przed jej przecięciem. Pozwoli to uniknąć utraty krwi podczas nacinania.
- Wprowadź cewnik tętniczy na głębokość około 5 cm od tętnicy udowej (cewnik znajdzie się wówczas w aorcie brzusznej).
- Podczas zabezpieczania cewnika szwem upewnij się, że szew nie jest zbyt ciasny i nie uciska cewnika.
5. Zakończenie zabiegu chirurgicznego
- Utwórz w cewnikach pętlę o rozmiarze od 1 do 2,5 cm i umieść ją wewnątrz nogi (pętla powinna zmieścić się w obszarze poddanym wcześniej tępej dyssekcji). Po umieszczeniu obu cewników przymocuj je do warstwy mięśniowej za pomocą 1-2 szwów z nici chirurgicznej 5.0.
- Zamknij nacięcie za pomocą nici Ethilon 4.0, stosując szwy przerywane.
- Połóż szczura na brzuchu, utwórz kolejną pętlę w cewnikach o rozmiarze około 2,5 cm i umieść ją w kieszeni wypreparowanej na plecach. Zamknij nacięcie szwem.
- Używając kropli kleju Vetbond, przymocuj cewniki na plecach.
- Zaciśnij cewniki w pobliżu nacięcia na plecach za pomocą wyścielonych kleszczyków hemostatycznych i usuń strzykawki z ich końców.
- Załóż szczurowi kamizelkę typu tether, załóż kapturki na cewniki (aby utrzymać blokadę heparynową) i usuń wyścielone kleszczyki hemostatyczne.
--W celu długoterminowego utrzymania cewnika należy zastąpić roztwór soli fizjologicznej heparyną w stężeniu 20 U/ml w roztworze soli fizjologicznej.
6. Konserwacja cewnika (podczas procedury należy używać sterylnych rękawiczek)
- Zaciśnij cewnik za pomocą wyłożonych watą kleszczyków.
- Zdejmij korek cewnika.
- Nałóż na cewnik strzykawkę z tępym końcem zawierającą roztwór blokujący.
- Zwolnij zacisk kleszczyków.
- Wypełnij cewnik roztworem blokującym (objętość jest określona wcześniej – zazwyczaj 0,3 ml).
- Zaciśnij cewnik podczas płukania, aby zapobiec cofaniu się krwi do końcówki cewnika, a następnie wyjmij strzykawkę.
- Załóż korek cewnika.
- Zwolnij zacisk kleszczyków i delikatnie dociśnij korek, aby upewnić się, że w końcówce cewnika nie znajduje się krew.
7. Pobieranie krwi (podczas procedury należy nosić sterylne rękawiczki)
Zaciśnij cewnik za pomocą kleszczyków z nakładkami.
- Zdejmij korek cewnika.
- Powoli odciągnij roztwór blokujący za pomocą strzykawki z tępym końcem i go zutylizuj.
- Przymocuj strzykawkę do pobierania próbek do cewnika i powoli pobierz próbkę.
- Zaciśnij cewnik za pomocą wyściełanych kleszczyków, nałóż na cewnik strzykawkę z roztworem blokującym i ponownie napełnij cewnik tym roztworem.
- Utrzymuj cewnik w zaciśnięciu podczas ponownego napełniania go roztworem.
- Ponownie włóż korek cewnika.
- Zdejmij wyściełane kleszczyki i delikatnie dociśnij korek nieco głębiej.
8. Infuzja leku
- Zaklemować cewnik za pomocą kleszczyków z nakładkami.
- Usunąć korek z cewnika.
- Powoli odessać roztwór blokujący za pomocą strzykawki z tępym końcem i go zutylizować.
- Podłączyć strzykawkę z lekiem do cewnika i podać substancję zwierzęciu.
- W przypadku konieczności wykonania wielu wstrzyknięć można zastosować kurek trójdrożny jako element pośredni, co pozwoli ograniczyć ilość podawanych płynów.
- Do ciągłych infuzji można również podłączyć pompę strzykawkową do stałego wlewu z filtrem sterylnym.
- Zaklemować cewnik kleszczykami z nakładkami, podłączyć strzykawkę z roztworem blokującym do cewnika i ponownie wypełnić cewnik tym roztworem.
- Utrzymywać cewnik w zaklemowaniu podczas jego ponownego wypełniania roztworem.
- Ponownie włożyć korek do cewnika.
- Zdjąć kleszczyki z nakładkami i delikatnie wcisnąć korek nieco głębiej.
9. Pomiar ciśnienia krwi i częstotliwości akcji serca
- ZaklemCompilerServices cewnika tętniczego za pomocą wyłożonych watą kleszczyków i usuń korek cewnika.
- Podłącz linię tętniczą do przetwornika ciśnienia.
- Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta dotyczącymi obsługi oprogramowania do rejestracji ciśnienia krwi.
- Po zakończeniu okresu monitorowania ciśnienia krwi, używając wyłożonych watą kleszczyków, zaklemCompilerServices cewnik i odłącz go od przetwornika.
- Przepłucz cewnik roztworem blokującym i ponownie załóż korek cewnika zgodnie z powyższym opisem.
10. Reprezentatywne wyniki
Reprezentacyjny pomiar ciśnienia tętniczego u świadomego, swobodnie poruszającego się zwierzęcia przedstawiono na rysunku 4. W celu podniesienia ciśnienia tętniczego do żyły udowej podano fenylefrynę (3 ug/kg, iv), która jest agonistą receptorów adrenergicznych $\alpha_1$, jednocześnie mierząc ciśnienie tętnicze z linii tętnicy udowej. Następnie, w celu obniżenia ciśnienia tętniczego, podano fentolaminę (4 mg/kg, iv), będącą nieselektywnym antagonistą receptorów $\alpha$-adrenergicznych.
Rycina 1. Rozczepianie tępe tkanki. Po ułożeniu szczura na plecach należy wykonać nacięcie o długości około ½ cala (12 mm) w kącie nogi tylnej, a następnie za pomocą tępych nożyczek lub kleszczyków hemostatycznych rozczepić tępo tkankę łączną, aby odsłonić tętnicę i żyłę udową.
Rysunek 2. Oddzielenie tętnicy i żyły udowej od tkanki łącznej.
Rycina 3. Wprowadzenie cewnika. Za pomocą mikro-nożyczek dyssekcyjnych Vanna wykonaj niewielkie nacięcie naczynia pod kątem 45 stopni, sięgające około ¼ jego szerokości (góra), wprowadź pęsetę z cienkimi końcówkami w nacięcie i za pomocą drugiej pęsety wprowadź cewnik do naczynia (środek). Na koniec, po zakończeniu wprowadzania cewnika, przymocuj go w miejscu za pomocą szwu (dół).
Rysunek 4. Reprezentatywny pomiar ciśnienia krwi wykonany u świadomego, swobodnie poruszającego się zwierzęcia.
Dyskusja
Kaniulacja tętnic i żył była historycznie stosowana zarówno do ostrego, jak i chronicznego monitorowania ciśnienia tętniczego, pobierania próbek krwi oraz podawania substancji w eksperymentalnym modelu szczura1-4. Główną zaletą tych zabiegów chirurgicznych jest umożliwienie przeprowadzania procedur monitorujących, w tym pobierania krwi, podawania leków i pomiaru ciśnienia krwi, przy minimalnych zakłóceniach i/lub stresie dla zwierzęcia1. Liczni badacze opisali protokoły i opracowali specyficzne metodologie, według których ich laboratoria przeprowadzają ten zabieg chirurgiczny5-8. Film oraz ilustracje demonstrują metodę kaniulacji tętnicy i żyły udowej, która okazała się skuteczna w naszym laboratorium.
Szczury są powszechnie wykorzystywane w laboratoriach w wielu badaniach naukowych ze względu na niewielkie rozmiary oraz łatwość w obchodzeniu się z nimi. Istnieje kilka miejsc, w których można umieścić przewód do cewnikowania chronicznego, w tym między innymi żyłę szyjną, aortę brzuszną, tętnicę szyjną i tętnicę udową. Umiejscowienie cewnika w tętnicy udowej szczura pozwala na wydłużenie okresu drożności cewnika oraz zapewnia najszybszy powrót zwierzęcia do masy ciała sprzed operacji w porównaniu z innymi lokalizacjami cewników9.
Liczni badacze wykorzystywali cewniki indwelling do pobierania próbek krwi zarówno w trybie ostrym, jak i przewlekłym1-5,11-13. W wielu badaniach od zwierzęcia wymagane jest wielokrotne pobranie krwi, a zewnętrzna kanulacja/cewetyzacja jest jedną z metod zaletną ze względu na jej nietraumatyczny charakter; ponadto można ją przeprowadzić, gdy zwierzę jest przytomne, zatem nie jest ona ograniczona przez działanie środków anestetycznych, a zwierzę może swobodnie się poruszać1,10. Najlepsza metoda pozyskiwania próbek krwi i pomiaru hormonów stresu u gryzoni była od dawna przedmiotem dyskusji6,13. W odniesieniu do badań farmakokinetycznych, cewnicowanie zwierzęcia badawczego umożliwia powtarzalne pobieranie krwi przy minimalnym ograniczeniu ruchomości w przypadku zastosowania systemu cewnika implantowanego przewlekle. Dodatkowo badania wykazały obniżone stężenia podstawowe adrenaliny, noradrenaliny i dopaminy w osoczu swobodnie poruszających się szczurów (cewnik żylny) w porównaniu ze zwierzętami, które były poddawane manipulacjom (30 sekund) i/lub unieruchomieniu (5 minut)14. Dodatkową metodą rozpoznawania wzrostu poziomu stresu jest pomiar stężeń kortykosteronu w osoczu. Wcześniej sugerowano, że nawet po trzech do czterech dniach czasu regeneracji pooperacyjnej stężenia kortykosteronu w osoczu u szczurów z przewlekłą kanulacją pozostawały podwyższone15. Jednakże niedawne ulepszenia w metodologii wykazały, że nie ma różnic w podstawowych stężeniach kortykosteronu w osoczu u szczurów z kanulacją żyły szyjnej w porównaniu ze szczurami bez kanulacji16. Ponadto metodologia HPLC w analizie kortykosteronu ujawniła również, że stężenia kortykosteronu wzrastają pod wpływem stresu związanego z unieruchomieniem, pozostając jednak stabilne po cewnikowaniu żyły szyjnej16.
Kolejnym zastosowaniem przewlekłego kaniulowania jest pomiar ciśnienia tętniczego oraz częstości akcji serca u gryzoni. W celu pomiaru ciśnienia krwi i tętna u szczura stosuje się wiele metodologii; należą do nich nieinwazyjne metody z użyciem mankietu na ogonie, procedury radiotelemetryczne oraz bezpośrednie kaniulacje z pozostawieniem cewnika. Każda z tych metod ma swoje zalety i wady, które zostały szczegółowo opisane w innych publikacjach. Wypełnione cieczą cewniki indwelacyjne mogą być implantowane do wielu tętnic w organizmie szczura. Tętnica udowa jest tylko jedną z tętnic, która może być wykorzystana do tego pomiaru. W przypadku pomiarów ciśnienia krwi i częstości akcji serca, dystalny koniec cewnika jest podłączony do skalibrowanego przetwornika ciśnienia. Cewnik może być umieszczony w ochronnej sprężynie połączonej z obrotowym złączem, co umożliwia swobodne poruszanie się zwierzęcia, lub przymocowany do guzika implantowanego chirurgicznie w organizmie zwierzęcia. Cewniki indwelacyjne mają tę zaletę, że minimalizują długotrwały stres u zwierzęcia17,18. Ponadto materiały są niedrogie, kalibracja dla pomiarów ciśnienia jest łatwa, a ciągłe pomiary długoterminowe można uzyskiwać przez wiele tygodni w warunkach stosunkowo niskiego stresu19. Należy również wspomnieć o wadach tej techniki, do których należą m.in. fakt, że jest to metoda chirurgicznie inwazyjna, konieczność konserwacji cewnika w celu utrzymania jego drożności, ryzyko uszkodzenia tętnicy podczas implantacji cewnika oraz potencjalne ryzyko infekcji.
W przypadku przewlekłych pomiarów ciśnienia krwi bezpośrednie rejestracje z przewlekłe implantowanych cewników tętniczych są bardziej wymagające technicznie, lecz są dokładniejsze i mogą być wykonywane w sposób ciągły, bez niepokojenia zwierzęcia. Pomiary metodą mankietu ogonowego są mniej dokładne; nie wymagają one jednak zabiegu chirurgicznego i mogą być również powtarzane. Metodyka z użyciem mankietu ogonowego wymaga manipulacji zwierzęciem oraz jego podgrzewania w celu rozszerzenia naczyń w ogonie, co ułatwia wykrycie tętna20. Manipulacje oraz dodatkowy stres cieplny mogą wpływać na pomiary ciśnienia krwi, przez co nie zapewniają one w pełni dokładnych wyników. Co więcej, pośrednia metoda mankietu ogonowego nie umożliwia łatwego jednoczesnego pobierania próbek krwi lub podawania leków.
Dodatkową metodą pozwalającą na uzyskanie bezpośredniego pomiaru jest zastosowanie metodologii telemetrycznej. Telemetria umożliwia wysokiej jakości ciągłe rejestracje ciśnienia krwi (oraz innych parametrów) przez długi czas u świadomych, swobodnie poruszających się zwierząt, bez konieczności ich unieruchamiania lub stosowania środków znieczulających18. Urządzenia telemetryczne, choć idealne, są jednak bardzo kosztowne. W porównaniu z telemetrią zalety kaniulacji obejmują: niższe koszty przygotowania i eksploatacji, możliwość łatwego podawania leków oraz pobierania próbek krwi u świadomych, swobodnie poruszających się zwierząt. Podawanie leków i substancji oraz pobieranie próbek krwi od zwierzęcia badawczego może być wykonywane przy minimalnym zakłócaniu spokoju zwierzęcia, co ogranicza stres i pozwala na uzyskanie dokładniejszego pomiaru.
Oświadczenia
Produkcja i bezpłatny dostęp do niniejszego artykułu wideo są sponsorowane przez ADInstruments.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować dr. Andrew Kingowi, PhD oraz Katrinie King za wkład w przygotowanie ilustracji. Grant NIH: R00HL087927.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze | |
|---|---|---|---|---|
| Kaniula tętnicza | Materiały zużywalne | Infuzja SAI | RFA-01 | |
| Kaniula żylna | Materiały eksploatacyjne | Scientific Commodities Inc. | BB518-20 & BB31785-V/2 | |
| Igła tępokrawędziowa 27G 1/2" | Sprzęt | Integrated Dispensing Solutions, Inc. | 9991113 | |
| igła tępa 23G 1/2" | Sprzęt | Integrated Dispensing Solutions, Inc. | 9991109 | |
| PowerLab/8SP | Sprzęt |  ADInstruments | ML765 | |
| Most Quad Bridge | Sprzęt | ADInstruments | ML118 | |
| LabChart 7.2 | Oprogramowanie | ADInstruments | ||
| Przetwornik ciśnienia tętniczego z kurkiem & Kabel | Sprzęt | ADInstruments | MLT844 | |
| Jednokanałowy przegub obrotowy | Sprzęt | Instech Laboratories, Inc | 375/22PS | |
| Jednoosiowy uchwyt obrotowy z przeciwwagą | Sprzęt | Instech Laboratories, Inc | CM375BP | |
| Szelki do infuzji Covance | Sprzęt | Instech Laboratories, Inc | CIH105 | |
| Nadzbiórkowy aparat do znieczulenia izofluranem | Sprzęt | Protech International, Inc. | 61020 | |
| Maska anestezjologiczna dla gryzoni | Sprzęt | Protech International, Inc. | RAM-02 | |
| Komora indukcyjna dla gryzoni | Sprzęt | Protech International, Inc. | RIC-01 | |
| Kanister z filtrem gazów anestezjologicznych | Wyposażenie | Protech International, Inc. | 80120 | |
| Blatowa komora z laminarnym przepływem powietrza | Sprzęt | Sentry Air Systems, Inc. | SS-200-WSL | |
| Oster Golden A5 | Sprzęt | Oster Professional Products | 78005-140 | |
| Światło światłowodowe z podwójnym gęsim szyją (elastycznym ramieniem) | Sprzęt | LW Scientific, Inc. | ILL-1502-DGG1 | |
| Podkładka izotermiczna Deltaphase | Sprzęt | Braintree Scientific, Inc. | 39DP | |
| Patyczki z bawełnianym końcem | Materiały eksploatacyjne | Solon Manufacturing Company | 36200 | |
| Gaziki 5 cm x 5 cm | Materiały eksploatacyjne | Kendall | 2146 | |
| Nylonowa nić chirurgiczna 5-0 | Materiały eksploatacyjne | Ethicon Inc. | 661G | |
| szew jedwabny 4-0 | Materiały eksploatacyjne | Deknatel | 8-S, 136075-0208 | |
| Klej tkankowy | Materiały eksploatacyjne | 3M | 1469SB | |
| Drzazga & Kleszczyki do fiksacji | Sprzęt | George Tiemann & Co. | 160-55 | |
| Pinceta anatomiczna studencka | Sprzęt | Fine Science Tools | 91121-12 | |
| Mikropincety/Pincety Brackena | Sprzęt | George Tiemann & Co. | 10-1942 | |
| Pęseta Graefe bardzo precyzyjna | Sprzęt | Fine Science Tools | 11152-10 | |
| Portażka Olsena-Hegara | Sprzęt | Fine Science Tools | 12002-12 | |
| Kleszczyki hemostatyczne Halsteda-Mosquito dla studentów | Sprzęt | Fine Science Tools | 91308-12 | |
| Kleszczyki Rochester-Pean | Sprzęt | Instrumenty do badań biomedycznych | 31-1640 | |
| Nożyczki chirurgiczne studenckie | Sprzęt | Fine Science Tools | 91402-12 | |
| Pinceta Dumonta | Sprzęt | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Nożyczki do mikrodysekcji | Sprzęt | George Tiemann & Co. | 160-210 | |
| Nożyczki do strabizmu | Sprzęt | Fine Science Tools | 14075-11 | |
| Kleszczyki hemostatyczne Hartmana | Sprzęt | Fine Science Tools | 13003-10 | |
| Nożyczki tkankowe | Sprzęt | George Tiemann & Co. | 160-150 | |
| Haki chirurgiczne | Sprzęt | Wykonany na zamówienie |
Bibliografia
- Tabata, Y., Chang, T. M. Intermittent vascular access for extracorporeal circulation in conscious rats: a new technique. Artif. Organs. 6, 213-215 (1982).
- Chester, J. F., Weitzman, S. A., Malt, R. A. Implantable device for drug delivery and blood sampling in the rat. J. Appl. Physiol. 59, 1665-1666 (1985).
- Koeslag, D., Humphreys, A. S., Russell, J. C. A technique for long-term venous cannulation in rats. J. Appl. Physiol. 57, 1594-1596 (1984).
- Hall, R. I., Ross, L. H., Bozovic, M., Grant, J. P. A simple method of obtaining repeated venous blood samples from the conscious rat. J. Surg. Res. 36, 92-95 (1984).
- Burt, M. E., Arbeit, J., Brennan, M. F. Chronic arterial and venous access in the unrestrained rat. Am. J. Physiol. 238, H599-H603 (1980).
- Cocchetto, D. M., Bjornsson, T. D. Methods for vascular access and collection of body fluids from the laboratory rat. J. Pharm. Sci. 72, 465-492 (1983).
- Rigalli, A., E, D. L. V. Experimental surgical models in the laboratory rat. , CRC Press. New York. (2009).
- Waynforth, H. B. F.P.A. Experimental and surgical tehcnique in the rat. , Elsevier Academic Press. Burlington. (2007).
- Yoburn, B. C., Morales, R., Inturrisi, C. E. Chronic vascular catheterization in the rat: comparison of three techniques. Physiol. Behav. 33, 89-94 (1984).
- Staub, J. F., Coutris, G. A technique for multiple, high-rate blood samplings via an external cannula in rats. J. Appl. Physiol. 46, 197-199 (1979).
- Steffens, A. B. A method for frequent sampling of blood and continuous infusion of fluids in the rat without disturbing the animal. Physiol. Behav. 4, 833-836 (1969).
- Thrivikraman, K. V., Huot, R. L., Plotsky, P. M. Jugular vein catheterization for repeated blood sampling in the unrestrained conscious rat. Brain. Res. Brain. Res. Protoc. 10, 84-94 (2002).
- Vahl, T. P. Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 289, E823-E828 (2005).
- Buhler, H. U., da Prada, M., Haefely, W., Picotti, G. B. Plasma adrenaline, noradrenaline and dopamine in man and different animal species. J. Physiol. 276, 311-320 (1978).
- Fagin, K. D., Shinsako, J., Dallman, M. F. Effects of housing and chronic cannulation on plasma ACTH and corticosterone in the rat. Am. J. Physiol. 245, E515-E520 (1983).
- Ling, S., Jamali, F. Effect of cannulation surgery and restraint stress on the plasma corticosterone concentration in the rat: application of an improved corticosterone HPLC assay. J. Pharm. Pharm. Sci. 6, 246-251 (2003).
- Fink, G. D., Bryan, W. J., Mann, M., Osborn, J., Werber, A. Continuous blood pressure measurement in rats with aortic baroreceptor deafferentation. Am. J. Physiol. 241, H268-H272 (1981).
- Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J. Pharmacol. Toxicol Methods. 44, 361-373 (2000).
- Wang, J., Tempini, A., Schnyder, B., Montani, J. P. Regulation of blood pressure during long-term ouabain infusion in Long-Evans rats. Am. J. Hypertens. 12, 423-426 (1999).
- Bunag, R. D. Facts and fallacies about measuring blood pressure in rats. Clin. Exp. Hypertens. A. 5, 1659-1681 (1983).
Przedruki i uprawnienia
