W niniejszym opracowaniu opisujemy szybką, niezawodną i prostą procedurę określania najniższej temperatury, przy której szczury lub myszy wykazują zachowania nocyfencyjne, t. j. na próg termicznej nocycepcji (TNT). Metoda ta wykorzystuje powoli zwiększający się bodziec termiczny, co pozwala na precyzyjną i powtarzalną ocenę TNT przy minimalnym lub żadnym stresie dla zwierząt.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Szybkie oznaczanie progu termicznej nocycepcji u szczurów z cukrzycą
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Bolesna neuropatia cukrzycowa (PDN) charakteryzuje się hiperalgezją, tj. zwiększoną wrażliwością na bodźce szkodliwe, oraz allodynią, tj. nadwrażliwością na bodźce normalnie niebolesne1. Hiperalgezja i allodynia były badane w wielu różnych modelach cukrzycy u gryzoni2. Jednakże, jak stwierdzili Bölcskei et al, określenie „bólu” w modelach zwierzęcych jest trudne ze względu na jego subiektywny charakter3. Co więcej, tradycyjne metody stosowane do określania odpowiedzi behawioralnych na szkodliwe bodźce termiczne zazwyczaj wykazują brak powtarzalności i czułości farmakologicznej3. Na przykład, stosując metodę gorącej płyty według Ankiera4, drgnięcie, cofnięcie i/lub lizanie tylnych i/lub przednich łap jest kwantyfikowane jako opóźnienia odruchowe przy stałych wysokich bodźcach termicznych (52-55 °C). Jednak zwierzęta z hiperalgezją na bodziec termiczny nie wykazują powtarzalnych różnic w opóźnieniach odruchowych przy zastosowaniu tych temperatur powyprogowych3,5. Podobnie jak w niedawno opisanej metodzie Bölcskei et al.6, procedury opisane tutaj pozwalają na szybkie, czułe i powtarzalne oznaczenie progów nocycepcji termicznej (TNTs) u myszy i szczurów. Metoda ta wykorzystuje powoli zwiększający się bodziec termiczny przykładany głównie do skóry powierzchni podeszwowej myszy/szczura. Metoda ta jest szczególnie czuła w badaniu antynocycepcji podczas stanów hiperalgetycznych, takich jak PDN. Procedury opisane poniżej opierają się na tych, które zostały szczegółowo opublikowane przez Almási et al 5 oraz Bölcskei et al 3. Procedury opisane w niniejszym opracowaniu zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt Laboratoryjnych (LACUC) Uniwersytetu Wright State.
Protokół
TNT u myszy i szczurów są określane przy użyciu inkrementalnego miernika analgesji na płytce grzejnej [iHPAM, IITC Inc. Life Science (Woodland Hills, CA)]. Urządzenie składa się z kilku komponentów: aluminiowej płyty (10 x 20 cm) z systemem grzewczym pod spodem i pleksiglasową komorą obserwacyjną nad nią; jednostki sterującej ciepłem, oprogramowania do akwizycji danych (IITC Part # Soft Series 8), komputera PC oraz przełącznika nożnego do zdalnego uruchamiania, zatrzymywania lub resetowania jednostki. System grzewczy umożliwia również ręczne uruchamianie, zatrzymywanie i resetowanie procesu grzania za pomocą klawiatury znajdującej się z przodu urządzenia. iHPAM można ustawić na różne szybkości nagrzewania oraz temperatury czuwania/odcięcia.
1. Konfiguracja sprzętu
- Przed badaniem zwierząt należy dokonać wizualnej inspekcji urządzenia, aby potwierdzić wybrane szybkości nagrzewania (np. 6 °C/min), początkową temperaturę stanu gotowości oraz końcową temperaturę odcięcia (np. odpowiednio 28 °C i 55 °C).
- Należy zweryfikować wszystkie połączenia. Aby zachować elektroniczną kopię wyników, urządzenie musi być podłączone do komputera z zainstalowanym oprogramowaniem Software Series 8. Alternatywnie, kopie papierowe wyników można wydrukować za pomocą portu szeregowego urządzenia.
- Należy przetestować sprzęt. Naciśnij raz przełącznik nożny, aby upewnić się, że oprogramowanie Software Series 8 rejestruje dane: początkową temperaturę stanu gotowości, końcową temperaturę odcięcia oraz czas w sekundach potrzebny do osiągnięcia temperatury odcięcia.
- W ramach dodatkowego testu kontrolnego badacze biorący udział w eksperymentach mogą potrzebować przetestować urządzenie na sobie. Cofnięcie ręki z metalowej płyty w momencie odczucia bólu (46-48 °C) nie może spowodować uszkodzenia skóry ani wywołać późniejszego dyskomfortu.
- Po skonfigurowaniu urządzenia i zarejestrowaniu wyników z kroków 1.3 i 1.4 można je porównać. Jest to pomocne w wykrywaniu potencjalnych problemów, które mogłyby unieważnić wyniki pomiarów. Przykładami są rozbieżności między ustawionymi temperaturami stanu gotowości/odcięcia a rzeczywistym odczytem urządzenia i/lub różnice między temperaturami wyświetlanymi przez urządzenie a rzeczywistą temperaturą płyty wymaganą do cofnięcia ręki.
2. Badanie zwierząt zdrowych
Można wykorzystać młode lub dorosłe szczury Wistar [wiek postnatalny (p) 21-25 dni] lub myszy (p21-25) dowolnego tła genetycznego lub płci. Myszy użyte w naszych eksperymentach należą do szczepu C57BL/6J.
- W noc poprzedzającą planowane eksperymenty należy poddać zwierzęta aklimatyzacji, umieszczając ich klatki na blacie, na którym znajduje się iHPAM. Na dwie godziny przed przeprowadzeniem testów należy włączyć urządzenie iHPAM, aby zwierzęta oswoiły się z szumem tła generowanym przez aparat. Na tym etapie można skonfigurować i przetestować iHPAM w celu weryfikacji jego prawidłowego działania (patrz Krok 1). Zapewnienie pożywienia i wody ad libitum przez cały czas trwania testu, z wyjątkiem momentów, gdy zwierzę znajduje się w komorze obserwacyjnej (patrz Krok 2.1).
Uwaga: Ważne jest, aby nie zakładać, że warunki laboratoryjne w eksperymentach behawioralnych są kontrolowane domyślnie. Szczególną uwagę należy zwrócić na czynniki genetyczne i środowiskowe, które mogą wpływać na wyniki badań behawioralnych (recenzowane w 7). - Ostrożnie umieść zdrową mysz/szczura w pleksiglasowej komorze obserwacyjnej na płycie grzewczej urządzenia. Pozwól zwierzęciu zaaklimatyzować się do ogrzanej powierzchni (ustawionej na 28 °C), aż zwierzę zacznie wykazywać zachowania świadczące o poczuciu komfortu.
Uwaga: W tych warunkach normalne dorosłe szczury wykazują początkowe zachowania eksploracyjne, okazjonalnie podnosząc się w stronę pokrywy komory obserwacyjnej i wciągając powietrze nozdrzami. Po kilku minutach u szczurów mogą wystąpić sporadyczne epizody pielęgnacji ciała oraz zachowania rozluźnione. Czasami szczury leżą w rozluźnionej postawie ciała (wyciągnięcie brzuszne), okazjonalnie węsząc w otoczeniu. Normalne myszy są zazwyczaj bardziej aktywne niż szczury. Jednakże po kilku minutach w komorze obserwacyjnej myszy wykazują rozluźnione zachowania eksploracyjne. Wyjątkowo rzadko obserwuje się zachowania ucieczkowe (np., skakanie, próby ucieczki z komory obserwacyjnej) lub postawy obronne (np., pisk). Należy również zauważyć, że myszy mogą przekazywać informacje o bólu innym osobnikom8W związku z tym istotne może być przeprowadzenie testów na myszach umieszczonych w osobnych klatkach. - Umieść lustra z tyłu komory obserwacyjnej, aby umożliwić obserwację pod każdym kątem. Statyw z cyfrową kamerą wideo może pomóc w określeniu dokładnego momentu wystąpienia zachowań nocyceptywnych (unikających bólu).
- Gdy zwierzę oswoi się z komorą obserwacyjną, należy podgrzać płytkę, naciskając przełącznik nożny. Gdy temperatura płytki wzrośnie w tempie 6 °C/minutę, zdrowe zwierzęta wykazują zachowania nocyfuzyjne obejmujące tylną łapę*, zazwyczaj w temperaturach w zakresie od 46 do 48 °C3,5,9,10Zatem zwierzę jest zazwyczaj usuwane z komory obserwacyjnej po około 3 minutach.
Uwaga: Obserwacja typowej reakcji nocyfencyjnej u szczura lub myszy t. j. lizanie tylnej łapy, przy jednoczesnym potrząsaniu i/lub unoszeniu jej, jest wystarczające do przerwania bodźca termicznego. Osiąga się to poprzez naciśnięcie przełącznika nożnego. W tym momencie oprogramowanie rejestruje temperaturę płytki, a płytka natychmiast schładza się do temperatury czuwania (28 °C) zostanie osiągnięta (~0,5 min). Ta temperatura t. j.Wartość ta, która wywołuje jakąkolwiek reakcję nocyfozyjną, jest uznawana za próg ciepła szkodliwego (TNT) u normalnego zwierzęcia (kontrolnego).
Czasami, szczególnie u myszy, zachowania nocifensywne w odpowiedzi na szkodliwą temperaturę mogą być najpierw obserwowane w jednej lub obu przednich łapach (np., lizanie w pozycji siedzącej), kilka sekund przed tylnymi łapami. Jednakże lizanie przednich łap jest normalnym elementem zachowań pielęgnacyjnych. W związku z tym ocenie podlegają wyłącznie reakcje tylnych łap. W niektórych przypadkach myszy mogą pielęgnować również tylne łapy. Niemniej jednak prawidłowa pielęgnacja nie trwa dłużej niż kilka sekund, nie obejmuje intensywnego lizania i zazwyczaj kończy się po oczyszczeniu pazurów. - Ostrożnie wyjmij zwierzę z płyty i umieść je w odpowiedniej klatce. Pomiar progu cieplnego powtarza się następnie dla pozostałych zwierząt kontrolnych (normalnych).
Uwaga: Wartości TNT można wyznaczać u jednego zwierzęcia w odstępach 1–2 minut bez konieczności wyjmowania go z komory obserwacyjnej. Pomiary TNT u szczurów lub myszy można powtarzać wielokrotnie przez kilka dni. Jest to szczególnie przydatne do wyznaczenia średniej wartości TNT dla poszczególnych osobników, a także do analizy jej zmian wraz z wiekiem. - TNT zwierząt kontrolnych wyrażono jako średnią z trzech lub więcej progów ± SEM.
- Przeprowadzono analizę statystyczną uzyskanych danych w celu porównania różnych grup badawczych myszy lub szczurów. Procedury parametryczne, w tym analiza wariancji, mogą zostać odpowiednio zastosowane w przypadku normalnego rozkładu danych oraz homoskedastyczności grup badawczych; po spełnieniu tych warunków można zastosować następujące podejścia: analizę wariancji, a następnie test Newmana-Keulsa w celu wykrycia różnic w pomiarach wielokrotnych. t. j. powtórne pomiary pojedynczych TNT z traktowaniem lub bez traktowania bądź w różnych punktach czasowych (np. dane wejściowe Rycina 3). t-test dla prób zależnych Studenta ttest można wykorzystać do porównania dwóch grup danych tj., nanorurki tytanowe (TNTs) przed kontra po leczeniu lekiem; nieparowane t-test można wykorzystać do określenia różnic w zmianach TNT w grupach leczonych lekami kontra zwierzęta traktowane nośnikiem (np., dane w Rycina 4).
3. Badanie zwierząt z cukrzycą
Szczur z cukrzycą indukowaną streptozotocyną (STZ) jest najczęściej stosowanym modelem zwierzęcym do badania mechanizmów PDN oraz oceny leków i terapii przeciwbólowych11,12. Szczury, u których wywołano cukrzycę poprzez jednorazową dawkę STZ (60 mg/kg) podanąt doprzewłonowo, mogą być badane pod kątem hiperalgezji termicznej w 3rd tygodniu po wystąpieniu cukrzycy11. Należy zauważyć, że nie u wszystkich szczurów z cukrzycą rozwija się PDN. Jednak zwierzęta, u których występuje hiperalgezja (~50%), można łatwo zidentyfikować. W rzeczywistości ich TNT są niższe niż w normie*.
*Aby wyznaczyć TNT u szczurów z cukrzycą indukowaną STZ, stosuje się początkową temperaturę płytki wynoszącą 15 °C zamiast 28 °C. Powodem tej zmiany jest oczekiwanie, że większość zwierząt z cukrzycą z PDN będzie wykazywać hiperalgezję2,11. W związku z tym będą one miały niższe niż normalnie progi bólowe na ciepło (np. <45 °C).
- Szczura z cukrzycą umieszcza się w komorze obserwacyjnej na górze aparatury testowej. Zwierzę zostawia się do aklimatyzacji do powierzchni płyty, aż wykaże komfortowe zachowanie.
Uwaga: Zazwyczaj szczur z cukrzycą nie wykazuje w pełni normalnego zachowania. Szczury z cukrzycą są zazwyczaj hypoaktywne, letargiczne; często wykazują ograniczoną ruchomość i powolną pielęgnację futra. Rzadko obserwuje się próby stania przy pokrywie komory obserwacyjnej. Po kilku minutach szczury z cukrzycą mogą spokojnie przebywać w narożniku komory, swobodnie wąchając otoczenie. - Gdy zwierzę z cukrzycą poczuje się komfortowo w komorze obserwacyjnej, płytę nagrzewa się zgodnie z krokiem 2.3; szczur z cukrzycą może wykazać zachowanie nocyfensywne angażujące tylną lub przednią łapę. Zazwyczaj dzieje się to w nie drażniących temperaturach płyty (np. <45 °C) lub po nie więcej niż 5 minutach w komorze przy wzroście temperatury o 6 °C/min.
Uwaga: Reakcja nocyfensywna młodego dorosłego szczura z cukrzycą nie różni się od reakcji szczura zdrowego. Jednakże najniższa temperatura wywołująca takie zachowanie jest znacząco obniżona. - Patrz krok 2.4
- Średnią z więcej niż trzech progów wyznaczonych w dniu eksperymentu, wyrażoną jako °C ± SEM, uznaje się za próg cieplny nocyceptywny zwierzęcia z cukrzycą.
Uwaga: Podobny schemat, jak ten wyjaśniony dla szczurów zdrowych lub z cukrzycą, można zastosować w celu określenia termicznego efektu anty-nocyfensywnego leków przeciwbólowych na progi cieplne.
4. Badanie przeciwbólowcze
Właściwości przeciwbólowe leków (np. analgetyków), a także określenie parametrów farmakologicznych, takich jak minimalna dawka skuteczna, mogą zostać łatwo uzyskane przy zastosowaniu kroków wyjaśnionych powyżej. Przewiduje się, że odpowiednie dawki analgetyku podane szczurom/myszom znacząco zwiększą ich TNTs. Jest to szczególnie wyraźne u zwierząt z hiperalgezją termiczną3. Jednakże, aby uniknąć błędów w interpretacji wyników, badacze zaangażowani w obserwację behawioralną grupy zwierząt nie mogą wiedzieć ani być świadomi, czy zwierzęta zostały poddane leczeniu, czy nie. Ponadto leki do wstrzyknięcia przez obserwatora mogą być przygotowane przez innego badacza i oznaczone jako A, B, C itd. Dawkowanie jest podane w wydruku, zawierającym poszczególne dawki dla zidentyfikowanego zwierzęcia.
W zależności od testowanego leku, zwierzętom zdrowym lub cukrzycowym można podać różne dawki potencjalnego środka przeciwbólowego na 5-15 min przed testami behawioralnymi. Należy uwzględnić odpowiednie grupy kontrolne (t.j. zwierzęta w tym samym wieku, którym wstrzyknięto sam nośnik i/lub szczury z cukrzycą bez PDN) i poddać je badaniom w identycznych warunkach (np. ta sama temperatura początkowa płyty). Można również badać przewlekłe działanie leków.
5. Reprezentatywne wyniki
Najniższą temperaturę płyty wywołującą reakcje nocyceptywne w dowolnej tylnej łapie młodych dorosłych, normalnych, nieleczonych szczurów lub myszy określono zgodnie z krokami od 2-1 do 2-6. Jak pokazano na Ryc. 1, TNT normalnych młodych dorosłych szczurów i myszy wynosiły odpowiednio 47.2 ± 0.2 °C oraz 47.5 ± 0.5 °C.
Nie zaobserwowaliśmy ani istotnych dobowych wahań TNT u poszczególnych osobników (Rysunek 2A), ani istotnych różnic w TNT pomiędzy osobnikami w tym samym wieku (Rysunek 2B). Nie odnotowano różnic w TNT wynikających z płci (nie pokazano).
TNT u młodych dorosłych szczurów z cukrzycą indukowaną STZ określano w sposób analogiczny jak u szczurów zdrowych (kroki 3.1 do 3.3). Jednakże temperaturę płytki startowej ustawiono na 15 °C zamiast 28 °C. Zachowania nocyceptywne szczurów z cukrzycą indukowaną STZ oceniano co najmniej trzykrotnie u każdego osobnika w odstępach dobowych, zaczynając od jedenastu dni po wstrzyknięciu STZ. Jak pokazano na Rysunku 3, znaczący spadek (p<0.01) TNT u szczurów z cukrzycą indukowaną STZ staje się widoczny dwa tygodnie po wstrzyknięciu STZ. Średnia wartość TNT u szczurów z cukrzycą indukowaną STZ wynosiła 45,6 ± 0,1 °C (n=16, wartości zbiorcze z dni 14-23).
Szczury cukrzycowe wykazujące znacznie niższy TNT niż szczury zdrowe uznano za zwierzęta z PDN. Szczury te wykorzystano do zbadania ostrych właściwości przeciwbólowych analgetyku (związek A). Wartości TNT określono u szczurów zdrowych i cukrzycowych, którym na pięć minut przed testem podano pojedynczą dawkę związku lub sam nośnik. Jak pokazano na Rysunku 4, pojedyncza dawka dostarczona dootrzewnowo znacząco zwiększyła TNT u szczurów cukrzycowych w porównaniu do szczurów traktowanych samym nośnikiem (odpowiednio 45,6 °C vs 47,6 °C). Efekt przeciwbólowy związku A zaobserwowano również u szczurów zdrowych; choć był on istotny statystycznie (p<0,01), był mniej wyraźny (odpowiednio 47,4 °C vs 48,0 °C).
Rycina 1. Wyznaczanie TNT u zdrowych młodych dorosłych szczurów lub myszy: TNT u młodych dorosłych szczurów (p21-24) lub myszy (p20-21) badano w iHPAM zgodnie z opisanymi powyżej krokami. Przebadano łącznie 12 szczurów i 25 myszy. Pomiary przeprowadzano przez kilka dni, a wyniki zsumowano. Wyniki przedstawiono jako średnia ± SEM. Minimalna i maksymalna wartość TNT odnotowana u tych szczurów wynosiła odpowiednio 46.2 °C i 48.6 °C. W przypadku myszy maksymalna i minimalna wartość TNT wynosiły odpowiednio 48.8 °C i 44.9 °C.
Rycina 2. Zależność TNT od wieku u szczurów i myszy: A) Przedstawiono wartości TNT czterech prawidłowych szczurów (n=4) w wieku 21 dni, wyznaczone co najmniej trzy razy dziennie przez 5 dni. B) Wartości TNT myszy z jednego miotu wyznaczone jednorazowo w wskazanych wieku. Liczby nad każdym punktem pomiarowym oznaczają liczbę wykorzystanych myszy z miotu.
Rysunek 3. Szczury cukrzycowe stają się hiperalgetyczne 3 tygodnie po wystąpieniu cukrzycy: Wartości TNT u sześciu (n=6) młodych dorosłych szczurów z cukrzycą indukowaną STZ w tym samym wieku były oznaczane codziennie, począwszy od 11. dnia po indukcji cukrzycy. Przedstawiono średnie dobowe wartości TNT (średnia ± SEM). Wartości TNT u szczurów cukrzycowych oznaczone między 11. a 13. dniem po iniekcji STZ mieściły się w zakresie normy (czerwona linia). Dwa tygodnie po iniekcji STZ wartości TNT znacząco spadły do 45,1 ± 0,4 °C, (p<0,05).
Rycina 4. Ostre efekty przeciwbólowe związku B u szczurów z cukrzycą indukowaną STZ. Młode dorosłe szczury prawidłowe (grupa niebieska n=12) oraz dopasowane wiekowo hiperalgetyczne szczury z cukrzycą indukowaną STZ (grupa zielona n=6) zostały przebadane w iHPAM po wewnątrzbrzusznym wstrzyknięciu nośnika (ciemne słupki) lub związku A (jasne słupki). Przedstawiono średnią wartość TNT ± SEM dla każdego rodzaju terapii (kontrola nośnikiem lub leczenie związkiem A). Gwiazdki oznaczają różnice statystyczne (p<0.05).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Podobnie jak w klasycznym teście z płytką grzewczą służącym do ilościowego określania hiperalgezji termicznej4,13, opisany tutaj pomiar nocycepcji umożliwia szybki i wiarygodny sposób oceny zachowań nocyceptywnych u szczurów i myszy. Jednak w przeciwieństwie do klasycznego testu, metoda przyrostowej temperatury płytki grzewczej jest nieinwazyjna i praktycznie pozbawiona stresu. Chociaż do przeprowadzenia testu niezbędne jest pewne ograniczenie swobody (i.e., zwierzę musi znajdować się w komorze obserw...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Zdecydowaliśmy się nie ujawniać tożsamości środka przeciwbólowego użytego w tych eksperymentach. Część przedstawionych tutaj wyników została zaprezentowana podczas 71.st Sesji Naukowej Amerykańskiego Stowarzyszenia Cukrzycy (San Diego CA) oraz 47.th Dorocznego Spotkania Europejskiego Stowarzyszenia Badań nad Cukrzycą (Lizbona, Portugalia).
Podziękowania
Niniejsza praca została sfinansowana przez American Diabetes Association (ADA), grant JF1-10-14 (MDiF). Chcielibyśmy podziękować personelowi Laboratory of Animal Resources na WSU. Autorzy wyrażają wdzięczność za pomoc w analizie statystycznej danych dr. Neilowi Patonowi.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Inkrementacyjny analizator analgesji na płytce grzejnej | IITC Inc. Life Science | Katalog nr PE34 | |
| Soft Series 8 | IITC Inc. Life Science | Katalog nr Series8 | |
| Streptozotocyna | Calbiochem | 572201 |
Bibliografia
- Baron, R. Peripheral neuropathic pain: From mechanisms to symptoms. Clin. J. Pain. 16, S12-S20 (2000).
- Calcutt, N. A., Jorge, M. C., Yaksh, T. L., Chaplan, S. R. Tactile allodynia and formalin hyperalgesia in streptozotocin-diabetic rats: Effects of insulin, aldose reductase inhibition and lidocaine. Pain. 68, 293-299 (1996).
- Bolcskei, K., Petho, G., Szolcsanyi, J. Noxious heat threshold measured with slowly increasing temperatures: Novel rat thermal hyperalgesia models. Methods Mol. Biol. 617, 57-66 (2010).
- Ankier, S. I. New hot plate tests to quantify antinociceptive and narcotic antagonist activities. Eur. J. Pharmacol. 27, 1-4 (1974).
- Almasi, R., Petho, G., Bolcskei, K., Szolcsanyi, J. Effect of resiniferatoxin on the noxious heat threshold temperature in the rat: A novel heat allodynia model sensitive to analgesics. Br. J. Pharmacol. 139, 49-58 (2003).
- Bolcskei, K., Horvath, D., Szolcsanyi, J., Petho, G. Heat injury-induced drop of the noxious heat threshold measured with an increasing-temperature water bath: A novel rat thermal hyperalgesia model. Eur. J. Pharmacol. 564, 80-87 (2007).
- Chesler, E. J., Wilson, S. G., Lariviere, W. R., Rodriguez-Zas, S. L., Mogil, J. S. Identification and ranking of genetic and laboratory environment factors influencing a behavioral trait, thermal nociception, via computational analysis of a large data archive. Neurosci. Biobehav. Rev. 26, 907-923 (2002).
- Langford, D. J., Crager, S. E., Shehzad, Z., Smith, S. B., Sotocinal, S. G., Levenstadt, J. S., Chanda, M. L., Levitin, D. J., Mogil, J. S. Social modulation of pain as evidence for empathy in mice. Science. 312, 1967-1970 (2006).
- Hunt, S. P., Koltzenburg, M. The neurobiology of pain. , Oxford University Press. New York. (2005).
- Willis, W. D. The pain system : The neural basis of nociceptive transmission in the mammalian nervous system. , Basel, New York, Karger. (1985).
- Calcutt, N. Modeling diabetic sensory neuropathy in rats. In: Methods in molecular medicine. Pain research: Methods and protocols. , Humana Press. Totowa, N.J. (2004).
- Bars, D. L. e, Gozariu, M., Cadden, S. W. Animal models of nociception. Pharmacol. Rev. 53, 597-652 (2001).
- Shaikh, A. S., Somani, R. S. Animal models and biomarkers of neuropathy in diabetic rodents. Indian J. Pharmacol. 42, 129-134 (2010).
- Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32, 77-88 (1988).
- Hardy, J. D. Method for the rapid measurement of skin temperature during exposure to intense thermal radiation. J. Appl. Physiol. 5, 559-566 (1953).
- Sumino, R., Dubner, R., Starkman, S. Responses of small myelinated "warm" fibers to noxious heat stimuli applied to the monkey's face. Brain Res. 62, 260-263 (1973).
- Hammond, D. L., Ruda, M. A. Developmental alterations in thermal nociceptive threshold and the distribution of immunoreactive calcitonin gene-related peptide and substance p after neonatal administration of capsaicin in the rat. Neurosci. Lett. 97, 57-62 (1989).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
