Method Article

Ultrafiltracja z przepływem stycznym: "zielona" metoda doboru wielkości i stężenia koloidalnych nanocząstek srebra

DOI:

10.3791/4167

⸱

October 4th, 2012

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry, Wright State University, 2Department of Neuroscience, Cell Biology, and Physiology, Wright State University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ultrafiltracja o przepływie stycznym (TFU) to metoda recyrkulacji stosowana do rozdzielania próbek biologicznych na podstawie wagi. TFU przystosowano do selekcji wielkości (średnica 1-20 nm) i wysokiego stężenia dużej objętości polidyspersyjnych nanocząstek srebra (4 l 15,2 μg ml-1 do 4 ml 8 539,9 μg ml-1) przy minimalnej agregacji.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecnie AgNPs są szeroko stosowane w produkcji produktów konsumenckich,1 środków do dezynfekcji wody,2 środków terapeutycznych,1, 3 i urządzeń biomedycznych4 ze względu na ich silne właściwości przeciwbakteryjne. 3-6 Na te zastosowania nanocząstek duży wpływ ma wielkość AgNP i stan agregacji. Istnieje wiele wyzwań związanych z kontrolowanąprodukcją7 i izolacją4,8 niefunkcjonalizowanych, jednorodnych AgNP, które są wolne od agresywnych chemicznie środków zamykających/stabilizujących lub rozpuszczalników organicznych. 7-13 Ograniczenia wynikają z toksyczności odczynników, wysokich kosztów lub zmniejszonej wydajności metod syntezy lub izolacji AgNP (np. wirowanie, rozpuszczalność zależna od wielkości, chromatografia wykluczająca wielkość itp.). Aby temu zaradzić, wykazaliśmy niedawno, że TFU pozwala na większą kontrolę nad rozmiarem, stężeniem i stanem agregacji Creighton AgNPs (300 ml 15,3 μg ml-1 do 10 ml 198,7 μg ml-1) niż konwencjonalne metody izolacji, takie jak ultrawirowanie. Rozdział 19

TFU to metoda recyrkulacji powszechnie stosowana do izolacji białek, wirusów i komórek na podstawie wagi. 20,21 Krótko mówiąc, próbka cieczy jest przepuszczana przez szereg membran z pustych włókien o wielkości porów w zakresie od 1 000 kD do 10 kD. Mniejsze zawieszone lub rozpuszczone składniki w próbce przejdą przez porowatą barierę wraz z rozpuszczalnikiem (filtratem), podczas gdy większe składniki zostaną zatrzymane (retentat). TFU można uznać za "zieloną" metodę, ponieważ nie uszkadza próbki ani nie wymaga dodatkowego rozpuszczalnika w celu wyeliminowania toksycznego nadmiaru odczynników i produktów ubocznych. Ponadto TFU może być stosowany do wielu różnych nanocząstek, ponieważ dostępne są zarówno filtry hydrofobowe, jak i hydrofilowe.

Dwa główne cele tego badania to: 1) zilustrowanie eksperymentalnych aspektów podejścia TFU poprzez zaproszenie doświadczenia wideo oraz 2) zademonstrowanie wykonalności metody TFU dla większych objętości koloidalnych nanocząstek i mniejszych objętości retentatu. Najpierw zsyntetyzowano niefunkcjonalne AgNP (4 L, 15,2 μg ml-1) przy użyciu dobrze znanej metody Creightona22,23 poprzez redukcję AgNO3 za pomocą NaBH4. Polidyspersyjność AgNP została następnie zminimalizowana za pomocą 3-stopniowego TFU przy użyciu filtra 50 nm (460 cm2) w celu usunięcia AgNP i agregów AgNP większych niż 50 nm, a następnie dwóch filtrów 100 kD (200 cm2 i 20 cm2) w celu zagęszczenia AgNPs. Reprezentatywne próbki scharakteryzowano za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej, spektrofotometrii absorpcyjnej UV-Vis, spektroskopii Ramana i optycznej spektroskopii emisyjnej z plazmą sprzężoną indukcyjnie. Końcowy retentat składał się z wysoko skoncentrowanych (4 ml, 8 539,9 μg ml-1), ale słabo zagregowanych i jednorodnych AgNP o średnicy 1-20 nm. Odpowiada to wydajności koncentracji srebra wynoszącej około 62%.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Synteza koloidalnych AgNPs

Mechanizm reakcji dla metody Creightona (nieco zmodyfikowanej, taniej)22 jest opisany bardzo szczegółowo w informacjach uzupełniających Pavel et.al wraz z niepożądaną reakcją uboczną hydrolizy NaBH4 w temperaturze pokojowej lub wyższej. 23

  1. Czyść wszystkie szklane naczynia przez 12-24 godziny w 10% kąpieli HNO3, następnie przez 4-12 godzin w 1,25 M NaOH w 40% kąpieli etanolowej, a na koniec w autoklawie. Naczynia szklane należy dokładnie spłukać co najmniej pięć razy ultraczystą wodą (17 MΩ lub wyższą) po etapach kąpieli kwasowo-zasadowej.
  2. Przygotować 300 ml 2 mM roztworu NaBH4 i 100 ml 1 mM roztworu AgNO3 przy użyciu autoklalawowanej wody schłodzonej w temperaturze 10 °C. Niższe temperatury zapobiegną reakcji ubocznej NaBH4.
  3. Dodać 300 ml 2 mM roztworu NaBH4 do 500 ml kolby reakcyjnej Erlenmeyera zawierającej mieszadło i owinąć kolbę folią aluminiową, aby zapobiec utlenianiu srebra. Umieścić kolbę w łaźni lodowej na płytce mieszającej i mieszać roztwór z prędkością 325 obr./min przez 10 minut.
  4. Zagruntować biuretę o pojemności 25 ml, spłukując ją pełną kolumną ultraczystej wody. Po zagruntowaniu napełnić biuretę roztworem AgNO3 i owinąć folią aluminiową.
  5. W ciemnym pomieszczeniu dodać 50 ml 1 mM roztworu AgNO3 w szybkości 1 kropli sec-1 do roztworu NaBH4 z ciągłym mieszaniem (Rysunek 1A). Przykryj środkową część aparatu "namiotem foliowym", aby zminimalizować ekspozycję na światło podczas dodawania AgNO3. Dodanie AgNO3 będzie wymagało 30-40 minut. Okresowo uzupełniaj łaźnię lodową.
  6. Po zakończeniu dodawaniaAgNO3 należy uzupełnić łaźnię lodową i kontynuować mieszanie roztworu koloidalnego przez dodatkowe 45-50 minut. Powstawanie koloidalnych AgNPs jest sygnalizowane zmianą barwy z bezbarwnej na złotożółtą, co jest charakterystyczne dla maksimum rezonansu plazmonowego powierzchni AgNP (ryc. 1B).
  7. Po zakończeniu reakcji koloid wstaw do lodówki. Koloidalne partie AgNP mogą być łączone po jednym tygodniu, jeśli koloid pozostał stały, tj. roztwór koloidalny nie uległ zagregowaniu, a partia została scharakteryzowana za pomocą spektrofotometrii absorpcyjnej UV-Vis i spektroskopii Ramana w celu zidentyfikowania możliwej agregacji lub zanieczyszczeń.

2. Charakterystyka koloidalnych AgNPs

Do charakterystyki AgNP wykorzystano spektrofotometr Cary 50 UV-VIS-NIR (Varian Inc.) oraz system Ramana LabRamHR 800 (Horiba Jobin Yvon, Inc.) wyposażony w konfokalny mikroskop Ramana Olympus BX41. Do zbierania i analizy danych wykorzystano oprogramowanie Cary WinUV, LabSpec v.5 i Origin 8.0.

Uwaga: Parametry akwizycji będą musiały zostać zoptymalizowane pod kątem innych modeli oprzyrządowania.

Wyznaczanie powierzchniowego rezonansu plazmonowego koloidalnych AgNPs za pomocą spektrofotometrii UV-Vis

  1. Napełnij jednorazową kuwetę o długości 1cm3 koloidem Creightona i ultraczystą wodą w stosunku objętościowym 1:10. Napełnij kolejną kuwetę o średnicy 1cm3 ultraczystą wodą, aby uzyskać ślepą korektę linii bazowej. Wytrzyj zewnętrzną część obu kuwet za pomocą Kimwipe.
  2. Ustaw spektrofotometr w trybie absorbancji od minimum Y -0.5 do maksimum Y 1.0. Ustaw okno skanowania X na 200-800 nm i wybierz szybką szybkość skanowania 4,800 nm min-1 z korekcją linii bazowej.
  3. Włóż kuwetę wypełnioną wodą do przyrządu i uruchom skanowanie linii bazowej. W razie potrzeby powtarzaj, aż do uzyskania niezerowej kontroli linii podstawowej.
  4. Zastąp ślepą kuwetę kuwetą na próbkę i rozpocznij skanowanie absorbancji w celu zebrania widma absorpcji UV-VIS próbki koloidalnej (rysunek 1C).

Ze względu na ograniczenie czasowe demonstracji wideo (10-15 min wideo) i ograniczenie miejsca w tekście protokołu (maksymalnie 3 strony), ta eksperymentalna sekcja nie zostanie nagrana na wideo.

  1. Ustaw ustawienia parametrów przyrządu w następujący sposób: źródło wzbudzenia (632,8 nm He-Ne), filtr (brak filtra, moc lasera na próbce ~ 17 mW), otwór konfokalny (300 μm), spektrometr (730 cm-1), siatka holograficzna (600 rowków/mm), soczewka obiektywu (obiektyw powietrzny o dużej odległości roboczej 50x), czas ekspozycji (30 s) i cykle akumulacji (5).
  2. Za pomocą czystej pipety napełnij koloidem kuwetę kwarcową o pojemności 2 ml i delikatnie włóż korek. Użyj Kimwipe, aby usunąć odciski palców, smugi lub koloidy z powierzchni kuwety. Znacznie obniż stolik mikroskopu. Wybierz soczewkę obiektywu 50x i umieść kuwetę na stoliku.
  3. Skoncentruj wiązkę lasera na koloidzie AgNP bezpośrednio pod wewnętrzną ścianką kuwety, korzystając z trybu wideo instrumentu i kamery Olympus. Wyłącz światła w pomieszczeniu i uzyskaj widmo Ramana (rysunek 1D).

3. Wybór wielkości i stężenie koloidalnych AgNPs za pomocą ultrafiltracji o przepływie stycznym (TFU)

System filtrowania KrosFlo II Research (Spectrum Laboratories, Rancho Dominguez, CA) został użyty w celu ograniczenia polidyspersyjności AgNP i jej koncentracji (Rysunek 2). Trzy etapy procesu TFU to: (1) wybór wielkości AgNP i agregatów AgNP o średnicy 50 nm i większej przy użyciu modułu polisulfonowego MidiKros 50 nm (460 cm2), 2) wybór wielkości i stężenie AgNP o średnicy 1-20 nm przy użyciu filtra MidiKros 100 kD (200 cm2) oraz (3) dalsza redukcja objętości za pomocą filtra polisulfonowego MicroKros 100 kD (20 cm2) (Rysunek 3).

Krok 1

  1. Podłączyć rurkę zasilającą MasterFlex w rozmiarze 17 do pompy perystaltycznej zgodnie z rysunkiem 2A. Do konfiguracji potrzebne będzie złącze Y i złącze rurowe. Podłącz rurkę do modułu MidiKros 50 nm. Pamiętaj, aby zabezpieczyć rurki do filtrowania za pomocą opasek zaciskowych. Wybierz rozmiar rurki 17 za pomocą przycisku ROZMIAR.
  2. Wybierz kierunek pompy w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara za pomocą przycisku DIR. Upewnij się, że przycisk MODE jest w pozycji INT.
  3. Zmniejsz szybkość pompowania do poziomu poniżej 300 ml min-1 przed uruchomieniem pompy. Szybkość pompy należy dostosować do rozmiaru używanej rurki. Powinno to być małe ustawienie, aby umożliwić operatorowi szybką reakcję na potencjalne wycieki, ale wystarczająco duże, aby nadal miało wpływ na zalanie systemu. Aby wytworzyć podciśnienie potrzebne do wciągnięcia koloidu ze zbiornika do rurki i filtra, należy przeciąć rurkę prowadzącą od dolnej części filtra do górnej części złącza Y pośrodku rurki.
  4. Umieść odcinek rurki prowadzącej od filtra w butelce zbiornika i clamp dolną część rurki w pobliżu złącza Y za pomocą clamp lub ręcznie. Włącz pompę. Wytworzone podciśnienie powinno rozpocząć zasysanie koloidu.
  5. Gdy ciecz zacznie swobodnie przepływać przez rurkę, wyłącz pompę, połącz uszkodzony odcinek rurki ze złączem rurki i zabezpiecz opaskami zaciskowymi. Ponownie włącz pompę i kontynuuj filtrację.
  6. Sprawdź obwód rurki pod kątem wycieków. Jeśli zostanie znaleziony wyciek, napraw wyciek, regulując złączkę lub ponownie zabezpieczając opaską zaciskową. Gdy system przewodów jest szczelny, natężenie przepływu pompy można zwiększyć do nie więcej niż 700 ml min-1. Ta wartość wydajności pompy powinna być zoptymalizowana w zależności od rozmiaru rurki, aby uniknąć awarii przewodu. Kontynuuj filtrację, aż płyn w butelce ze zbiornikiem wyczerpie się prawie do zera.
  7. Po zakończeniu filtracji zebrać filtrat zawierający AgNP o średnicy 50 nm i mniejszej. Retentat można zapisać do dalszej analizy zgodnie z konkretnym zastosowaniem AgNP.

Krok 2

  1. Przed zainstalowaniem filtra MidiKros 100 kD przepłucz rurkę 2% HNO3 i ultraczystą wodą, używając tej samej konfiguracji, co w przypadku modułu 50 nm.
  2. Powtórz krok 3.3 przy użyciu modułu 100 kD MidiKros.
  3. Po zakończeniu filtracji zebrać zawartość rurki i filtra (retentat 100 kD). Objętość powinna wynosić około 50 ml.

Krok 3

  1. Podłączyć rurkę MasterFlex w rozmiarze 14 i FILTR MicroKros 100 kD do pompy perystaltycznej zgodnie z rysunkiem 2B. Zabezpiecz wszystkie połączenia opaskami zaciskowymi. Wybierz rozmiar rurki 14 na pompie za pomocą przycisku SIZE i zmniejsz szybkość pompowania do 30 ml min-1.
  2. Rozpocznij proces filtracji. Sprawdź obwód rurki pod kątem wycieków. Jeśli zostanie znaleziony wyciek, napraw wyciek, regulując złączkę lub ponownie zabezpieczając opaską zaciskową.
  3. Gdy system przewodów jest szczelny, natężenie przepływu pompy można zwiększyć do nie więcej niż 90 ml min-1. Kontynuuj filtrację, aż płyn pozostały w butelce zbiornika będzie zawierał minimalną ilość koncentratu.
  4. Pozostałą zawartość rurki i filtra można zebrać do butelki ze zbiornikiem, wyjmując rurkę do karmienia z butelki, gdy pompa nadal pracuje. Gdy rurka i zawartość filtra znajdą się w butelce zbiornika, pompę można wyłączyć.

4. Kwantyfikacja ilości srebra w koloidalnych AgNP za pomocą optycznej spektroskopii emisyjnej z indukcyjnie sprzężoną plazmą (ICP-OES)

Każda próbka koloidalna została chemicznie strawiona, a ilość srebra została określona ilościowo przez ICP-OES za pomocą spektrometru A 710E (Varian Inc.). Krzywa kalibracyjna regresji liniowej dla srebra (rysunek 4) została skonstruowana przy użyciu ośmiu wzorców srebra (0, 3, 7, 10, 15, 25, 50 i 100 μg L-1), które zostały przygotowane z wzorca srebra 10 000 μg ml-1 do analizy metali śladowych (Ultra Scientific).

  1. Próbki należy poddać chemicznemu trawieniu przy użyciu HNO3. Reprezentatywnymi próbkami są oryginalny koloid (etap 1), filtrat 50 nm (etap 1), retentat 100 kD (etap 2) i końcowy retentat 100 kD (etap 3) (rysunek 3).
  2. Próbki należy rozcieńczyć 2% HNO3 przy użyciu następujących proporcji objętościowych: 1:1000 dla oryginalnego koloidu, 1:1000 dla filtratu 50 nm, 1:25 000 dla pierwszego retentatu 100 kD i 1:250 000 dla końcowego retentatu 100 kD. Aby zapobiec wypłukiwaniu srebra, wszystkie próbki należy przechowywać w pojemnikach z polipropylenu o niskiej gęstości.
  3. Ustaw parametry przyrządu ICP-OES w następujący sposób: długość fali dla Ag (328,068 nm), moc (1,20 kW), przepływ plazmy (15,0 L min-1), przepływ pomocniczy (1,50 l min-1) i ciśnienie nebulizatora (200 kPa).
  4. Każdą próbkę należy odmierzyć trzykrotnie z czasem powtórzenia wynoszącym 10 s. Należy zastosować czas stabilizacji między pomiarami wynoszący 15 sekund i 30-sekundowe opóźnienie pobierania próbki. Między każdą próbką należy wprowadzić ślepą próbę metody w celu zmniejszenia potencjalnego zanieczyszczenia krzyżowego.

5. Rozkład wielkości koloidalnych AgNP za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej (TEM)

A Phillips EM 208S TEM został użyty do wizualizacji koloidalnych AgNPs. Mikrofotografie elektronowe zostały wykonane za pomocą kamery Gatan Bioscan o wysokiej rozdzielczości i przeanalizowane w oprogramowaniu ImageJ. 24

  1. Rozcieńczyć próbkę retentatu o stężeniu 100 kD wodą ultraczystą (stosunek objętościowy 1:100). Umieścić 20 μl oryginalnego koloidu i rozcieńczonego retentatu 100 kD (etap 3) na 300-siatkowych złotych siatkach pokrytych formvarem (Nauka o Mikroskopii Elektronowej). Pozostawić kratki do wyschnięcia w eksykatorze. Wyświetl w ciągu jednego dnia.
  2. Ustaw potencjał przyspieszający przyrządu TEM na 70 kV, aby uwidocznić AgNPs. Uchwyć mikrofotografie elektronowe (rysunek 5) za pomocą kamery o wysokiej rozdzielczości i zapisz je w formacie tiff (tagged image files format).

6. Reprezentatywne wyniki

Synteza i charakterystyka koloidalnych AgNPs

Cztery litry koloidalnych AgNPs Creightona zostały pomyślnie zsyntetyzowane przy użyciu konfiguracji pokazanej na rysunku 1A. Końcowy koloid miał charakterystyczny złocistożółty kolor (ryc. 1B). 22, 23 Widmo absorpcyjne UV-Vis tego koloidu miało typowy ostry, symetryczny powierzchniowy pik plazmonowy (SPR) przy 394 nm (Rysunek 1C). Widmo Ramana oryginalnego koloidu Creightona i końcowego retentatu 100 kD przedstawiało tylko trzy tryby drgań, a mianowicie zginać (1640 cm-1) oraz symetryczne i asymetryczne tryby rozciąganiaH2O(odpowiednio 3245 cm-1 i 3390 cm-1) (Rysunek 1D).

TFU koloidalnych AgNPs

Konfiguracja TFU i schemat 3-etapowego procesu TFU są przedstawione odpowiednio na rysunkach 2 i 3. W kroku 1 zastosowano filtr 50 nm (460 cm2) do wyboru rozmiaru i usunięcia AgNP i agregów AgNP o średnicy 50 nm i większych z oryginalnego koloidu (około 100 ml retentatu 50 nm). Temu etapowi towarzyszyło również niewielkie zmniejszenie objętości z 4 l oryginalnego koloidu do 3,9 l filtratu o długości fali 50 nm. Nie zastosowano etapu płukania wstecznego ani zakłóceń przepływu. Największą redukcję objętości (tj. usuwanie wody) uzyskano w kroku 2, kiedy filtrat o długości fali 50 nm został następnie przepuszczony przez filtr o długości 100 kD (200 cm2). Otrzymany retentat o stężeniu 100 kD miał całkowitą objętość 50 ml. Większość produktów ubocznych syntezy i nadmiaru odczynników została wyeliminowana na tym etapie przez rozpuszczalnik wodny (3.850 ml filtratu 100 kD). Co więcej, stężenie AgNP osiągnięto poprzez dodanie trzeciego etapu filtracji do wcześniej opisanej procedury. 19 W tym kroku 3 filtr o mocy 100 kD o mniejszej powierzchni (20cm2) zmniejszył objętość retentatu o masie 100 kD do 4,0 ml. Pomiary TEM wykażą, że ten końcowy retentat o masie 100 kD składa się głównie z nisko zagregowanych AgNP o średnicy 1-20 nm.

ICP-OES i TEM koloidalnych AgNPs

Krzywa kalibracji regresji liniowej (Rysunek 4) dla srebra została skonstruowana z ośmiu wzorców (0, 3, 7, 10, 15, 25, 50 i 100 μg L-1). Ilość srebra w każdej z czterech reprezentatywnych próbek koloidalnych została następnie określona na podstawie krzywej kalibracyjnej ICP-OES poprzez ekstrapolację: oryginalny koloid (15,2 ppm, rysunek 3A), filtrat 50 nm (14,1 ppm, rysunek 3B), pierwszy retentat 100 kD (683,1 ppm, rysunek 3C) i końcowy retentat 100 kD (8 538,9 ppm, rysunek 3D)). Rzeczywista wydajność 15,2 ppm jest bardzo zbliżona do typowej teoretycznej wydajności 15,4 ppm dla reakcji Creightona. Ekstremalne stężenie AgNPs (4 ml 8 538,9 ppm) zostało odzwierciedlone przez dramatyczną zmianę koloru ze złotożółtego dla oryginalnego koloidu na ciemnobrązowy dla końcowego retentatu 100 kD (ryc. 3, wstawki zdjęć fiolek). Stwierdzono, że jakość filtrów ma kluczowe znaczenie dla procesu TFU, w szczególności dla kroku 1. Końcowe stężenia retentatu wahały się od 3 390,1 ppm do 9 333,3 ppm w zależności od stanu filtrów (mocno eksploatowane w porównaniu z fabrycznie nowe). Jeśli pory membrany zostaną naruszone, AgNP o średnicy mniejszej niż 50 nm również zostaną zatrzymane, a następnie zmniejszą ogólną ilość AgNP zebranych w filtracie. Optymalizacja procesu filtracji w celu uwzględnienia monitorowania ciśnienia i właściwego czyszczenia może wydłużyć żywotność filtrów.

Reprezentatywne mikrofotografie TEM oryginalnego koloidu Creightona i końcowego retentatu 100 kD (krok 3) są pokazane odpowiednio na rysunku 5A i 5C. W stanie niezagregowanym AgNP pojawiają się jako czarne, okrągłe obszary na jasnoszarym tle. Około 800 AgNP zidentyfikowano na mikrofotografiach TEM każdej z dwóch próbek i przeanalizowano je za pomocą oprogramowania Image J. Jedna cząstka została zdefiniowana przez pełny i zamknięty obwód. Wartość progową powierzchni ustalono na poziomie 1,0nm2 zgodnie z rozdzielczością mikrofotografii TEM. Zliczenia AgNP i dane powierzchniowe zostały następnie wyeksportowane do programu Microsoft Excel, a średnice AgNP zostały ekstrapolowane. Średnią średnicę AgNP w oryginalnym koloidzie i końcowym retentacie 100 kD określono odpowiednio na 9,3 nm i 11,1 nm. Pomiary średnicy AgNP zostały następnie wyeksportowane do oprogramowania Origin 8.0 i dla każdej próbki skonstruowano histogram rozmiaru TEM (rysunek 5B i 5D).

figure-protocol-1
Rysunek 1. A) Układ syntezy, B) Charakterystyczny kolor, C) Widmo absorpcyjne UV-Vis oraz D) Widmo Ramana koloidalnych AgNP Creightona.

figure-protocol-2
Rysunek 2. Konfiguracja doświadczalna TFU dla A) kroków 1 i 2: I) Zbiornik zawierający koloidalne AgNP Creightona. II) Zbiornik do zbierania filtratu. III) Złącze Y w przewodach. IV) Głowica pompy perystaltycznej. V) Filtr Midi Kros 50 nm lub 100 kD. B) krok 3: I) Zbiornik zawierający koloidalne AgNP Creightona. II) Zbiornik do zbierania filtratu. III) Filtr Micro Kros 100 kD.

figure-protocol-3
Rysunek 3. Schemat blokowy przedstawiający proces TFU. Niebieskie zacienione pola oznaczają koloidalne zawiesiny AgNP pobrane do dalszej analizy. Fotografie fiolki pokazują A) oryginalną partię koloidu, B) filtrat 50 nm pobrany po przetworzeniu oryginalnego koloidu przez filtr 50 nm (460 cm2), C) pierwszy retentat 100 kD otrzymany po zmniejszeniu objętości przy użyciu filtra 100 kD Midi Kros (200 cm2), oraz D) końcowy retentat 100 kD wynikający z redukcji objętości przy użyciu filtra Micro Kros 100 kD (20 cm2). Przefiltrat o mocy 100 kD wygląda jak woda.

figure-protocol-4
Rysunek 4. Kalibracja liniowa ICP-OES wykonana przy użyciu ośmiu srebrnych wzorców: 0, 3, 7, 10, 15, 25, 50 i 100 μg L-1.

figure-protocol-5
Rysunek 5. Mikrofotografie TEM A) oryginalnych AgNP Creightona i C) końcowego retentatu 100 kD (skala wynosi 100 nm). Histogramy wielkości TEM skonstruowane przez analizę około 800 AgNP dla B) oryginalnych AgNP Creightona i D) końcowego retentatu 100 kD. Wstawka na rysunku 5B pokazuje rozszerzony zakres rozmiarów 41-75 nm dla celów porównawczych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą postać.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Spektrofotometria absorpcyjna UV-VIS i spektroskopia Ramana koloidalnych AgNP

Powszechnie wiadomo, że liczba pików powierzchniowego rezonansu plazmonowego w widmie absorpcyjnym koloidu zmniejsza się wraz ze wzrostem symetrii AgNPs. Dodatkowo agregacja AgNP prowadzi do pojawienia się szerszych lub przesuniętych ku czerwieni pików. 25,26 Obecność pojedynczego, ostrego i symetrycznego piku SPR przy długości fali 394 nm wskazuje na małe, kuliste AgNP o umiarkowanej agregacji i rozkładzie ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Z wdzięcznością dziękujemy za finansowanie z Narodowej Fundacji Nauki poprzez NUE in Engineering i programy konsorcjum LEADER.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Azotan srebra (AgNO3)Acros Organics Inc.CAS: 7761-88-8
Borowodorek sodu (NaBH4)Acros Organics Inc.CAS: 16940-66-2
Kwas azotowy (HNO3, Optima)Fisher Scientific Inc.A467-1Gatunek metalu śladowego do analizy ICP
10 000 μ g ml-1 srebrny standard, EnviroConcentrateUltra ScientificUS-IAA-047
KrosFlo Research IIi System filtracji z przepływem stycznymSpectrum Laboratories Inc.SYR2-U20-01N
0.05 μ m PS (0,5 mm) 460 cm2Spectrum Laboratories Inc.X30S-900-02N
Midi 100 kD PS 200 cm2Spectrum Laboratories Inc.X3-100S-901-02N
Micro100 kD PS 20 cm2Spectrum Laboratories Inc.X1AB-300-10N
Rurka MasterFlex C-Flex L/S Rozmiar 17 Cole-Palmer Instrument Co.06424-17
Przewód MasterFlex C-Flex L/S Rozmiar 14 Cole-Palmer Instrument Co.06424-14
Spektrofotometr Cary 50 UV-VIS-NIR VarianInc.
System LabRam HR 800Horiba Jobin Yvon Inc.
Varian 710ES ICP-– SVarian Inc.

Tabela 1. Specyficzne odczynniki i sprzęt.

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. The Project on Emerging Nanotechnologies. , Available from: http://www.nanotechproject.org/inventories/consumer/analysis_draft (2011).
  2. Savage, N., Diallo, M. S. Nanomaterials and Water Purification: Opportunities and Challenges. Journal of Nanoparticle Research. 7, 331-342 (2005).
  3. Jain, J. Silver Nanoparticles in Therapeutics: Development of an Antimicrobial Gel Formulation for Topical Use. Mol. Pharmaceutics. 6, 1388-1401 (2009).
  4. Dal Lago, V., Franca, dO., de, A. G., Kobarg, J., Borba Cardoso, M. Size-selective silver nanoparticles: future of biomedical devices with enhanced bactericidal properties. J. Mater. Chem. 21, 12267-12273 (2011).
  5. Panacek, A. Silver Colloid Nanoparticles: Synthesis, Characterization, and Their Antibacterial Activity. J. Phys. Chem. B. 110, 16248-16253 (2006).
  6. Elechiguerra, J. Interaction of silver nanoparticles with HIV-1. Journal of Nanobiotechnology. 3, 6(2005).
  7. Jana, N. R., Sau, T. K., Pal, T. Growing Small Silver Particle as Redox Catalyst. J. Phys. Chem. B. 103, 115-121 (1999).
  8. Tolaymat, T. M. An evidence-based environmental perspective of manufactured silver nanoparticle in syntheses and applications: A systematic review and critical appraisal of peer-reviewed scientific papers. Sci. Total Environ. 408, 999-1006 (2010).
  9. Willets, K. Surface-enhanced Raman scattering (SERS) for probing internal cellular structure and dynamics. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 394, 85-94 (2009).
  10. Novak, J. P., Nickerson, C., Franzen, S., Feldheim, D. L. Purification of Molecularly Bridged Metal Nanoparticle Arrays by Centrifugation and Size Exclusion Chromatography. Anal. Chem. 73, 5758-5761 (2001).
  11. Hossain, M. K., Kitahama, Y., Huang, G. G., Han, X., Ozaki, Y. Surface-enhanced Raman scattering: realization of localized surface plasmon resonance using unique substrates and methods. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 394, 1747-1760 (2009).
  12. Henglein, A., Giersig, M. Formation of Colloidal Silver Nanoparticles: Capping Action of Citrate. J. Phys. Chem. B. 103, 9533-9539 (1999).
  13. Sapsford, K. E., Tyner, K. M., Dair, B. J., Deschamps, J. R., Medintz, I. L. Analyzing Nanomaterial Bioconjugates: A Review of Current and Emerging Purification and Characterization Techniques. Anal. Chem. 83, 4453-4488 (2011).
  14. Al-Somali, A., Krueger, K. M., Falkner, J. C., Colvin, V. L. Recycling Size Exclusion Chromatography for the Analysis and Separation of Nanocrystalline Gold. Anal. Chem. 76, 5903-5910 (2004).
  15. Hanauer, M., Pierrat, S., Zins, I., Lotz, A., Sonnichsen, C. Separation of Nanoparticles by Gel Electrophoresis According to Size and Shape. Nano Lett. 7, 2881-2885 (2007).
  16. Sweeney, S. F., Woehrle, G. H., Hutchison, J. E. Rapid Purification and Size Separation of Gold Nanoparticles via Diafiltration. J. Am. Chem. Soc. 128, 3190-3197 (2006).
  17. Clarke, N. Z., Waters, C., Johnson, K. A., Satherley, J., Schiffrin, D. J. Size-Dependent Solubility of Thiol-Derivatized Gold Nanoparticles in Supercritical Ethane. Langmuir. 17, 6048-6050 (2001).
  18. Schaaff, T. G. Isolation of Smaller Nanocrystal Au Molecules: Robust Quantum Effects in Optical Spectra. J Phys Chem B. 101, 7885-7891 (1997).
  19. Trefry, J. C. Size Selection and Concentration of Silver Nanoparticles by Tangential Flow Ultrafiltration for SERS-Based Biosensors. J. Am. Chem. Soc. 132, 10970-10972 (2010).
  20. Bhattacharjee, S., Bhattacharjee, C., Datta, S. Studies on the fractionation of & beta-lactoglobulin from casein whey using ultrafiltration and ion-exchange membrane chromatography. J. Membr. Sci. 275, 141-150 (2006).
  21. Eppler, A., Weigandt, M., Schulze, S., Hanefeld, A., Bunjes, H. Comparison of different protein concentration techniques within preformulation development. Int. J. Pharm. 421, 120-129 (2011).
  22. Creighton, J. A., Blatchford, C. G., Albrecht, M. G. Plasma resonance enhancement of Raman scattering by pyridine adsorbed on silver or gold sol particles of size comparable to the excitation wavelength. J. Chem. Soc. Faraday Trans. 2, 790-798 (1979).
  23. Pavel, I. E. Estimating the Analytical and Surface Enhancement Factors in Surface-Enhanced Raman Scattering (SERS): A Novel Physical Chemistry and Nanotechnology Laboratory Experiment. J. Chem. Educ. , (2011).
  24. Rasband, W. S. ImageJ. , National Institutes of Health. Bethesda, Maryland, USA. Available from: http://imagej.nih.gov/ij (1997).
  25. Kelly, K. L., Coronado, E., Zhao, L. L., Schatz, G. C. The Optical Properties of Metal Nanoparticles: The Influence of Size, Shape, and Dielectric Environment. J. Phys. Chem. B. 107, 668-677 (2003).
  26. Śileikaitċ, A., Prosyčevas, I., Puišo, J., Juraitis, A., Guobienċ, A. Analysis of Silver Nanoparticles Produced by Chemical Reduction of Silver Salt Solution. Mater. Sci. (Medziagotyra). 12, 287-291 (2006).
  27. Lewis, L. N. Chemical catalysis by colloids and clusters. Chem. Rev. 93, 2693-2730 (1993).
  28. Li, Y., Wu, Y., Ong, B. S. Facile Synthesis of Silver Nanoparticles Useful for Fabrication of High-Conductivity Elements for Printed Electronics. J. Am. Chem. Soc. 127, 3266-3267 (2005).
  29. Sun, Y., Xia, Y. Shape-Controlled Synthesis of Gold and Silver Nanoparticles. Science. 298, 2176-2179 (2002).
  30. Han, X., Zhao, B., Ozaki, Y. Surface-enhanced Raman scattering for protein detection. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 394, 1719-1727 (2009).
  31. Pavel, I. Label-Free SERS Detection of Small Proteins Modified to Act as Bifunctional Linkers. J. Phys. Chem. C. 112, 4880-4883 (2008).
  32. Ladner, D. A., Steele, M., Weir, A., Hristovski, K., Westerhoff, P. Functionalized nanoparticle interactions with polymeric membranes. J. Hazard. Mater. , (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Tangential Flow UltrafiltrationSilver NanoparticlesSize SelectionNanoparticle ConcentrationTransmission Electron MicroscopyUV Vis SpectroscopyICP OES AnalysisColloidal SilverNanoparticle IsolationGreen Method

Related Articles