Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ultrafiltracja przepływem stycznym: „zielona” metoda selekcji rozmiaru i zagęszczania koloidalnych nanocząstek srebra

17.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/4167

⸱

4 października 2012

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry, Wright State University, 2Department of Neuroscience, Cell Biology, and Physiology, Wright State University

W tym artykule

Podsumowanie

Ultrafiltracja przepływem stycznym (TFU) to metoda recyrkulacji stosowana do separacji próbek biologicznych na podstawie masy. Metodę TFU zaadaptowano w celu selekcji rozmiarów (średnica 1-20 nm) i silnego zagęszczenia dużej objętości polidyspersyjnych nanocząsteczek srebra (z 4 L o stężeniu 15.2 μg ml-1 do 4 ml o stężeniu 8,539.9 μg ml-1) przy minimalnej agregacji.

Streszczenie

Obecnie AgNP są szeroko stosowane w produkcji produktów konsumpcyjnych,1 środków do dezynfekcji wody,2 leków,1, 3 oraz urządzeń biomedycznych4 ze względu na ich silne właściwości przeciwdrobnowe.3-6 Zastosowania tych nanocząstek są w dużym stopniu zależne od rozmiaru i stanu agregacji AgNP. Wiele wyzwań wiąże się z kontrolowanym wytwarzaniem7 oraz izolacją opartą na rozmiarze4,8 niefunkcjonalizowanych, jednorodnych AgNP, które są wolne od chemicznie agresywnych środków cappingowych/stabilizujących lub rozpuszczalników organicznych.7-13 Ograniczenia wynikają z toksyczności odczynników, wysokich kosztów lub obniżonej wydajności metod syntezy lub izolacji AgNP (np. wirowania, rozpuszczalności zależnej od rozmiaru, chromatografii wykluczania cząsteczkowego itp.).10,14-18 Aby temu zaradzić, wykazaliśmy ostatnio, że TFU pozwala na większą kontrolę nad rozmiarem, stężeniem i stanem agregacji AgNP Creightona (od 300 ml o stężeniu 15,3 μg ml-1 do 10 ml o stężeniu 198,7 μg ml-1) niż konwencjonalne metody izolacji, takie jak ultrawirowanie.19

TFU to metoda recyrkulacyjna powszechnie stosowana do izolacji białek, wirusów i komórek w oparciu o ich masę cząsteczkową.20,21 W skrócie, ciekła próbka jest przepuszczana przez szereg membran z włókien kapilarnych o rozmiarze porów od 1 000 kD do 10 kD. Mniejsze składniki zawieszone lub rozpuszczone w próbce przenikają przez porowatą barierę wraz z rozpuszczalnikiem (filtrat), podczas gdy większe składniki zostają zatrzymane (retentat). TFU można uznać za metodę „ekologiczną”, ponieważ nie uszkadza ona próbki i nie wymaga dodatkowego rozpuszczalnika do usunięcia toksycznych nadmiarów reagentów oraz produktów ubocznych. Co więcej, TFU można zastosować do szerokiej gamy nanocząsteczek, ponieważ dostępne są filtry zarówno hydrofobowe, jak i hydrofilowe.

Dwoma głównymi celami niniejszego badania były: 1) przedstawienie aspektów eksperymentalnych podejścia TFU za pomocą filmu instruktażowego oraz 2) wykazanie wykonalności metody TFU dla większych objętości koloidalnych nanocząstek i mniejszych objętości retentatu. W pierwszej kolejności zsyntetyzowano niefunkcjonalizowane AgNPs (4 L, 15,2 μg ml-1) z wykorzystaniem uznanej metody Creightona22,23 poprzez redukcję AgNO3 za pomocą NaBH4. Następnie zminimalizowano polidysperyjność AgNPs za pomocą 3-etapowego procesu TFU, stosując filtr 50-nm (460 cm2) w celu usunięcia AgNPs i agregatów AgNPs o rozmiarach większych niż 50 nm, a następnie dwa filtry 100-kD (200 cm2 i 20 cm2) w celu skoncentrowania AgNPs. Reprezentatywne próbki scharakteryzowano za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej, spektrofotometrii absorpcyjnej UV-Vis, spektroskopii Ramana oraz spektrometrii emisyjnej z indukcyjnie sprzężoną plazmą. Końcowy retentat składał się z wysoce skoncentrowanych (4 ml, 8 539,9 μg ml-1), a jednocześnie słabo zagregowanych i jednorodnych AgNPs o średnicy 1-20 nm. Odpowiada to wydajności stężenia srebra na poziomie około 62%.

Protokół

1. Synteza koloidalnych AgNP

Mechanizm reakcji dla metody Creightona (lekko zmodyfikowanej, niedrogiej)22 został szczegółowo opisany w informacjach uzupełniających do publikacji Pavel et al., wraz z niepożądaną reakcją uboczną hydrolizy NaBH4 w temperaturze pokojowej lub wyższej.23

  1. Wszystkie szklane naczynia należy myć przez 12-24 h w kąpieli z 10% HNO3, następnie przez 4-12 h w kąpieli z 1,25 M NaOH w 40% etanolu, a na koniec poddać autoklawowaniu. Po etapach kąpieli w kwasie i zasadzie szkło należy dokładnie wypłukać co najmniej pięciokrotnie wodą ultrapure (17 MΩ lub wyżej).
  2. Przygotować 300 ml 2 mM roztworu NaBH4 oraz 100 ml 1 mM roztworu AgNO3, używając wody autoklawowanej schłodzonej do 10 °C. Niższe temperatury zapobiegną reakcjom ubocznym NaBH4.
  3. Do kolby Erlenmeyera o pojemności 500 ml zawierającej mieszadło magnetyczne dodać 300 ml 2 mM roztworu NaBH4, a następnie owinąć kolbę folią aluminiową, aby zapobiec utlenianiu srebra. Kolbę umieścić w łaźni lodowej na mieszadle magnetycznym i mieszać roztwór z prędkością 325 rpm przez 10 min.
  4. Przygotować biuret o pojemności 25 ml, przepłukując go pełną objętością wody ultrapure. Po przepłukaniu napełnić biuret roztworem AgNO3 i owinąć go folią aluminiową.
  5. W ciemni dodawać 50 ml 1 mM roztworu AgNO3 do roztworu NaBH4 z prędkością 1 kropla sec-1 przy ciągłym mieszaniu (Rysunek 1A). Środkową część aparatury przykryć „namiotem z folii”, aby zminimalizować ekspozycję na światło podczas dodawania AgNO3. Dodawanie AgNO3 zajmie 30-40 min. Okresowo uzupełniać lód w łaźni.
  6. Po zakończeniu dodawania AgNO3 uzupełnić łaźnię lodową i kontynuować mieszanie roztworu koloidalnego przez kolejne 45-50 min. Powstanie koloidalnych AgNP sygnalizowane jest zmianą barwy z bezbarwnej na złocistożółtą, co jest charakterystyczne dla maksimum powierzchniowego rezonansu plazmonowego AgNP (Rysunek 1B).
  7. Po zakończeniu reakcji koloid należy schłodzić w lodówce. Partie koloidalnych AgNP można łączyć po tygodniu, jeśli koloid pozostał stabilny, i.e., roztwór koloidalny nie uległ agregacji, a partia została scharakteryzowana za pomocą spektrofotometrii absorpcyjnej UV-Vis oraz spektroskopii Ramanowskiej w celu wykrycia ewentualnej agregacji lub zanieczyszczeń.

2. Charakterystyka koloidalnych AgNP

Do charakterystyki AgNP wykorzystano spektrofotometr Cary 50 UV-VIS-NIR (Varian Inc.) oraz system Raman LabRamHR 800 (Horiba Jobin Yvon, Inc.) wyposażony w konfokalny mikroskop Raman Olympus BX41. Do gromadzenia i analizy danych zastosowano oprogramowanie Cary WinUV, LabSpec v.5 oraz Origin 8.0.

Uwaga: Parametry akwizycji będą wymagały optymalizacji dla innych modeli aparatury.

Oznaczanie rezonansu plazmonowego powierzchni koloidalnych AgNP za pomocą spektrofotometrii UV-Vis

  1. Napełnij jednorazową kuwetę o pojemności 1 cm3 koloidem Creightona i wodą ultrapure w stosunku objętości 1:10. Napełnij drugą kuwetę o pojemności 1 cm3 wodą ultrapure w celu przeprowadzenia korekcji tła (próba ślepa). Przetrzyj zewnętrzne ścianki obu kuwet chusteczką Kimwipe.
  2. Ustaw spektrofotometr w trybie absorbancji w zakresie od minimum Y wynoszącego -0,5 do maksimum Y wynoszącego 1,0. Ustaw okno skanowania X na 200-800 nm i wybierz szybką prędkość skanowania 4 800 nm min-1 z korekcją linii bazowej.
  3. Włóż kuwetę z wodą do urządzenia i wykonaj skanowanie linii bazowej. Powtarzaj czynność w razie potrzeby, aż do uzyskania niezerowej kontroli linii bazowej.
  4. Zastąp kuwetę z próbą ślepą kuwetą z próbką i rozpocznij skanowanie absorbancji w celu zarejestrowania widma absorpcyjnego UV-Vis próbki koloidalnej (Ryc. 1C).

Test czystości koloidalnych AgNP za pomocą spektroskopii Ramana

Ze względu na ograniczenia czasowe demonstracji wideo (film trwający 10-15 min) oraz ograniczenia miejsca w tekście protokołu (maksymalnie 3 strony), ta sekcja eksperymentalna nie zostanie zarejestrowana na wideo.

  1. Ustaw parametry instrumentu w następujący sposób: źródło wzbudzenia (632.8 nm He-Ne), filtr (brak filtra, moc lasera w próbce ~ 17 mW), otwór konfokalny (300 μm), spektrometr (730 cm-1), siatka holograficzna (600 groves/mm), obiektyw (50x z dużym odstępem roboczym, powietrzny), czas ekspozycji (30 s) oraz liczbę cykli akumulacji (5).
  2. Za pomocą czystej pipety napełnij 2 ml kuwetę kwarcową koloidem i delikatnie zamknij ją korkiem. Użyj chusteczki Kimwipe, aby usunąć odciski palców, zabrudzenia lub resztki koloidu z powierzchni kuwety. Znacznie obniż stolik mikroskopu. Wybierz obiektyw 50x i umieść kuwetę na stoliku.
  3. Skup wiązkę lasera na koloidzie AgNP bezpośrednio pod wewnętrzną ścianką kuwety, korzystając z trybu wideo instrumentu i kamery Olympus. Zgaś światło w pomieszczeniu i zarejestruj widmo Ramanowskie (Rycyna 1D).

3. Selekcja rozmiaru i zagęszczanie koloidalnych AgNP za pomocą ultrafiltracji przepływu stycznego (TFU)

Do ograniczenia polidyspersyjności AgNP oraz ich zagęszczenia wykorzystano system filtracyjny KrosFlo II Research (Spectrum Laboratories, Rancho Dominguez, CA) (Rycina 2). Proces TFU składał się z trzech etapów: (1) selekcji wielkościowej AgNP oraz agregatów AgNP o średnicy 50 nm i większych przy użyciu modułu polisulfonowego MidiKros 50 nm (460 cm2), 2) selekcji wielkościowej i zagęszczania AgNP o średnicy 1-20 nm przy użyciu filtra MidiKros 100 kD (200 cm2) oraz (3) dalszej redukcji objętości przy użyciu filtra polisulfonowego MicroKros 100 kD (20 cm2) (Rycina 3).

Krok 1

  1. Podłącz przewód zasilający MasterFlex rozmiaru 17 do pompy perystaltycznej zgodnie z Rysunkiem 2A. Do konfiguracji zestawu będą potrzebne złącze w kształcie litery Y oraz łącznik do przewodów. Podłącz przewód do modułu MidiKros 50-nm. Należy upewnić się, że przewód jest przymocowany do filtra za pomocą opasek zaciskowych. Wybierz rozmiar przewodu 17 za pomocą przycisku SIZE.
  2. Wybierz przeciwny kierunek obrotów pompy za pomocą przycisku DIR. Upewnij się, że przycisk MODE jest ustawiony na INT.
  3. Przed uruchomieniem pompy obniż jej wydajność do poziomu poniżej 300 ml min-1. Wydajność pompy powinna być dostosowana do rozmiaru używanego przewodu. Powinno to być niskie ustawienie, aby operator mógł szybko zareagować na ewentualne wycieki, ale wystarczająco wysokie, aby umożliwić odpowietrzenie systemu. W celu wytworzenia próżni niezbędnej do zassania koloidu z rezerwuaru do przewodu i filtra, przetnij przewód prowadzący z dolnej sekcji filtra do górnej części złącza Y w połowie jego długości.
  4. Umieść odcinek przewodu prowadzący z filtra do butelki z rezerwuarem i zaklemuj dolną sekcję przewodu w pobliżu złącza Y za pomocą zacisku lub ręcznie. Włącz pompę. Wytworzona próżnia powinna rozpocząć syfonowanie koloidu.
  5. Gdy ciecz zacznie swobodnie przepływać przez przewód, wyłącz pompę, połącz przerwany odcinek przewodu za pomocą łącznika i zabezpiecz go opaskami zaciskowymi. Ponownie włącz pompę i kontynuuj filtrację.
  6. Sprawdź obwód przewodów pod kątem nieszczelności. W przypadku wykrycia wycieku, napraw go poprzez regulację złączki lub ponowne zabezpieczenie opaską zaciskową. Po usunięciu wszystkich nieszczelności w systemie przewodów, wydajność pompy można zwiększyć do maksymalnie 700 ml min-1. Wartość wydajności pompy powinna być zoptymalizowana zgodnie z rozmiarem przewodu, aby uniknąć jego uszkodzenia. Kontynuuj filtrację do momentu, aż ciecz w butelce z rezerwuarem zostanie niemal całkowicie zużyta.
  7. Po zakończeniu filtracji zbierz filtrat zawierający AgNPs o średnicy 50-nm i mniejszej. Retentat można zachować do dalszych analiz, zależnie od konkretnego zastosowania AgNP.

Krok 2

  1. Przed instalacją filtra 100-kD MidiKros przepłucz przewody 2% HNO3 oraz wodą ultrapure, korzystając z tej samej konfiguracji co w przypadku modułu 50-nm.
  2. Powtórz krok 3.3, używając modułu 100-kD MidiKros.
  3. Po zakończeniu filtracji zbierz zawartość przewodów i filtra (retentat 100-kD). Objętość powinna wynosić około 50 ml.

Krok 3

  1. Podłączyć wężyk MasterFlex rozmiaru 14 oraz filtr MicroKros FILTER 100-kD do pompy perystaltycznej zgodnie z rysunkami 2B. Wszystkie połączenia zabezpieczyć opaskami zaciskowymi. Wybrać rozmiar wężyka 14 na pompie za pomocą przycisku SIZE i obniżyć prędkość pompowania do 30 ml min-1.
  2. Rozpocząć proces filtracji. Sprawdzić układ wężyków pod kątem nieszczelności. W przypadku stwierdzenia wycieku, usunąć go poprzez wyregulowanie złączki lub ponowne zabezpieczenie opaską zaciskową.
  3. Po upewnieniu się, że układ wężyków jest szczelny, można zwiększyć prędkość przepływu pompy do wartości nieprzekraczającej 90 ml min-1. Kontynuować filtrację do momentu, aż w butelce zbiorniku pozostanie minimalna ilość koncentratu.
  4. Pozostałą zawartość wężyków i filtra można zebrać do butelki zbiornika, wyjmując rurkę doprowadzającą z butelki podczas pracy pompy. Po przelaniu zawartości wężyków i filtra do butelki zbiornika można wyłączyć pompę.

4. Ilościowe oznaczenie zawartości srebra w koloidalnych AgNP metodą spektroskopii emisyjnej z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICP-OES)

Każdą próbkę koloidalną poddano trawieniu chemicznemu, a zawartość srebra oznaczono metodą ICP-OES przy użyciu spektrometru A 710E (Varian Inc.). Liniową krzywą kalibracyjną dla srebra (Rysunek 4>) sporządzono z ośmiu wzorców srebra (0, 3, 7, 10, 15, 25, 50 i 100 μg L-1), które przygotowano z roztworu wzorcowego srebra o stężeniu 10 000 μg ml-1 do analizy śladowych ilości metali (Ultra Scientific).

  1. Próbki należy poddać trawieniu chemicznemu przy użyciu HNO3. Próbki reprezentatywne to pierwotny koloid (krok 1), filtrat 50 nm (krok 1), retentat 100 kD (krok 2) oraz końcowy retentat 100 kD (krok 3) (Rysunek 3).
  2. Próbki należy rozcieńczyć 2% HNO3 w następujących proporcjach objętościowych: 1:1000 dla pierwotnego koloidu, 1:1000 dla filtratu 50 nm, 1:25 000 dla pierwszego retentatu 100 kD oraz 1:250 000 dla końcowego retentatu 100 kD. Aby zapobiec wymywaniu srebra, wszystkie próbki należy przechowywać w pojemnikach z polipropylenu o niskiej gęstości.
  3. Parametry instrumentu ICP-OES należy ustawić w następujący sposób: długość fali dla Ag (328,068 nm), moc (1,20 kW), przepływ plazmy (15,0 L min-1), przepływ pomocniczy (1,50 L min-1) oraz ciśnienie nebulizatora (200 kPa).
  4. Każdą próbkę należy zmierzyć w trzech powtórzeniach z czasem pomiaru 10 s. Należy zastosować 15 s czasu stabilizacji między pomiarami oraz 30 s opóźnienia zasysania próbki. Pomiędzy każdą próbką należy wprowadzić ślepą próbę metody, aby zredukować potencjalną kontaminację krzyżową.

5. Rozkład wielkości koloidalnych AgNP za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej (TEM)

Do wizualizacji koloidalnych AgNPs użyto TEM Phillips EM 208S. Mikrografie elektronowe zarejestrowano za pomocą kamery wysokiej rozdzielczości Gatan Bioscan, a następnie przeanalizowano w oprogramowaniu ImageJ.24

  1. Rozcieńczyć próbkę retentatu 100-kD wodą ultrapure (stosunek objętości 1:100). Nanieść 20 μl pierwotnego koloidu oraz rozcieńczonego retentatu 100-kD (krok 3) na siatki złote pokryte formvarem o gęstości 300-mesh (Electron Microscopy Sciences). Pozostawić siatki do wyschnięcia w eksykatorze. Analizować w ciągu jednego dnia.
  2. Ustawić potencjał przyspieszający instrumentu TEM na 70 kV w celu wizualizacji AgNPs. Wykonać mikrografie elektronowe (Rycina 5) przy użyciu kamery o wysokiej rozdzielczości i zapisać w formacie plików obrazów z tagami (tiff).

6. Reprezentatywne wyniki

Synteza i charakterystyka koloidalnych AgNP

Cztery litry koloidalnych AgNPs Creightona zostały pomyślnie zsyntezowane przy użyciu układu przedstawionego na rycinie 1A. Końcowy koloid miał charakterystyczny złocistożółty kolor (rycina 1B).22, 23 Widmo absorpcyjne UV-Vis tego koloidu wykazało typowy ostry, symetryczny pik powierzchniowego rezonansu plazmonowego (SPR) przy 394 nm (rycina 1C). Widmo Ramana pierwotnego koloidu Creightona oraz końcowego retentatu 100-kD wykazało jedynie trzy mody wibracyjne, mianowicie mod gięcia (1640 cm-1) oraz symetryczny i asymetryczny mod rozciągania H2O (odpowiednio 3245 cm-1 i 3390 cm-1) (rycina 1D).

Analiza TFU koloidalnych AgNPs

Układ TFU oraz schemat 3-etapowego procesu TFU przedstawiono odpowiednio na rycinach 2 i 3. W etapie 1 wykorzystano filtr 50 nm (460 cm2) w celu selekcji rozmiarowej oraz usunięcia AgNP i agregatów AgNP o średnicy 50 nm i większej z pierwotnego koloidu (około 100 ml retentatu 50 nm). Etapowi temu towarzyszyła niewielka redukcja objętości z 4 L pierwotnego koloidu do 3,9 L filtratu 50 nm. Nie stosowano płukania wstecznego ani przerywania przepływu. Największą redukcję objętości (tzn. usunięcie wody) uzyskano w etapie 2, kiedy filtrat 50 nm przepuszczono następnie przez filtr 100 kD (200 cm2). Uzyskany retentat 100 kD miał całkowitą objętość 50 ml. Większość produktów ubocznych syntezy i nadmiaru odczynników została usunięta w tym etapie wraz z rozpuszczalnikiem wodnym (3,850 ml filtratu 100 kD). Ponadto, zagęszczenie AgNP osiągnięto poprzez dodanie trzeciego etapu filtracji do wcześniej opisanej procedury.19 W tym etapie 3, filtr 100 kD o mniejszej powierzchni (20 cm2) zredukował objętość retentatu 100 kD do 4,0 ml. Pomiary TEM wykażą, że ten końcowy retentat 100 kD składa się głównie z AgNP o średnicy 1-20 nm o niskim stopniu agregacji.

Analiza ICP-OES i TEM koloidalnych AgNP

Krzywa kalibracyjna regresji liniowej (Rycina 4) dla srebra została zbudowana na podstawie ośmiu wzorców (0, 3, 7, 10, 15, 25, 50 i 100 μg L-1). Następnie zawartość srebra w każdej z czterech reprezentatywnych próbek koloidalnych została wyznaczona z krzywej kalibracyjnej ICP-OES poprzez ekstrapolację: koloid oryginalny (15,2 ppm, Rycina 3A), filtrat 50-nm (14,1 ppm, Rycina 3B), pierwszy retentat 100-kD (683,1 ppm, Rycina 3C) oraz końcowy retentat 100-kD (8 538,9 ppm, Rycina 3D). Rzeczywista wydajność na poziomie 15,2 ppm jest bardzo bliska typowej wydajności teoretycznej wynoszącej 15,4 ppm dla reakcji Creightona. Ekstremalne stężenie AgNPs (4 ml o stężeniu 8 538,9 ppm) objawiło się gwałtowną zmianą barwy ze złocistożółtej dla koloidu oryginalnego na ciemnobrązową dla końcowego retentatu 100-kD (Rycina 3, wstawki ze zdjęciami fiolek). Stwierdzono, że jakość filtrów ma krytyczne znaczenie dla procesu TFU, w szczególności dla kroku 1. Końcowe stężenia w retentacie wahały się od 3 390,1 ppm do 9 333,3 ppm w zależności od stanu filtrów (silnie zużyte w porównaniu z nowymi). Jeśli pory membrany zostaną uszkodzone, zostaną zatrzymane również AgNPs o średnicach mniejszych niż 50-nm, co w konsekwencji zmniejszy całkowitą ilość AgNPs zebranych w filtracie. Optymalizacja procesu filtracji poprzez wprowadzenie monitorowania ciśnienia i właściwego czyszczenia może wydłużyć żywotność filtrów.

Reprezentatywne mikrografie TEM oryginalnego koloidu Creightona oraz końcowego retentatu 100-kD (krok 3) przedstawiono odpowiednio na Rysunku 5A i 5C. W stanie niezagregowanym AgNP widoczne są jako czarne okrągłe obszary na jaśniejszym, szarym tle. Na mikrografiach TEM z każdej z dwóch próbek zidentyfikowano około 800 AgNP, które przeanalizowano przy użyciu oprogramowania Image J. Pojedynczą cząstkę definiowano jako obszar o pełnym i zamkniętym obwodzie. Zgodnie z rozdzielczością mikrografii TEM, wartość progową pola powierzchni ustawiono na 1.0 nm2. Liczbę AgNP oraz dane dotyczące pola powierzchni wyeksportowano następnie do programu Microsoft Excel i wyznaczono średnice AgNP. Średnią średnicę AgNP w oryginalnym koloidzie oraz w końcowym retentacie 100-kD określono odpowiednio na 9.3 nm i 11.1 nm. Pomiary średnic AgNP wyeksportowano następnie do oprogramowania Origin 8.0 i dla każdej próbki sporządzono histogram wielkości TEM (Rysunek 5B i 5D).

Układ do syntezy chemicznej z analizą spektroskopową; przedstawiono wykresy absorbancji i widma Ramana.
Rycina 1. A) Układ syntezy, B) charakterystyczny kolor, C) widmo absorpcji UV-Vis oraz D) widmo Ramana koloidalnych AgNPs metodą Creightona.

Układ do destylacji próżniowej z pompą perystaltyczną i przewodami; proces ekstrakcji chemicznej; dwa obrazy.
Rysunek 2. Układ eksperymentalny TFU dla A) kroków 1 i 2: I) Zbiornik zawierający koloidalne AgNPs Creightona. II) Zbiornik do zbierania filtratu. III) Połączenie w kształcie litery Y w przewodach. IV) Głowica pompy perystaltycznej. V) Filtr Midi Kros 50-nm lub 100-kD. B) krok 3: I) Zbiornik zawierający koloidalne AgNPs Creightona. II) Zbiornik do zbierania filtratu. III) Filtr Micro Kros 100-kD.

Schemat procesu filtracji koloidalnej z filtrami 50 nm i 100 kD, przedstawiający warianty roztworów.
Rysunek 3. Schemat blokowy przedstawiający proces TFU. Pola zaznaczone na niebiesko oznaczają zawiesiny koloidalne AgNPs pobrane do dalszych analiz. Zdjęcia fiolek przedstawiają A) oryginalną partię koloidu, B) filtrat 50 nm pobrany po przetworzeniu oryginalnego koloidu przez filtr 50 nm (460 cm2), C) pierwszy retentat 100 kD uzyskany po redukcji objętości przy użyciu filtra Midi Kros 100 kD (200 cm2) oraz D) końcowy retentat 100 kD będący wynikiem redukcji objętości przy użyciu filtra Micro Kros 100 kD (20 cm2). Filtrat 100 kD przypomina wodę.

Wykres regresji liniowej intensywności emisji w funkcji stężenia; wykazuje wysoką korelację (R²=0,9998).
Rysunek 4. Liniowa kalibracja ICP-OES wykonana z użyciem ośmiu standardów srebra: 0, 3, 7, 10, 15, 25, 50 i 100 μg L-1.

Rozkład wielkości nanocząsteczek srebra; obrazy TEM z histogramami; wyniki analizy nanomateriału.
Rycina 5. Mikrofotografie TEM A) oryginalnych AgNP Creightona oraz C) końcowego retentatu 100-kD (pasek skali wynosi 100 nm). Histogramy wielkości TEM opracowane na podstawie analizy około 800 AgNP dla B) oryginalnych AgNP Creightona oraz D) końcowego retentatu 100-kD. Wstawka na Rycini 5B przedstawia powiększony zakres wielkości 41-75 nm w celu porównania. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną rycinę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Spektrofotometria absorpcyjna UV-Vis oraz spektroskopia Ramana koloidalnych AgNP

Powszechnie wiadomo, że liczba pików rezonansu plazmonów powierzchniowych w widmie absorpcyjnym koloidu maleje wraz ze wzrostem symetrii AgNPs. Ponadto agregacja AgNP prowadzi do pojawienia się szerszych lub przesuniętych w stronę czerwieni pików.25,26 Obecność pojedynczego, ostrego i symetrycznego piku SPR przy 394 nm świadczy o obecności małych, sferycznych AgNPs o umiarkowanym stopniu agregacji i rozkł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Wyrażamy wdzięczność za finansowanie z Narodowej Fundacji Naukowej (National Science Foundation) w ramach programów NUE in Engineering oraz LEADER Consortium.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Azotan srebra (AgNO₃)3)Acros Organics Inc.CAS: 7761-88-8
borowodorek sodu (NaBH4)Acros Organics Inc.CAS: 16940-66-2
Kwas azotowy (HNO₃)3, Optima)Fisher Scientific Inc.A467-1Stopień czystości trace metal grade do analizy ICP
10,000 μg/ml-1 standard srebrowy, EnviroConcentrateUltra ScientificUS-IAA-047
KrosFlo Research IIi System filtracji przepływu stycznegoSpectrum Laboratories Inc.SYR2-U20-01N
0.05 μm PS (0,5 mm) 460 cm2Spectrum Laboratories Inc.X30S-900-02N
Midi 100 kD PS 200 cm2Spectrum Laboratories Inc.X3-100S-901-02N
Micro 100 kD PS 20 cm2Spectrum Laboratories Inc.X1AB-300-10N
przewód MasterFlex C-Flex L/S rozmiar 17 Cole-Palmer Instrument Co.06424-17
przewody MasterFlex C-Flex L/S rozmiar 14 Cole-Palmer Instrument Co.06424-14
spektrofotometr Cary 50 UV-VIS-NIRVarian Inc.
system LabRam HR 800Horiba Jobin Yvon Inc.
Varian 710ES ICP-–SVarian Inc.

Tabela 1. Specyficzne odczynniki i sprzęt.

Bibliografia

  1. The Project on Emerging Nanotechnologies. , Available from: http://www.nanotechproject.org/inventories/consumer/analysis_draft (2011).
  2. Savage, N., Diallo, M. S. Nanomaterials and Water Purification: Opportunities and Challenges. Journal of Nanoparticle Research. 7, 331-342 (2005).
  3. Jain, J. Silver Nanoparticles in Therapeutics: Development of an Antimicrobial Gel Formulation for Topical Use. Mol. Pharmaceutics. 6, 1388-1401 (2009).
  4. Dal Lago, V., Franca, dO., de, A. G., Kobarg, J., Borba Cardoso, M. Size-selective silver nanoparticles: future of biomedical devices with enhanced bactericidal properties. J. Mater. Chem. 21, 12267-12273 (2011).
  5. Panacek, A. Silver Colloid Nanoparticles: Synthesis, Characterization, and Their Antibacterial Activity. J. Phys. Chem. B. 110, 16248-16253 (2006).
  6. Elechiguerra, J. Interaction of silver nanoparticles with HIV-1. Journal of Nanobiotechnology. 3, 6(2005).
  7. Jana, N. R., Sau, T. K., Pal, T. Growing Small Silver Particle as Redox Catalyst. J. Phys. Chem. B. 103, 115-121 (1999).
  8. Tolaymat, T. M. An evidence-based environmental perspective of manufactured silver nanoparticle in syntheses and applications: A systematic review and critical appraisal of peer-reviewed scientific papers. Sci. Total Environ. 408, 999-1006 (2010).
  9. Willets, K. Surface-enhanced Raman scattering (SERS) for probing internal cellular structure and dynamics. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 394, 85-94 (2009).
  10. Novak, J. P., Nickerson, C., Franzen, S., Feldheim, D. L. Purification of Molecularly Bridged Metal Nanoparticle Arrays by Centrifugation and Size Exclusion Chromatography. Anal. Chem. 73, 5758-5761 (2001).
  11. Hossain, M. K., Kitahama, Y., Huang, G. G., Han, X., Ozaki, Y. Surface-enhanced Raman scattering: realization of localized surface plasmon resonance using unique substrates and methods. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 394, 1747-1760 (2009).
  12. Henglein, A., Giersig, M. Formation of Colloidal Silver Nanoparticles: Capping Action of Citrate. J. Phys. Chem. B. 103, 9533-9539 (1999).
  13. Sapsford, K. E., Tyner, K. M., Dair, B. J., Deschamps, J. R., Medintz, I. L. Analyzing Nanomaterial Bioconjugates: A Review of Current and Emerging Purification and Characterization Techniques. Anal. Chem. 83, 4453-4488 (2011).
  14. Al-Somali, A., Krueger, K. M., Falkner, J. C., Colvin, V. L. Recycling Size Exclusion Chromatography for the Analysis and Separation of Nanocrystalline Gold. Anal. Chem. 76, 5903-5910 (2004).
  15. Hanauer, M., Pierrat, S., Zins, I., Lotz, A., Sonnichsen, C. Separation of Nanoparticles by Gel Electrophoresis According to Size and Shape. Nano Lett. 7, 2881-2885 (2007).
  16. Sweeney, S. F., Woehrle, G. H., Hutchison, J. E. Rapid Purification and Size Separation of Gold Nanoparticles via Diafiltration. J. Am. Chem. Soc. 128, 3190-3197 (2006).
  17. Clarke, N. Z., Waters, C., Johnson, K. A., Satherley, J., Schiffrin, D. J. Size-Dependent Solubility of Thiol-Derivatized Gold Nanoparticles in Supercritical Ethane. Langmuir. 17, 6048-6050 (2001).
  18. Schaaff, T. G. Isolation of Smaller Nanocrystal Au Molecules: Robust Quantum Effects in Optical Spectra. J Phys Chem B. 101, 7885-7891 (1997).
  19. Trefry, J. C. Size Selection and Concentration of Silver Nanoparticles by Tangential Flow Ultrafiltration for SERS-Based Biosensors. J. Am. Chem. Soc. 132, 10970-10972 (2010).
  20. Bhattacharjee, S., Bhattacharjee, C., Datta, S. Studies on the fractionation of & beta-lactoglobulin from casein whey using ultrafiltration and ion-exchange membrane chromatography. J. Membr. Sci. 275, 141-150 (2006).
  21. Eppler, A., Weigandt, M., Schulze, S., Hanefeld, A., Bunjes, H. Comparison of different protein concentration techniques within preformulation development. Int. J. Pharm. 421, 120-129 (2011).
  22. Creighton, J. A., Blatchford, C. G., Albrecht, M. G. Plasma resonance enhancement of Raman scattering by pyridine adsorbed on silver or gold sol particles of size comparable to the excitation wavelength. J. Chem. Soc. Faraday Trans. 2, 790-798 (1979).
  23. Pavel, I. E. Estimating the Analytical and Surface Enhancement Factors in Surface-Enhanced Raman Scattering (SERS): A Novel Physical Chemistry and Nanotechnology Laboratory Experiment. J. Chem. Educ. , (2011).
  24. Rasband, W. S. ImageJ. , National Institutes of Health. Bethesda, Maryland, USA. Available from: http://imagej.nih.gov/ij (1997).
  25. Kelly, K. L., Coronado, E., Zhao, L. L., Schatz, G. C. The Optical Properties of Metal Nanoparticles: The Influence of Size, Shape, and Dielectric Environment. J. Phys. Chem. B. 107, 668-677 (2003).
  26. Śileikaitċ, A., Prosyčevas, I., Puišo, J., Juraitis, A., Guobienċ, A. Analysis of Silver Nanoparticles Produced by Chemical Reduction of Silver Salt Solution. Mater. Sci. (Medziagotyra). 12, 287-291 (2006).
  27. Lewis, L. N. Chemical catalysis by colloids and clusters. Chem. Rev. 93, 2693-2730 (1993).
  28. Li, Y., Wu, Y., Ong, B. S. Facile Synthesis of Silver Nanoparticles Useful for Fabrication of High-Conductivity Elements for Printed Electronics. J. Am. Chem. Soc. 127, 3266-3267 (2005).
  29. Sun, Y., Xia, Y. Shape-Controlled Synthesis of Gold and Silver Nanoparticles. Science. 298, 2176-2179 (2002).
  30. Han, X., Zhao, B., Ozaki, Y. Surface-enhanced Raman scattering for protein detection. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 394, 1719-1727 (2009).
  31. Pavel, I. Label-Free SERS Detection of Small Proteins Modified to Act as Bifunctional Linkers. J. Phys. Chem. C. 112, 4880-4883 (2008).
  32. Ladner, D. A., Steele, M., Weir, A., Hristovski, K., Westerhoff, P. Functionalized nanoparticle interactions with polymeric membranes. J. Hazard. Mater. , (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Stężenie nanocząstektransmisyjna mikroskopia elektronowaspektroskopia UV-Visanaliza ICP-OESizolacja nanocząstek
Ultrafiltracja przepływem stycznym: „zielona” metoda selekcji rozmiaru i zagęszczania koloidalnych nanocząstek srebra
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.