Przygotowanie tkanki rogówki od dawcy do keratoplastyki śródbłonowej

Podsumowanie

Przeszczep śródbłonkowy rogówki jest techniką chirurgiczną stosowaną w leczeniu chorób tylnej części rogówki. Disekcja za pomocą mechanicznego mikrokeratomu w celu przygotowania tkanki pozwala na uzyskanie cieńszych, bardziej symetrycznych graftów, z mniejszą utratą komórek śródbłonka oraz lepszymi efektami terapeutycznymi. Disekcje mogą być przeprowadzane w banku tkanek oka przed zabiegiem transplantacji rogówki.

Streszczenie

W ciągu ostatnich dziesięciu lat techniki chirurgiczne przeszczepiania rogówki przeszły rewolucyjne zmiany^1,2. Od momentu swojego powstania tradycyjny przeszczep rogówki pełnej grubości był metodą przywracania wzroku osobom z chorobami rogówki. Do wad tego podejścia należą wysoki stopień astygmatyzmu pooperacyjnego, brak przewidywalnych wyników refrakcyjnych oraz zaburzenia powierzchni gałki ocznej. Opracowanie keratoplastyki śródbłonkowej z odwarstwieniem błony Descemeta (DSEK), polegającej na przeszczepieniu jedynie tylnej części zrębu rogówki, błony Descemeta i śródbłonka, radykalnie zmieniło leczenie chorób śródbłonka rogówki. DSEK wykonuje się poprzez mniejsze nacięcie; technika ta pozwala uniknąć chirurgii typu „open sky” z wiążącym się z nią ryzykiem krwotoku lub wypadnięcia zawartości komory przedniej, zmniejsza częstość występowania pooperacyjnego rozwarstwienia rany, ogranicza nieprzewidywalne wyniki refrakcyjne i może obniżyć odsetek odrzutów przeszczepu^3-6.

Początkowo tylna dyssekcja lamellarna rogówki dawcy do zabiegu DSEK była wykonywana manualnie¹, co prowadziło do zmiennej grubości przeszczepu oraz uszkodzeń delikatnej tkanki śródbłonka rogówki podczas przetwarzania tkanki. Aby rozwiązać te problemy, opracowano zautomatyzowaną dyssekcję lamellarną (zautomatyzowana keratoplastyka śródbłonkowa z odwarstwieniem błony Descemeta, DSAEK). Zautomatyzowana dyssekcja wykorzystuje tę samą technologię, co tworzenie płata rogówki w metodzie LASIK, z zastosowaniem ostrza mikrokeratomu mechanicznego, co pomaga w tworzeniu jednolitych i cienkich przeszczepów tkankowych do operacji DSAEK przy minimalnej utracie komórek śródbłonka rogówki podczas przetwarzania tkanki.

Banki tkanek oka od wielu lat dostarczają rogówki o pełnej grubości do transplantacji chirurgicznych. W 2006 roku banki tkanek oka zaczęły opracowywać metodologię dostarczania wstępnie pociętej tkanki rogówkowej do keratoplastyki śródbłonowej. Dzięki współpracy z chirurgami rogówki, banki tkanek opracowały szczegółowe protokoły bezpiecznego i skutecznego przygotowania tkanki tylnej blaszki do zabiegu DSAEK. Może to być wykonane przedoperacyjnie w banku tkanek. Badania wykazują brak istotnych różnic w zakresie jakości tkanki⁷ lub wyników u pacjentów^8,9 przy zastosowaniu tkanki wstępnie pociętej przez bank tkanek w porównaniu z tkanką przygotowaną przez chirurga do zabiegu DSAEK. Dla większości chirurgów rogówki dostępność wstępnie pociętej tkanki rogówkowej do DSAEK pozwala zaoszczędzić czas i pieniądze¹⁰ oraz zmniejsza stres związany z przeprowadzaniem preparowania rogówki dawcy na sali operacyjnej. Częściowo dzięki zdolności banków tkanek do terminowego dostarczania wysokiej jakości tylnej blaszki rogówki, metoda DSAEK stała się standardem opieki w chirurgicznym leczeniu chorób śródbłonka rogówki.

Opisywana procedura dotyczy przygotowania tylnych warstw rogówki w banku tkanek oka na potrzeby transplantacji w chirurgii DSAEK (Rysunek 1).

Protokół

1. Przygotowanie: technika aseptyczna¹¹

1. Włączdygawkę z laminarnym przepływem powietrza (LFH).
2. Włącz jednostkę sterującą gazem azotowym. Upewnij się, że wąż jest podłączony między jednostką konsoli a butlą z azotem. Otwórz dopływ gazu. Ustawienie gazu na regulatorze butli powinno wynosić 50-60 PSI. Ciśnienie turbiny w jednostce powinno wynosić od 3,3 do 3,4 Bars.
3. Naciśnij przycisk Test. Ciśnienie atmosferyczne powinno wynosić około 700, a pompy 1 i 2 powinny wskazywać wartość poniżej 200. Jednostka wyda sygnał dźwiękowy po zakończeniu testu. Załóż maskę z ochroną oczu, jeśli jest wymagana, oraz czepek. Umyj ręce i załóż rękawiczki niesterylne. Umieść sterylne zestawy wewnątrz LFH i otwórz opakowania, aby utworzyć pole sterylne.
4. Umieść jeden sterylny kubek do leków i jedną sterylną plastikową miseczkę z jałową gazą obok przygotowanego pola sterylnego. Wlej sterylny alkohol izopropylowy do kubka do leków. Przetrzyj sondę pachymetryczną gazikiem nasączonym alkoholem i umieść sondę końcówką w dół w kubku do leków. Końcówka sondy powinna być moczona w alkoholu izopropylowym przez 10 minut. Po 10-minutowym moczeniu sondy pachymetrycznej opłucz jej końcówkę sterylną wodą z gotowej strzykawki, aby usunąć alkohol, a następnie umieść sondę w plastikowej miseczce.
5. Stosując technikę aseptyczną, otwórz i połóż sterylne elementy (skalpel, sterylne rękawiczki oraz komory do oglądania rogówki) na polu sterylnym, chyba że są one już częścią gotowego zestawu.
6. Pobierz tkankę rogówki w medium konserwującym i umieść ją wewnątrz LFH (Rysunek 2).
7. Otwórz fiolkę(fiolki) i wyrzuć zakrętkę(zakrętki) do odpowiedniego pojemnika na odpady biologiczne. Zdejmij rękawiczki niesterylne.
8. Załóż sterylne rękawiczki. Postaw przygotowaną plastikową miseczkę obok pola, na którym znajduje się pachymetr. Podłącz linię infuzyjną do kurka i wyprowadź koniec linii infuzyjnej na zewnątrz dygestorium, zabezpieczając ją w taki sposób, aby zapobiec ponownemu wprowadzeniu linii do wnętrza dygestorium i dotknięciu pola sterylnego.
9. Wykonaj przeniesienie tkanki rogówki. Delikatnie wlej tkankę wraz z medium, jednym ruchem, z obecnej fiolki do sterylnej komory do oglądania. Upewnij się, że strona śródbłonowa jest skierowana do góry. Załóż zakrętkę na komorę. Przechowuj komory zawierające tkankę i media na polu sterylnym. Usuń fiolkę(fiolki) z LFH. Zdejmij i wyrzuć sterylne rękawiczki.
10. Wprowadź linię infuzyjną do butelki z zrównoważonym roztworem soli (BSS). Zawieś butelkę ze sterylnym BSS w odległości około czterech stóp od powierzchni roboczej.
11. Otwórz dwie pary sterylnych rękawiczek oraz sterylną koszulę z ręcznikiem.
12. Wykonaj sześciominutowe chirurgiczne mycie rąk i osusz je.
13. Załóż sterylną koszulę, a następnie obie pary sterylnych rękawiczek.
14. Otwórz pudełka z instrumentami i umieść ich zawartość na polu sterylnym.
15. Odlej 10-20 cc roztworu BSS do metalowej miski lub kubka do leków. Napełnij sterylną pipetę roztworem BSS. Podłącz kurek i linię infuzyjną do portu infuzyjnego przedniej komory i przemyj go roztworem BSS tak, aby niewielka ilość była widoczna na górze tłoka.
16. Ustaw sztuczną komorę w LFH na gazie. Obniż tłok, obracając pierścień zaciskający przeszczep w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara.

2. Procedura

1. Używając pęsety, delikatnie uchwyć rogówkę za krawędzią twardówki. Otwórz kurek, aby przepłukać układ roztworem BSS, ostrożnie centrując rogówkę na tłoku stroną śródbłonkową do dołu. Jeśli pod rogówką widoczne są pęcherzyki powietrza, kontynuuj infuzję BSS i lekko poruszaj rogówką, aby je usunąć. Przerwij infuzję po usunięciu pęcherzyków powietrza. Upewnij się, że rogówka jest wycentrowana na tłoku (Rysunek 3a).
2. Umieść pokrywę przedniej komory na pierścieniu blokującym podstawy tak, aby wypustki pokrywy pasowały do wolnych przestrzeni w podstawie. Zablokuj pokrywę w podstawie, obracając ją o 15° zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Podnieś tłok i całkowicie dokręć (Rysunek 3b).
3. Palcem w sterylnej rękawiczce dotknij górnej części rogówki, aby upewnić się, że wywierany nacisk jest wystarczający do przeprowadzenia procedury.
4. Sprawdź pachymetrię, przykładając sondę do powierzchni rogówki, aby uzyskać odczyt grubości (Rysunek 4). Odchylenie standardowe musi być mniejsze niż 10. W przeciwnym razie powtórz pomiar. Ręką w sterylnej rękawiczce, która nie była używana do pachymetrii, przekaż wąż turbiny do ręki wykonującej pachymetrię i wkręć wąż turbiny do jednostki sterującej. Poproś asystującego technika o zapisanie odczytu pachymetrii.
5. Zdejmij zanieczyszczone rękawiczki.
6. Używając sterylnego pisaka do znakowania, narysuj linię o długości 4 mm od limbusa w kierunku centrum rogówki (lub nie zaznaczaj, jeśli chirurg tak preferuje). Za pomocą pipety nanieś pięć kropli BSS na górną część rogówki.
7. Jeśli chirurg nie podał specyficznych instrukcji, należy użyć głowicy tnącej 300 μm, jeżeli pomiar pachymetrii przed cięciem wynosi mniej niż 600 μm. Jeśli pomiar przekracza 600 μm, należy użyć głowicy tnącej 350 μm.
8. Trzymając ostrze gwintem w swoją stronę i numerem do góry, załaduj ostrze do prawej strony głowicy mikrokeratomu, zaczynając od strony ostrej, unikając kontaktu z ostrzem.
9. Trzymając głowicę po obu stronach, wkręć ją w turbinę. Dokręć sztuczną komorę palcami.
10. Wkręć turbinę w wąż turbiny.
11. Przetestuj oscylację ostrza, naciskając raz pedał próżni, zanurzając głowicę tnącą w sterylnej wodzie i uruchamiając turbinę impulsowo przez 5 sekund.
12. Dokręć ponownie tłok.
13. Umieść mikrokeratom na podstawie z trzpieniem montażowym w pozycji na godzinie piątej. Naciśnij i przytrzymaj pedał turbiny, aby wywołać oscylację ostrza (Rysunek 5a).
14. Używając palca wskazującego i kciuka, trzymaj mikrokeratom w połowie odległości między podstawą a górną częścią turbiny. Obróć nadgarstek, aby wykonać gładkie, równomierne cięcie przez całą szerokość rogówki. Zwolnij pedał turbiny i podnieś mikrokeratom pionowo z jednostki. Naciśnij pedał próżni, aby wyłączyć próżnię (Rysunek 5b).
15. Załóż sterylną rękawiczkę i ponownie sprawdź odczyt pachymetrii po usunięciu czapeczki rogówkowej, przykładając sondę do powierzchni rogówki, aby uzyskać drugi odczyt grubości, pamiętając, że tkanka jest bardzo cienka i łatwo ulega uszkodzeniu. Zdejmij zanieczyszczoną rękawiczkę. Poproś asystującego technika o zapisanie drugiego odczytu pachymetrii.
16. Używając sterylnego pisaka do znakowania, nanieś znacznik (jeśli chirurg o to poprosił) na środkową krawędź obwodową pozostałego łóżka stromy w sztucznej komorze. Nanieś kilka kropli sterylnego BSS na pozostałe łóżko stromy.
17. Zdejmij przednią czapeczkę rogówkową z mikrokeratomu (Rysunek 6) i nałóż ją na rogówkę przed wyjęciem rogówki ze sztucznej przedniej komory. Czapeczka powinna zostać wycentrowana na rogówce, używając znaczników obwodowych do prawidłowego wyrównania czapeczki, jeśli dotyczy. Użyj aplikatora z watkiem, aby delikatnie przesunąć czapeczkę na rogówce. Użyj nowego aplikatora, aby wchłonąć nadmiar BSS spod przedniej czapeczki.
18. Otwórz kurek, odwróć komorę do góry dnem i opuszczaj tłok wystarczająco powoli, aby zapobiec deformacji rogówki. Odblokuj podstawę i pozwól, aby ciśnienie przepływu BSS wypchnęło kubek sztucznej komory z podstawy. Pęsetą delikatnie pociągnij za krawędź rogówki w pozycjach na godzinie 9, 12 i 3, aby poluzować ją w kubku. Po poluzowaniu użyj pęsety w pozycji na godzinie 12, aby wyjąć rogówkę. Umieść rogówkę w komorze obserwacyjnej stroną śródbłonkową do góry (Rysunek 7). Nałóż pokrywkę na komorę obserwacyjną. Zdejmij sterylną rękawiczkę.
19. Dokręć pokrywę komory obserwacyjnej.
20. Przeprowadź ocenę w lampie szczelinowej po cięciu oraz mikroskopię zwierciadłową rogówki i zapisz wyniki.
21. Umieść komorę(y) w odpowiedniej sekcji lodówki.
22. Zapakuj do transportu do chirurga (Rysunek 8).

3. Reprezentatywne wyniki

Prawidłowa preparacja rogówki dawcy za pomocą mechanicznego mikrokeratomu pozwala na uzyskanie gładkiej i jednorodnej tkanki lamellarnej rogówki. Przedstawiono to na obrazie optycznej koherentnej tomografii (OCT) rogówki w przekroju poprzecznym (Rysunek 9). Końcowa tkanka tylnej części rogówki powinna mieć odpowiednią grubość zmierzoną za pomocą pachymetrii. W ciągu ostatnich 6 miesięcy w Michigan Eye Bank średnia grubość rogówki przed preparacją wynosiła 558 micronów, a grubość tkanki tylnej części rogówki po preparacji wynosiła 158 micronów. Osiemdziesiąt siedem procent tkanki dawcy preparowanej mikrokeratomem miało grubość od 100-200 micronów, 10,9% miało grubość >200 micronów, a 2,1% miało grubość <100 micronów.

Tkanka tylnej części rogówki musi zachować wysoką gęstość komórek śródbłonka (ECD), aby zapewnić lepszą funkcję śródbłonka u biorcy przeszczepu. Do pomiaru ECD wykorzystuje się mikroskopię zwierciadlaną. W ciągu ostatnich 6 miesięcy wszystkie tkanki rogówki uznane za kwalifikujące się do keratoplastyki śródbłonkowej z Banku Oka w Michigan miały ECD >2200 cells/mm². Dziewięćdziesiąt dziewięć procent tkanek do DSAEK przed wstępnym cięciem miało ECD po obróbce >2400 cells/mm², a 19% miało ECD > 3000 cells/mm². Średnia zmiana ECD między etapem przed i po obróbce była pomijalna i wynosiła 1,2% (p=0,0003, parzysty dwustronny test t). Powikłania, które mogą wystąpić podczas procedury, obejmują utratę ciśnienia, asymetryczną dyssekcję oraz znaczne wgniecenie tkanki (prowadzące do utraty komórek śródbłonka rogówki). Nieprawidłowa dyssekcja może również doprowadzić do perforacji tkanki.

Rysunek 1. Ogólny schemat przygotowania tkanki rogówki do keratoplastyki śródbłonowej. Rysunki 1a do 1e przedstawiają przekroje poprzeczne przygotowania rogówki dawcy. Rysunki 1f do 1i przedstawiają przekroje poprzeczne rogówki biorcy przeszczepu podczas operacji DSAEK.

1. Rogówkę dawcy montuje się w sztucznej przedniej komorze i rozcina za pomocą głowicy mikrokeratomu.
2. Po rozcięciu tkanki dwie blaszki są odseparowane, lecz przednią blaszkę (czapeczkę) umieszcza się z powrotem na pozostałym łożu rogówki w celu transportu do chirurga.
3. Na sali operacyjnej chirurg używa trepanu do pionowego wycięcia centralnej tkanki rogówki przez obie blaszki, przednią i tylną.
4. Po wycięciu trepanem obwodowa część rogówki dawcy jest usuwana z pola operacyjnego.
5. Tylna blaszka jest delikatnie oddzielana od przedniej za pomocą szpatułki. Tylna blaszka dawcy (tkanka DSAEK) zastępuje chorą część rogówki biorcy (1i).
6. Pacjent ma chorą tylną część rogówki, która wymaga usunięcia.
7. Chora tylna część rogówki jest nacinana instrumentem wewnątrzgałkowym (odwrócony hak Sinsky'ego) w okręgu o dużej średnicy.
8. Po nacięciu chorej rogówki usuwa się tylną błonę rogówki.
9. Tylną blaszkę dawcy (tkankę DSAEK) umieszcza się w oku biorcy.

Rysunek 2. Tkanka rogówki w pożywce. Tkanka rogówki znajduje się w pożywce konserwującej po pobraniu od dawcy.

Rycina 3. Tkanka rogówki na sztucznej przedniej komorze oka.

1. Tkanka rogówki jest montowana w sztucznej przedniej komorze przed zablokowaniem pierścienia podstawowego lub preparowaniem tkanki.
2. Tkanka rogówki jest montowana w sztucznej przedniej komorze z uszczelnionym pierścieniem blokującym podstawy nad tkanką.

Rysunek 4. Pomiar grubości tkanki rogówki. Grubość rogówki jest sprawdzana przy użyciu sondy do pachymetrii ultradźwiękowej na powierzchni rogówki.

Rysunek 5. Disekcja tkanki rogówki.

1. Ostrze mikrokeratomu umieszczone jest na podstawie z trzpieniem montażowym i ustawione na godzinie piątej.
2. Mikrokeratom zostaje przeprowadzony przez rogówkę w celu wykonania dyssekcji warstwowej.

Rycina 6. Przedni fragment rogówki po sekcji. Przedni fragment rogówki jest wolny po zakończeniu sekcji za pomocą mikrokeratomu.

Rysunek 7. Wypreparowana rogówka w komorze obserwacyjnej. Po zakończeniu dyssekcji rogówka jest przenoszona z powrotem do komory obserwacyjnej w celu transportu.

Rycina 8. Rogówka w opakowaniu do transportu. Rogówka w komorze obserwacyjnej zostaje następnie bezpiecznie zapakowana do transportu do chirurga.

Rysunek 9. Obraz rogówki w OCT. Obraz OCT końcowo wypreparowanej rogówki (w przekroju poprzecznym) pokazuje, że rogówka jest podzielona na dwie połowy. Powierzchnia styku wykazuje silniejszą reflekcję niż otaczająca tkanka, co wskazano strzałką.

Dyskusja

Najwewnętrzna warstwa rogówki, śródbłonek, utrzymuje przejrzystość optyczną rogówki poprzez zapewnienie jej odwodnienia. Liczne stany chorobowe wpływają bezpośrednio na zdrowie i żywotność śródbłonka rogówki, w tym dystrofie, infekcje, procesy zapalne oraz degeneracje. Do niedawna przeszczep rogówki w celu zastąpienia chorobowego śródbłonka wymagał transplantacji pełnej grubości rogówki. W ciągu ostatniej dekady cel ten, przy krótszym czasie rekonwalescencji, udało się osiągnąć dzięki celowej wymianie tylnej części rogówki za pomocą przeszczepu częściowej grubości, takiego jak zabieg DSAEK. Niezależnie od zastosowanej techniki, przeszczepione tkanki muszą zachować zdrowy śródbłonek, aby utrzymać przejrzystość optyczną w przeszczepionej rogówce; w związku z tym wszystkie techniki przetwarzania tkanek obejmują dodatkowe etapy mające na celu ochronę śródbłonka rogówki.

Zautomatyzowana dyssekcja mikrokeratomem jest obecnie standardem przygotowania tkanki rogówki do keratoplastyki śródbłonka. Wykazano, że zastosowanie mikrokeratomu zmniejsza częstotliwość perforacji tkanki dawcy i przyspiesza powrót wzroku w porównaniu z dyssekcją manualną ⁵. Kiedy początkowo wprowadzono metodę DSAEK, niektórzy chirurdzy zakupili sprzęt do mikrokeratomii i przeprowadzali lamellarną dyssekcję tkanki dawcy w sali operacyjnej na początku zabiegu. W przypadku niepowodzenia przygotowania tkanki operacja musiała zostać odwołana, co wiązało się z niedogodnościami i kosztami dla pacjenta oraz chirurga. W 2006 roku banki tkanek oka zaczęły wykonywać dyssekcję mikrokeratomem w warunkach zewnętrznych („off site”), w kontrolowanym środowisku laboratorium banku tkanek, na dzień przed operacją ¹². Jeśli przygotowanie tkanki w takich warunkach nie powiedzie się, istnieje czas na przeprowadzenie kolejnej dyssekcji z wykorzystaniem świeżej tkanki.

Disekcja tylnej lamelli tkanki rogówki dawcy za pomocą mikrokeratomu wymaga delikatnej i precyzyjnej techniki, aby zminimalizować powikłania. Rogówkę należy ostrożnie umieścić na sztucznej przedniej komorze (AAC), aby uniknąć uszkodzenia delikatnych komórek śródbłonka. Po zamontowaniu i wyrównaniu rogówki na AAC, pierścień blokujący musi zostać ustawiony i dopasowany tak, aby zapewnić szczelność, co pozwoli na utrzymanie wysokiego ciśnienia wewnątrz komory i zmniejszy ryzyko zapadnięcia się tkanki podczas dysekcji mikrokeratomem. Aby zapewnić jednorodność cięcia, głowica mikrokeratomu powinna być obracana w sposób stały i płynny. Po zakończeniu dysekcji z tkanką należy ponownie obchodzić się ostrożnie, aby zminimalizować uszkodzenia komórek śródbłonka. Ponadto kluczowe jest potwierdzenie, że cięcie lamellarne jest centryczne i kompletne, aby upewnić się, że tylna lamella będzie odpowiednia do wykorzystania w zabiegu chirurgicznym ¹³.

Perforacja rogówki dawcy jest poważnym powikłaniem tej procedury; staje się ono rzadsze wraz z nabywaniem doświadczenia. Jeśli podczas przejść mikrokeratomu dochodzi do powtarzających się perforacji, ważne jest sprawdzenie wielu etapów procedury. Rogówka musi być prawidłowo zamocowana i wyrównana w AAC. Przed przejściem mikrokeratomu należy uzyskać szczelne zamknięcie i wysokie ciśnienie, które muszą być utrzymywane przez cały czas trwania procedury. Okazyjnie na brzegu twardówki pozostaje resztka spojówki, którą należy wyciąć przed zamocowaniem. Ostrze mikrokeratomu powinno być ostre i pozbawione wyszczerbień. Należy dobrać odpowiednią grubość głowicy mikrokeratomu w oparciu o szacowaną grubość rogówki. Głowica mikrokeratomu musi oscylować prawidłowo przed wykonaniem cięcia. W przypadku dalszych problemów z tą techniką należy skonsultować się z dostawcą mikrokeratomu, aby zweryfikować, czy cały sprzęt działa prawidłowo.

Nawet przy idealnym wykonaniu technika ta posiada pewne ograniczenia. Głowice mikrokeratomu są dostępne w wersjach umożliwiających wycięcie tkanki rogówki o różnej grubości; jednak zależność między głowicą mikrokeratomu a końcową grubością tkanki jest niedokładna, a ta sama głowica może zapewnić szeroki zakres końcowych grubości tkanki ⁷. Ponadto istnieje znacząca krzywa uczenia się, a komplikacje podczas przygotowania występują częściej u nowych użytkowników. Wykonywanie sekcji lamelarnej w warunkach banku oczu pozwala przeszkolonym technikom, którzy przeprowadzają ten zabieg wielokrotnie w ciągu dnia, na zoptymalizowanie swojej techniki, co minimalizuje komplikacje wynikające z braku doświadczenia.

Istnieją modyfikacje techniki preparowania rogówki za pomocą mikrokeratomu w endotelialnej keratoplastyce. Niektórzy preferują stosowanie materiału wiskoelastycznego lub mediów do przechowywania rogówki zamiast zrównoważonego roztworu soli pod guzikiem rogówki w sztucznej przedniej komorze, aby zapewnić lepszą ochronę śródbłonka rogówki. Istnieją również warianty metody określania miejsca, w którym należy rozpocząć nacięcie mikrokeratomem. Różne banki tkanek i różni chirurdzy rogówki mogą mieć szczególne preferencje dotyczące sposobu znakowania rogówki w celu identyfikacji przedniej czapeczki rogówki lub orientacji warstwy tylnej. Należy zauważyć, że producenci oferują sprzęt podobny do tego, który został użyty w niniejszym protokole. Niezależnie od stosowanego sprzętu, należy przestrzegać instrukcji konkretnego producenta.

Niezawodne przygotowanie wyciętej tkanki rogówki przez banki tkanek do zabiegu DSAEK przyczyniło się do powszechnego przyjęcia tej stosunkowo nowej techniki chirurgicznej. Gdy chirurdzy zyskali pewność co do jakości pracy banków tkanek wykonujących „pierwszy krok” w transplantacji rogówki – a mianowicie przygotowanie tkanki – wiele praktycznych ograniczeń związanych z DSAEK zostało wyeliminowanych. Banki tkanek stały się w stanie niezawodnie zaspokajać zapotrzebowanie na przetworzoną tkankę, zapewniając bezpieczne, skuteczne i terminowe dostawy tkanek dawców. Wysokiej jakości tkanki do DSAEK mogą być obecnie zamawiane z wyprzedzeniem, co przełożyło się na skrócenie czasu pracy na sali operacyjnej oraz zmniejszenie liczby powikłań związanych z przygotowaniem tkanki ^{9, 14-15}.

Niniejszy protokół opisuje przygotowanie przeszczepów DSAEK z perspektywy banku tkanek w kontekście przetwarzania tkanki rogówki od dawcy; technika ta jest jednak bezpośrednio przydatna chirurgom zainteresowanym samodzielnym przygotowaniem lamellarnej tkanki rogówki dawcy, a także osobom zainteresowanym prowadzeniem laboratoryjnych lub klinicznych badań nad lamellarną transplantacją rogówki.

Kierunki rozwoju przygotowywania warstw rogówki obejmują wykorzystanie lasera femtosekundowego do obróbki tkanek, tworzenie „ultra-cienkich” tkanek rogówki DSAEK lub przygotowywanie zwitków śródbłonka rogówki do keratoplastyki błony Descemeta (DMEK). Keratoplastyka śródbłonka jest dziedziną chirurgii w fazie rozwoju, a symbiotyczna relacja między bankiem tkanek a chirurgiem rogówki będzie ewoluować wraz z optymalizacją technik operacyjnych.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Mikrokeratom	Moria	1021174
Podstawa sztucznej przedniej komory	Moria	19161-562
Pokrywa sztucznej przedniej komory	Moria	19172-220
Głowica mikrokeratomu 300	Moria	O304
Głowica mikrokeratomu 350	Moria	N791
Konsola	Moria	19360-3482