Wizualizacja naczyń wieńcowych ma kluczowe znaczenie dla pogłębienia naszej wiedzy na temat chorób układu sercowo-naczyniowego. Opisujemy tutaj metodę perfuzji naczyń wieńcowych myszy radiologicznym silikonem (Microfil) w ramach przygotowania do obrazowania mikrotomografią komputerową (μCT).
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wsteczna perfuzja i wypełnianie naczyń wieńcowych myszy w ramach przygotowania do obrazowania mikrotomografią komputerową
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Wizualizacja układu naczyniowego staje się coraz ważniejsza dla zrozumienia wielu różnych stanów chorobowych. Chociaż istnieje kilka technik obrazowania naczyń, niewiele z nich pozwala na wizualizację całej sieci naczyniowej przy jednoczesnym zachowaniu rozdzielczości umożliwiającej obrazowanie mniejszych naczyń1,2. Ponadto wiele technik odlewania naczyń niszczy otaczającą tkankę, co uniemożliwia dalszą analizę próbki3-5. Jedną z metod pozwalających uniknąć tych problemów jest mikrotomografia komputerowa (μCT). Obrazowanie μCT może być wykonywane z rozdzielczością <10 mikronów, umożliwia tworzenie rekonstrukcji 3D sieci naczyniowej i pozostawia tkankę nienaruszoną do późniejszych analiz (np. histologii i morfometrii)6-11. Jednakże obrazowanie naczyń za pomocą metod μCT ex vivo wymaga wypełnienia naczyń związkiem radiologicznym. W związku z tym dokładne odwzorowanie układu naczyniowego uzyskane za pomocą obrazowania μCT zależy od niezawodnego i całkowitego wypełnienia naczyń. W niniejszym protokole opisujemy technikę wypełniania naczyń wieńcowych myszy w przygotowaniu do obrazowania μCT.
Istnieją dwie dominujące techniki wypełniania naczyń wieńcowych: in vivo poprzez kaniulację i perfuzję wsteczną aorty (lub odgałęzienia łuku aorty) 12-14 oraz ex vivo z wykorzystaniem układu perfuzyjnego Langendorffa 15-17. W niniejszej pracy opisujemy metodę kaniulacji aorty in vivo, która została opracowana specjalnie w celu zapewnienia wypełnienia wszystkich naczyń. Stosujemy niskolepki związek radiokontrastowy o nazwie Microfil, który może przenikać przez najmniejsze naczynia, wypełniając wszystkie kapilary, a także tętniczą i żylną stronę sieci naczyniowej. Naczynia są perfundowane buforem przy użyciu ciśnieniowego systemu perfuzyjnego, a następnie wypełniane preparatem Microfil. Aby zapewnić wypełnienie małych naczyń o wyższym oporze, podwiązujemy duże odgałęzienia odchodzące od aorty, co przekierowuje Microfil do tętnic wieńcowych. Po zakończeniu wypełniania, aby zapobiec wypychaniu Microfilu z niektórych naczyń ze względu na elastyczność tkanki serca, natychmiast po wypełnieniu podwiązujemy dostępne główne punkty wyjścia naczyń. Tym samym nasza technika jest zoptymalizowana pod kątem pełnego wypełnienia i maksymalnego zatrzymania środka wypełniającego, co umożliwia wizualizację kompletnej sieci naczyniowej wieńców – zarówno tętnic, kapilar, jak i żył.
Protokół
1. Przygotowania przed rozpoczęciem
- Napełnij każdą stronę aparatu do perfuzji ciśnieniowej odpowiednio buforem rozszerzającym naczynia (4mg/L papaweryny + 1g/L adenozy w PBS) lub 4% paraformaldehydem (PFA) w PBS.
- Przygotuj strzykawkę insulinową o pojemności 1/2cc (z na stałe przymocowaną igłą 29G ½"), napełniając ją 0,1 ml heparyny w stężeniu 1:100 (roztwór stokowy 5000U/ml) i zginając igłę pod kątem ok. 120 stopni, tak aby ścięcie było skierowane do góry. Postąp analogicznie ze strzykawką 1 ml (z igłą 26G ½") napełnioną 0,3 ml nasyconego roztworu KCl.
2. Odsłonięcie serca i kaniulacja aorty
- Zanurzyć mysz w narkozie, stosując wybrany środek anestetyczny. (Stosujemy przedawkowną mieszaninę Ketaminy/Xylazyny: wtryskiwanie IP 130 mg/kg Ketaminy i 8,8 mg/kg Xylazyny w roztworze soli fizjologicznej).
- Przypiąć zanarkotyzowaną mysz do tacki sekcyjnej stroną brzuszna do góry. Otworzyć jamę brzuszną wykonując nacięcie w linii środkowej i odsunąć skórę, aby odsłonić organy. Przesunąć jelita na bok, aby odsłonić odcinek tylnej żyły głównej (PVC).
- Wstrzyknąć roztwór Heparyny do PVC. Podczas wyciągania igły przykryć otwór po igle aplikatorem z bawełnianym końcem, aby zapobiec wyciekowi, i przytrzymać przez kilka sekund, aż ściana PVC zakrzepnie i zamknie się. Odczekać 2-3 minuty, aż Heparyna rozprowadzi się w krwiobiegu myszy.
- Wypreparować przeponę i klatkę piersiową, aby móc obserwować bijące serce. Powoli wstrzykiwać roztwór KCl do PVC, aż do zatrzymania akcji serca.
- Usunąć wszystkie organy poniżej przepony i wyciąć tylną część ciała myszy, pozostawiając nienaruszony obszar przed przeponą. Usunąć przeponę, uważając, aby przeciąć PVC w pobliżu przepony, tak aby odcinek proksymalny względem serca był łatwy do zlokalizowania w kolejnych krokach.
- Zlokalizować przecięty koniec aorty. Umieścić jeden długi odcinek plecionej nici jedwabnej 6-0 pod aortą, kilka milimetrów przed przeciętym końcem, w taki sposób, aby nić była zagięta z powrotem. Przeciąć tę dłuższą nić na pół, tak aby pod aortą znalazły się dwa odcinki nici. Wprowadzić cewnik angiograficzny do przeciętego końca aorty (Rys. 1A, B) i zawiązać każdą nić podwójnym węzłem, aby utrzymać cewnik na miejscu i zapobiec wyciekowi wynikającemu z przeciwciśnienia w obrębie aorty.
3. Perfuzja i wstrzykiwanie Microfil
- Podłącz kaniulę do aparatury do perfuzji ciśnieniowej (Rys. 2) i rozpocznij perfuzję naczyń buforem rozszerzającym naczynia (Rys. 1C), pompując aparat perfuzyjny do ciśnienia napędowego 100-110 mmHg. Upewnij się ponownie, że bufor przepływa przez tętnice wieńcowe, sprawdzając, czy ciecz wypływa z PVC. Kontynuuj perfuzję przez co najmniej 3 minuty lub do momentu, gdy ciecz wypływająca z PVC stanie się przejrzysta. (Przejdź do kolejnych kroków podczas trwającej perfuzji).
- Przeprowadź dyssekcję żeber i odchyl (lub usuń) klatkę piersiową, aby odsłonić serce. Po odsłonięciu uważaj, aby serce nie wyschło, wyciskając krople buforu na organ z nasączonego buforem kawałka gazy. Usuń grasicę, aby odsłonić łuk aorty. Podwiąż trzy główne odgałęzienia aorty za pomocą plecionej nici jedwabnej 6-0, aby zapewnić przekierowanie cieczy przez tętnice wieńcowe, a nie przez te większe naczynia o niskiej oporności (Rys. 1D).
- Perfuduj serce utrwalaczem przez 15 minut, a następnie przepłucz buforem rozszerzającym naczynia przez co najmniej 2 minuty. W międzyczasie podwiąż obie przednie żyły główne, aby zapobiec wyciekowi Microfil z serca po wstrzyknięciu (Rys. 1E). Załóż szwy wokół PVC i aorty, ale nie zaciśnij ich aż do zakończenia napełniania.
- Przygotuj Microfil (zgodnie z tabelą odczynników) i nabierz go do strzykawki 1 ml. Napełnij kuwetę do dyssekcji wystarczającą ilością wody, aby zakryć kaniulę (aby zapobiec wprowadzeniu pęcherzyków powietrza podczas zmiany rurki perfuzyjnej na strzykawkę z Microfil). Odłącz aparaturę do perfuzji od kaniuli i podłącz przygotowaną strzykawkę z Microfil.
- Wstrzyknij Microfil do aorty, aż widoczne będzie prawidłowe wypełnienie tętnic wieńcowych (Rys. 1F, 3A): najpierw wypełnią się tętnice, a następnie Microfil „przeleje się” do naczyń kapilarnych, a tkanka nabierze barwy Microfil. Po przejściu na stronę żylną hydrofobowa natura Microfil sprawia, że początkowo pojawia się on w postaci niezależnych sfer wypływających z mniejszych naczyń. Kontynuuj wstrzykiwanie Microfil, aż żyły wypełnią się ciągłą kolumną. Pełne wypełnienie będzie widoczne, gdy Microfil będzie ciągły w naczyniach i zacznie wypływać przez PVC.
- Po zakończeniu napełniania szybko zaciśnij szwy, które wcześniej zostały założone wokół PVC i aorty, aby zapobiec wypchnięciu Microfil z naczyń przez elastyczną tkankę serca.
- Przykryj serce mokrą gazą (nasączoną wodą z kuwety do dyssekcji), aby zapobiec jego wysychaniu i pozostaw na około 1 godzinę w temperaturze pokojowej, aż Microfil spolimeryzuje. Unikaj wywierania jakiegokolwiek zewnętrznego nacisku na serce podczas procesu polimeryzacji, np. podnoszenia lub obracania serca w celu wcześniejszego obejrzenia wypełnionych naczyń z tyłu organu. Może to spowodować wypchnięcie Microfil z niektórych naczyń do bardziej elastycznych obszarów serca, co doprowadzi do przerwania ciągłości Microfil.
- Wyjmij serce i poddaj je dofixacji w 4% PFA przez noc w temperaturze 4°C. Następnie przechowuj w 70% etanolu w 4 °C. Układ naczyniowy serca jest teraz gotowy do obrazowania μCT.
4. Reprezentatywne wyniki
Naczynia, które zostały skutecznie perfundowane preparatem Microfil, będą miały ciągły, nieprzerwany Microfil w całym ich przebiegu (Ryc. 3A). Stopień wypełnienia naczyń wieńcowych można ocenić wizualnie; żyły są zlokalizowane w obrębie osierdzia18 i mogą być łatwo zaobserwowane (Ryc. 3A, grot strzałki); tętnice, które znajdują się bardziej wewnątrzmiąższowo18, są również widoczne przez powierzchnię serca (Ryc. 3A, strzałka). Widoczne jest również wypełnienie kapilar, ponieważ tkanka serca charakteryzuje się bardzo wysoką gęstością naczyń włosowatych, w związku z czym po ich wypełnieniu tkanka serca nabierze koloru Microfilu (Ryc. 3A, gwiazdka). W ten sposób wszelkie sieci naczyniowe, które nie zostały wypełnione, będą zauważalne ze względu na brak Microfilu (Ryc. 3B, C).
Przerwy w Microfil (oznaczone gwiazdkami na Ryc. 3B) często pojawiają się z powodu hydrofobowej natury Microfil, co powoduje jego kurczenie się i prowadzi do powstania „przerw” w wypełnionych naczyniach. Można ograniczyć liczbę tych „przerw”, utrzymując ciśnienie w naczyniach poprzez prawidłowe podwiązanie punktów wyjścia naczyń z serca. Inne przerwy mogą być spowodowane pęcherzykami powietrza w Microfil. Aby zapobiec wprowadzeniu powietrza, należy upewnić się, że cewnik naczyniowy jest całkowicie zanurzony w wodzie podczas przechodzenia z aparatury perfuzyjnej na strzykawkę z Microfil. Jeśli wprowadzony zostanie pęcherzyk powietrza, często można go usunąć, po prostu kontynuując perfuzję Microfil aż do momentu, gdy pęcherzyk zostanie wypchnięty z naczyń wieńcowych.
Sieci naczyniowe mogą nie zostać w pełni wypełnione, jeśli część łożyska naczyniowego zostanie zablokowana (Ryc. 3B, strzałka). Chociaż heparyna hamuje tworzenie się skrzepów krwi, sporadyczne zatory mogą nadal występować z powodu niepełnej perfuzji heparyny przed rozpoczęciem procedury lub z powodu innych, nieznanych czynników. W przypadku wystąpienia zatoru, według naszej wiedzy, nie istnieje metoda usunięcia go w celu całkowitego wypełnienia naczyń. Niepełne wypełnienie może również wynikać ze zbyt niskiego ciśnienia podczas aplikacji, ponieważ Microfil nie zostanie wtłoczony do wszystkich łożysk naczyniowych i sieci kapilarnych (Ryc. 3C). Z kolei zbyt wysokie ciśnienie może spowodować pęknięcie naczyń włosowatych i wydostanie się Microfilu do otaczających tkanek (Ryc. 3D).
Rysunek 1. Przegląd schematu perfuzji Microfil. (A) Aorta i PVC są przecinane mniej więcej na poziomie przepony. (B) W aorcie wstępującej umieszcza się kaniulę angiograficzną. (C) Przez naczynia perfunduje się bufor rozszerzający naczynia, przy użyciu aparatu do perfuzji ciśnieniowej (brak na rysunku), podczas gdy (D) trzy główne odgałęzienia łuku aorty są podwiązywane. (E) Przez tętnice wieńcowe perfunduje się 4% PFA, podczas gdy obie przednie żyły główne (Anterior Vena Cavas) są podwiązywane. (F) Za pomocą strzykawki Microfil jest perfundowany przez tętnice wieńcowe, aż do momentu zaobserwowania jego wypływu z PVC.
Rysunek 2. Aparatura perfuzyjna. Dwie kolby Erlenmeyera, z których każda jest wypełniona buforem do wazodylatacji lub 4% PFA, są połączone i poddane ciśnieniu za pomocą rurek podłączonych do ich bocznych wlewów. System jest poddawany ciśnieniu poprzez ręczne pompowanie gruszki, a do jednej z kolb podłączono manometr, aby umożliwić monitorowanie i utrzymywanie ciśnienia. Małe rurki przechodzą przez gumowe korki i sięgają dna cieczy w każdej kolbie. Ciśnienie wprowadzane przez boczne wlewy wypompowuje ciecz z każdej kolby przez te mniejsze rurki. Rurki łączą się następnie w kranie, który umożliwia przepływ cieczy tylko z jednej kolby na raz.
Rysunek 3. Przykłady serc wypełnionych preparatem Microfil. (A) Naczynia dobrze wypełnione będą miały niewiele (lub żadnych) przerw w Microfilu, a tkanka serca będzie zabarwiona na kolor Microfilu ze względu na wypełnione naczynia włosowate (gwiazdka, porównać z C). Zarówno tętnice (strzałka – lewa tętnica zstępująca przednia) jak i żyły (grot strzałki – lewa żyła wieńcowa) są widoczne na powierzchni serca. (B) Serce z przerwami w Microfilu (gwiazdki) oraz zatorami w niektórych naczyniach, które uniemożliwiły pełną penetrację Microfilu. Zablokowane naczynia pozostają czerwone (strzałka), ponieważ krew nie została wypłukana podczas procesu perfuzji. (C) Serce z naczyniami, które zostały wypełnione niecałkowicie. Zauważalny jest brak żółtego zabarwienia tkanki przez Microfil, co wskazuje, że preparat nie przeniknął do naczyń włosowatych. (D) Serce, w którym podczas wypełniania pękły naczynia włosowate, powodując wyciek Microfilu do otaczającej tkanki (strzałka).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Tkanka serca charakteryzuje się bardzo wysokim zapotrzebowaniem metabolicznym, w związku z czym wymaga stałej dostawy składników odżywczych i tlenu z krwi dostarczanej przez naczynia wieńcowe. Choroby naczyń wieńcowych, które prowadzą do pogorszenia ich funkcji w wyniku zwężenia lub zablokowania naczyń, mogą wywołać hipoksję i niedokrwienie tkanek, narażając pacjentów na zawał mięśnia sercowego oraz nieodwracalne uszkodzenie mięśnia serca. Niezbędne jest lepsze zrozumienie stanu chorobowego tych naczyń, a kluczowym eleme...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Myszy obsługiwano zgodnie z metodami zatwierdzonymi przez Instytucjonalny Komitet Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Waszyngtońskiego oraz zgodnie z wytycznymi Guide for the Care and Use of Laboratory Animals opublikowanymi przez Narodowe Instytuty Zdrowia USA (NIH Publication No. 85-23, wersja z 1996 r.).
Podziękowania
Dziękujemy dr Kelly Stevens za przeprowadzenie wstępnych prób protokołu, dr. Michaelowi Simonsowi, dr. Kipowi Hauchowi oraz członkom obu ich laboratoriów za ogólne dyskusje.
Praca ta była wspierana przez granty NIH HL087513 oraz P01 HL094374.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Strzykawki 1 ml |  BD Biosciences | BD-309602 | |
| Strzykawki insulinowe 1/2cc z na stałe przymocowanymi igłami 29G ½’ | BD Biosciences | BD-309306 | |
| Gazy 2" x 2" | Med101store.com | SKU 2208 | |
| Kaniule dożylne Angiocath 24G ¾" | BD Biosciences | BD-381112 | |
| Igły 26G ½" | BD Biosciences | BD-305111 | |
| Adenozyna | Sigma-Aldrich | A9251 | 1g/L w PBS do buforu rozszerzającego naczynia (z papaweryną) |
| Kleszczyki Graefe kątowe | Fine Science Tools | 11052-10 | |
| Aplikatory z bawełnianą końcówką: 6" niesterylne | Cardinal Health | C15055-006 | |
| Zakrzywione nożyczki chirurgiczne | Fine Science Tools | 14085-09 | |
| Stereomikroskop sekcyjny i źródło światła | Nikon Instruments | NA | NA |
| Taca sekcyjna, 11,5 x 7,5 cala | Cole-Parmer | YO-10915-12 | Wypełniona smołą do unieruchamiania myszy |
| Precyzyjne kleszczyki zakrzywione | Aesculap | FD281R | Wymagane dwie sztuki |
| Heparyna, roztwór zapasowy 5000 U/ml | APP Pharmaceuticals | NDC 63323-047-10 | Rozcieńczenie 1:100 w wodzie |
| KCl | Fisher Scientific | P217 | Roztwór nasycony w H2O |
| Ketamina (Ketaset), roztwór zapasowy 100 mg/ml | Fort Dodge Animal Health | NDC 0856-2013-01 | Mieszanka 130 mg/kg masy ciała, z ksylazyną w 0,9% soli fizjologicznej |
| Microfil | FlowTech | MV-122 (yellow). Dostępne są również inne opcje kolorystyczne. | Mieszać 1:1 wagowo z 10% objętościowo czynnika utwardzającego. Przygotować bezpośrednio przed wstrzyknięciem i wymieszać na vortexie, aby zapewnić jednorodność |
| Niesterylna nić chirurgiczna: 6-0, pleciony jedwab | Harvard Apparatus | 723287 | |
| Papaweryna | American Regent Inc. | NDC 0517-4010-01 | 4mg/L w PBS do buforu rozszerzającego naczynia (z adenozyną) |
| Paraformaldehyd | Sigma-Aldrich | P6148 | Przygotowany jako roztwór 4% |
| Aparat do perfuzji | Patrz rycina 2 | ||
| Nożyczki sprężynowe | Fine Science Tools | 15018-10 | |
| Ksylazyna (Anased), roztwór zapasowy 20 mg/gl | Lloyd, Inc. | NADA #139-236 | Mieszanka 8,8 mg/kg masy ciała, z ketaminą w 0,9% soli fizjologicznej |
Bibliografia
- Couffinhal, T., Dufourcq, P., Barandon, L., Leroux, L., Duplaa, C. Mouse models to study angiogenesis in the context of cardiovascular diseases. Front. Biosci. 14, 3310-3325 (2009).
- Zagorchev, L., Mulligan-Kehoe, M. J. Molecular imaging of vessels in mouse models of disease. Eur. J. Radiol. 70, 305-311 (2009).
- Krucker, T., Lang, A., Meyer, E. P. New polyurethane-based material for vascular corrosion casting with improved physical and imaging characteristics. Microsc. Res. Tech. 69, 138-147 (2006).
- Murakami, T. Blood flow patterns in the rat pancreas: a simulative demonstration by injection replication and scanning electron microscopy. Microsc. Res. Tech. 37, 497-508 (1997).
- Icardo, J. M., Colvee, E. Origin and course of the coronary arteries in normal mice and in iv/iv mice. J. Anat. 199, 473-482 (2001).
- Beighley, P. E., Thomas, P. J., Jorgensen, S. M., Ritman, E. L. 3D architecture of myocardial microcirculation in intact rat heart: a study with micro-CT. Adv. Exp. Med. Biol. 430, 165-175 (1997).
- Bentley, M. D., Ortiz, M. C., Ritman, E. L., Romero, J. C. The use of microcomputed tomography to study microvasculature in small rodents. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 282, R1267-R1279 (2002).
- Jorgensen, S. M., Demirkaya, O., Ritman, E. L. Three-dimensional imaging of vasculature and parenchyma in intact rodent organs with X-ray micro-CT. Am. J. Physiol. 275, H1103-H1114 (1998).
- Marxen, M. MicroCT scanner performance and considerations for vascular specimen imaging. Med. Phys. 31, 305-313 (2004).
- Zagorchev, L. Micro computed tomography for vascular exploration. J. Angiogenes. Res. 2, 7-7 (2010).
- Heinzer, S. Hierarchical microimaging for multiscale analysis of large vascular networks. Neuroimage. 32, 626-636 (2006).
- Dedkov, E. I. Synectin/syndecan-4 regulate coronary arteriolar growth during development. Dev. Dyn. 236, 2004-2010 (2007).
- Gossl, M. Functional anatomy and hemodynamic characteristics of vasa vasorum in the walls of porcine coronary arteries. Anat. Rec. A. Discov. Mol. Cell. Evol. Biol. 272, 526-537 (2003).
- Rodriguez-Porcel, M. Altered myocardial microvascular 3D architecture in experimental hypercholesterolemia. Circulation. 102, 2028-2030 (2000).
- Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion. J. Mol. Cell. Cardiol. 50, 940-950 (2011).
- Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szelag, A., Schulz, R. Isolated heart perfusion according to Langendorff---still viable in the new millennium. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 55, 113-126 (2007).
- Toyota, E. Vascular endothelial growth factor is required for coronary collateral growth in the rat. Circulation. 112, 2108-2113 (2005).
- Lavine, K. J., Long, F., Choi, K., Smith, C., Ornitz, D. M. Hedgehog signaling to distinct cell types differentially regulates coronary artery and vein development. Development. 135, 3161-3171 (2008).
- Cheema, A. N. Adventitial microvessel formation after coronary stenting and the effects of SU11218, a tyrosine kinase inhibitor. J. Am. Coll. Cardiol. 47, 1067-1075 (2006).
- Lametschwandtner, A., Lametschwandtner, U., Weiger, T. Scanning electron microscopy of vascular corrosion casts--technique and applications: updated review. Scanning Microsc. 4, 889-941 (1990).
- Schneider, P. Simultaneous 3D visualization and quantification of murine bone and bone vasculature using micro-computed tomography and vascular replica. Microsc. Res. Tech. 72, 690-701 (2009).
- Manelli, A., Sangiorgi, S., Binaghi, E., Raspanti, M. 3D analysis of SEM images of corrosion casting using adaptive stereo matching. Microscopy Research and Technique. 70, 350-354 (2007).
- Alanentalo, T. Tomographic molecular imaging and 3D quantification within adult mouse organs. Nat. Meth. 4, 31-33 (2007).
- Quintana, L., Sharpe, J. Optical projection tomography of vertebrate embryo development. , Cold Spring Protoc. 586-594 (2011).
- Walls, J. R., Coultas, L., Rossant, J., Henkelman, R. M. Three-Dimensional Analysis of Vascular Development in the Mouse Embryo. PLoS ONE. 3, e2853-e2853 (2008).
- Chalothorn, D., Clayton, J. A., Zhang, H., Pomp, D., Faber, J. E. Collateral density, remodeling, and VEGF-A expression differ widely between mouse strains. Physiol. Genomics. 30, 179-191 (2007).
- Behm, C. Z. Molecular Imaging of Endothelial Vascular Cell Adhesion Molecule-1 Expression and Inflammatory Cell Recruitment During Vasculogenesis and Ischemia-Mediated Arteriogenesis. Circulation. 117, 2902-2911 (2008).
- Carr, C. L., Lindner, J. R. Myocardial perfusion imaging with contrast echocardiography. Curr. Cardiol. Rep. 10, 233-239 (2008).
- Leong-Poi, H. Assessment of Endogenous and Therapeutic Arteriogenesis by Contrast Ultrasound Molecular Imaging of Integrin Expression. Circulation. 111, 3248-3254 (2005).
- Villanueva, F. S. Microbubbles Targeted to Intercellular Adhesion Molecule-1 Bind to Activated Coronary Artery Endothelial Cells. Circulation. 98, 1-5 (1998).
- Wei, K. Quantification of Myocardial Blood Flow With Ultrasound-Induced Destruction of Microbubbles Administered as a Constant Venous Infusion. Circulation. 97, 473-483 (1998).
- Beckmann, N., Stirnimann, R., Bochelen, D. High-Resolution Magnetic Resonance Angiography of the Mouse Brain: Application to Murine Focal Cerebral Ischemia Models. Journal of Magnetic Resonance. 140, 442-450 (1999).
- Kobayashi, H. 3D MR angiography of intratumoral vasculature using a novel macromolecular MR contrast agent. Magnetic Resonance in Medicine. 46, 579-585 (2001).
- Nezafat, R. B1-insensitive T2 preparation for improved coronary magnetic resonance angiography at 3 T. Magn. Reson. Med. 55, 858-864 (2006).
- Wagner, S., Helisch, A., Ziegelhoeffer, T., Bachmann, G., Schaper, W. Magnetic resonance angiography of collateral vessels in a murine femoral artery ligation model. NMR in Biomedicine. 17, 21-27 (2004).
- Cochet, H. In vivo MR angiography and velocity measurement in mice coronary arteries at 9.4 T: assessment of coronary flow velocity reserve. Radiology. , 254-441 (2010).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
