Artykuł metodologiczny

Jednoczesna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenetyczna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni

DOI:

10.3791/4328

⸱

19 grudnia 2012

 ,  ,  , 
1Department of Veterinary & Comparative Anatomy, Pharmacology and Physiology, Sleep and Performance Research Center, WWAMI Medical Education Program, Washington State University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano procedurę optogenetycznie manipulacyjną aktywnością neuronów piramidowych kory mózgowej, podczas gdy elektroencefalogram, elektromiogram i stężenie mleczanu w mózgu są monitorowane. Eksperymentalne nagrania są wykonywane na myszach na uwięzi kablowej, gdy przechodzą one spontaniczne cykle snu i czuwania. Aparatura optogenetyczna jest montowana w naszym laboratorium; urządzenia rejestrujące są dostępne na rynku.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż mózg stanowi mniej niż 5% masy ciała, zużywa około jednej czwartej glukozy używanej przez ciało w spoczynku1. Funkcja snu bez szybkich ruchów gałek ocznych (NREMS), największej części snu w czasie, jest niepewna. Jednak jedną z istotnych cech NREMS jest znaczne zmniejszenie tempa wykorzystania glukozy w mózgu w stosunku do stanu czuwania2-4. To i inne odkrycia doprowadziły do szeroko rozpowszechnionego przekonania, że sen pełni funkcję związaną z metabolizmem mózgowym. Jednak mechanizmy leżące u podstaw zmniejszenia metabolizmu glukozy w mózgu podczas NREMS pozostają niewyjaśnione.

Jednym ze zjawisk związanych z NREMS, które może wpływać na tempo metabolizmu mózgu, jest występowanie wolnych fal, oscylacji o częstotliwościach mniejszych niż 4 Hz, w elektroencefalogramie5,6. Te powolne fale wykryte na poziomie czaszki lub powierzchni kory mózgowej odzwierciedlają oscylacje leżących poniżej neuronówmiędzy stanem zdepolaryzowanym/górującym a stanem hiperspolaryzowanym/dolnym7. W stanie dołowania komórki nie przechodzą potencjałów czynnościowych w odstępach do kilkuset milisekund. Przywrócenie gradientów stężeń jonowych następujących po potencjałach czynnościowych stanowi znaczne obciążenie metaboliczne komórki8; brak potencjałów czynnościowych w stanach obniżenia związanych z NREMS może przyczyniać się do zmniejszenia metabolizmu w stosunku do czuwania.

Aby ten hipotetyczny związek mógł zostać przetestowany, trzeba było rozwiązać dwa techniczne wyzwania. Po pierwsze, konieczne było zmierzenie mózgowego metabolizmu glikolitycznego z rozdzielczością czasową odzwierciedlającą dynamikę mózgowego EEG (czyli w ciągu sekund, a nie minut). W tym celu zmierzyliśmy stężenie mleczanu, produktu glikolizy tlenowej, a tym samym odczyt tempa metabolizmu glukozy w mózgach myszy. Mleczan mierzono za pomocą czujnika czasu rzeczywistego opartego na oksydazie mleczanowej wbudowanego w korę czołową. Mechanizm wykrywania składa się z elektrody platynowo-irydowej otoczonej warstwą cząsteczek oksydazy mleczanowej. Metabolizm mleczanu przez oksydazę mleczanową wytwarza nadtlenek wodoru, który wytwarza prąd w elektrodzie platynowo-irydowej. Tak więc zwiększenie glikolizy mózgowej zapewnia wzrost stężenia substratu dla oksydazy mleczanowej, co następnie znajduje odzwierciedlenie w zwiększonym prądzie na elektrodzie czujnikowej. Dodatkowo konieczne było zmierzenie tych zmiennych przy jednoczesnym manipulowaniu pobudliwością kory mózgowej, w celu wyizolowania tej zmiennej od innych aspektów NREMS.

Opracowaliśmy eksperymentalny system do jednoczesnego pomiaru aktywności neuronalnej za pomocą elektroencefalogramu, pomiaru strumienia glikolitycznego za pomocą biosensora mleczanowego oraz manipulowania aktywnością neuronów kory mózgowej poprzez optogenetyczną aktywację neuronów piramidowych. Wykorzystaliśmy ten system do udokumentowania związku między falami elektroencefalograficznymi związanymi ze snem a dynamiką stężenia mleczanu w korze mózgowej z chwili na chwilę. Protokół może być przydatny dla każdej osoby zainteresowanej badaniem, u swobodnie zachowujących się gryzoni, związku między aktywnością neuronalną mierzoną na poziomie elektroencefalograficznym a energetyką komórkową w mózgu.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Chirurgiczne przygotowanie zwierząt

1. Obiekty eksperymentalne

Użyj myszy z B6. Cg-Tg(Thy1-COP4/eYFP)18Gfng/J linia transgeniczna9; Szczep JAX #7612) lub inne myszy wykazujące ekspresję wrażliwego na niebieskie światło kanału kationowego, rodopsyny kanałowej-2, w neuronach kory mózgowej. Zastosowanie światła niebieskiego do kory mózgowej witaminy B6. Linia transgeniczna Cg-Tg(Thy1-COP4/eYFP)18Gfng/J powoduje depolaryzację neuronów piramidowych eksprymujących rodopsynę kanałową-2 i uleganie potencjałom czynnościowym9,10. W wyniku aktywacji komórek piramidowych aktywowane są lokalne interneurony, a zmiana potencjału jest propagowana do neuronów poza miejscem stymulacji10. Przeprowadzanie operacji w sterylnych warunkach zgodnie z obowiązującymi wytycznymi regulacyjnymi: narzędzia chirurgiczne w autoklawie i miękkie opakowania (pole operacyjne, gaziki); gorący koralik sterylizuje wszystkie wszczepione metalowe urządzenia odporne na ciepło (kaniule, i druty) przez 30 sekund; Dezynfekuj wszczepialne urządzenia nietolerancyjne na ciepło (światłowodowy, plastikowe złącze) za pomocą 10-sekundowego zanurzenia w etanolu; Wydmuchać przedmioty zanurzone w etanolu do sucha za pomocą powietrza w puszce.

2. Znieczulenie, stereotaktyczne umieszczenie i oczyszczanie czaszki

Użyj systemu IMPAC6 Integrated Multi Patient (Vet Equip Inc.), aby znieczulić mysz. Użyj 5% izofluranu/95% tlenu do indukcji i 3% izofluranu/97% tlenu do konserwacji podczas operacji. Umieść zwierzę na kocu z obiegiem wody ustawionym na 37 C. Nie ma potrzeby monitorowania temperatury ciała, jeśli koc jest utrzymywany w tej temperaturze.

3. Przygotowanie czaszki do implantacji

Przygotuj miejsce nacięcia, goląc całe futro z czubka czaszki. Ogolony obszar powinien rozciągać się bocznie od ucha do ucha i przedniego i tylnego od oczu do tylnego końca czaszki. Zdezynfekuj odsłoniętą skórę trzema kolejnymi wacikami betadyny, a następnie etanolem. Wykonaj przyśrodkowe nacięcie na szczycie czaszki, od spomiędzy oczu do tyłu czaszki. Oczyść czaszkę wodą utlenioną i sterylnym roztworem soli fizjologicznej (0,9% NaCl). Kontrolować krwawienie za pomocą narzędzia do kauteryzacji. Zlokalizuj i oznacz bregmę i lambdę w celu wyznaczenia współrzędnych stereotaktycznych. Zastosowane przez nas współrzędne stereotaktyczne dla konfiguracji elektroda/bodziec optogenetyczny przedstawiono w tabeli 1, a schematycznie przedstawiono na rysunku 1A.

4. Przygotowanie miejsc implantacji na czaszce

Użyj szybkoobrotowego wiertła dentystycznego z 0,5 mm wiertłem kulkowym, aby ustalić każde miejsce implantacji w czaszce. Sfazuj zewnętrzny margines każdego otworu za pomocą frezu kulowego 0.7 mm, aby ułatwić wkręcanie.

5. Zakładanie i zabezpieczanie kaniul, przewodów EMG i EEG

Włóż EEG (0,8 mm długości, z 2 cm niepowlekanego drutu z cynowanej miedzi o grubości 30 mm, wstępnie przylutowanego do łba) do otworów i wbij je śrubokrętem ręcznym z rowkiem około 4-5 obrotów, aby uzyskać żądaną głębokość. Przytrzymaj kaniule prowadzące na miejscu za pomocą stereotaktycznego uchwytu kaniuli, a następnie przymocuj je do czaszki i kotew za pomocą cementu akrylowego. Każda kaniula prowadząca powinna zawierać atrapę kaniuli/sztyft (Plastics One, part # C312 DC\1) od czasu operacji do czasu eksperymentów (10-14 dni) w celu utrzymania drożności.

6. Zamykanie pola operacyjnego

Po umieszczeniu EEG i kaniul prowadzących w czaszce, połącz je razem z cementem akrylowym (Lang Dental - Ortho-Jet cement). Po związaniu cementu umieść plastikowy łącznik (Pinnacle Technology część # 8402) nad wysuszonym kopcem cementu. końce przewodów wychodzących z przewodów EEG do styków na plastikowym złączu. Owiń przewody drutu w cemencie. Następnie przeciągnij przewody EMG przez mięśnie karkowe, wsuwając je do lufy igły 21ga przebitej przez mięsień. Zawiąż podwójny węzeł chirurgiczny z nylonowego szwu 5-0 wokół tych drutów tuż dystalnie do miejsca, w którym wychodzą z mięśnia. Zszyj z powrotem skórę, która została cofnięta, aby uzyskać dostęp do tkanki mięśniowej, za pomocą pojedynczych przerwanych węzłów chirurgicznych, używając igły do odwrotnego cięcia P-3 i nylonowego szwu 5-0.

7. Analgezja pooperacyjna i rekonwalescencja

Podawaj buprenorfinę jako środek przeciwbólowy (0,1 mg/kg, podskórnie) i megluminę fluniksyny (0,1 mg/kg, podskórnie) jako środek przeciwzapalny bezpośrednio po operacji i codziennie w 1-2 dniach po operacji. Pozwolić zwierzętom na powrót do zdrowia w standardowych warunkach przetrzymywania w koloniach przez co najmniej siedem dni przed eksperymentem. Bez dodatkowej opieki poza standardowym trzymaniem kolonii, można oczekiwać, że kaniule pozostaną opatentowane przez co najmniej dwa tygodnie z zamocowanymi styletami. Można się również spodziewać, że czujniki EEG i EMG zachowają funkcjonalność przez ten czas.

2. Generowanie czasowych impulsów świetlnych

1. Programowanie jednostki stymulacyjnej MC

Podłącz jednostkę MC-Stimulus (Multi-Channel Systems) przez połączenie USB do komputera stacjonarnego. Użyj interfejsu użytkownika MC-Stimulus przypominającego arkusz kalkulacyjny, aby zaprogramować jednostkę MC Stimulus. Wprowadź żądane napięcie TTL (logika tranzystor-tranzystor) dla okresu włączenia, czasu trwania okresów włączania i wyłączania bodźca, żądanej liczby cykli na sekundę oraz całkowitej liczby powtórzonych cykli dla całej sesji bodźca. Więcej informacji można znaleźć w instrukcji technicznej MC-Stimulus:

http://www.multichannelsystems.com/sites/multichannelsystems.com/files/documents/manuals/STG4002_Manual.pdf

3. Produkcja/montaż sond światłowodowych do dostarczania światła do kory mózgowej

  1. Potrzebne zapasy i sprzęt można znaleźć pod adresem: http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf
  2. Cięcie i polerowanie światłowodowych. http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf

4. Montaż systemu stymulacji optogenetycznej gryzoni

1. Interfejs jednostki MC-Stimulus i lasera

Po zaprogramowaniu jednostki MC-Stimulus uruchom ją jako samodzielny generator sygnału binarnego 5-woltowego sygnału ON/OFF. Podłącz jednostkę MC-Stimulus do jednostki zasilającej lasera z włączonym TTL za pomocą złączy BNC.

2. Wytwarzanie sygnału laserowego za pomocą światłowodowego

Użyj cyfrowego wyświetlacza i pokrętła o zmiennej mocy wyjściowej jednostki mocy, aby ręcznie dostosować moc wyjściową lasera. Podłącz jednostkę zasilania lasera do lasera za pomocą taśmowego. Podłącz żeński adapter światłowodowy FC (złącze tulejkowe) lasera do męskiego złącza FC na światłowodowym (włókno przewodzące szkło o długości 3 m i średnicy 200 μm otoczone odbijającą światło okładziną z polimeru akrylowego).

3. Przenoszenie lasera do zwierzęcia: komutator obrotowy

Podłącz światłowodowy (3 m długości) i światłowodowy (45 cm długości) do przeciwległych końców optycznego złącza obrotowego otaczającego dwie soczewki kolimacyjne (soczewki doryckie). Światłowodowe złącze obrotowe służy jako komutator: gdy zwierzę porusza się po klatce, złącze obrotowe obraca się, aby zapobiec pęknięciu światłowodowych. Użyj plastikowych opasek kablowych, aby przymocować komutator do metalowego stojaka umieszczonego nad cylindryczną klatką, w której trzymane jest zwierzę.

4. Podłączanie światłowodowego do głowicy

Ogranicz mysz, używając jednej ręki do przypięcia myszy pod złożoną dłonią. Ustaw głowę między palcem środkowym a wskazującym eksperymentatora. Wyjmij atrapę kaniuli z kaniuli prowadzącej umieszczonej dla kaniuli światłowodowej. Oczyść kaniulę prowadzącą z zanieczyszczeń za pomocą sterylnej igły 25ga. Włóż światłowodowy ręcznie i przymocuj go do kaniuli światłowodowej za pomocą gwintowanej nakrętki odzyskanej z atrapy kaniuli. Kontroluj głębokość wprowadzenia światłowodowego do mózgu za pomocą węzła szwu zawiązanego na światłowodowym w ustalonej odległości od płasko rozciętego końca. Cała aparatura doświadczalna jest pokazana na rysunku 1B.

5. Pomiar stężenia snu i mleczanu zdefiniowany w EEG podczas stymulacji optogenetycznej

1. Wstępna kalibracja czujnika mleczanu

Wstępna kalibracja czujnika mleczanu jest wykonywana za pomocą zestawu in vitro (Pinnacle Technology part # 7000-K1-T). Czujnik jest równoważony w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanem (pH 7,4), a następnie poddawany działaniu trzech stężeń L-mleczanu w sposób stopniowy zgodnie z protokołami producenta.

2. Wprowadzenie czujnika mleczanu i EEG

Włóż wstępnie skalibrowany czujnik do zamontowanej na czaszce kaniuli prowadzącej mleczan w sposób identyczny jak w procedurze wprowadzania światłowodowego (sekcja 4.4). Podłącz czujnik mleczanu do przedwzmacniacza biosensora Pinnacle 8 400 z bipolarnymi złączami wtykowymi. Podłącz ten przedwzmacniacz do 8-pinowego złącza na chirurgicznie wszczepionym uchwycie głowy.

3. Ustalanie intensywności bodźca optogenetycznego

Zanim zbierzesz dane, użyj pokrętła regulacji intensywności lasera, aby dostosować intensywność bodźca optogenetycznego. Amplituda odpowiedzi EEG będzie różna u różnych zwierząt ze względu na czynniki, które nie były systematycznie badane i muszą być zweryfikowane przez oględziny na początku stymulacji. W praktyce intensywność 80-120 μwatów zazwyczaj powoduje wzrost amplitudy EEG o około 50% przy częstotliwości stymulacji. Szybka analiza transformaty Fouriera post-hoc (patrz sekcja 5.5) jest niezbędna do ilościowego określenia bezwzględnej wielkości odpowiedzi.

4. Zbieranie danych

Zbieraj dane za pomocą systemu Pinnacle 8400: http://pinnaclet.com/pal-8400.html.

5. Przetwarzanie danych za pomocą Neuroscore

Klasyfikuj stany snu poprzez wizualną kontrolę danych EEG i EMG za pomocą interfejsu Neuroscore (DataSciences, International: http://www.datasci.com/products/software/NeuroScore_CNS_Software.asp) lub interfejsu Sirenia (Pinnacle Technology: http://www.pinnaclet.com/sirenia.html). Przetwarzaj dane w dziesięciosekundowych epokach, takich jak czuwanie, sen bez szybkich ruchów gałek ocznych lub sen z szybkimi ruchami gałek ocznych na podstawie EEG i EMG. Zapisuj dane jako arkusze kalkulacyjne Microsoft Excel w celu dodatkowej analizy i testów statystycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jak pokazano na rysunku 2, mysz wyposażona w stymulację optogenetyczną i zbieranie danych mleczanowych/EEG/EMG przechodziła spontaniczne przejścia w stan snu/czuwania, podczas gdy EEG, EMG i stężenie mleczanu w mózgu były stale monitorowane. Prąd na czujniku mleczanu wzrastał w okresach EEG o niskiej amplitudzie i zmniejszał się w okresach EEG o wysokiej amplitudzie. Jak pokazano na rycinie 3, oba kanały EEG reagują na bodźce optogenetyczne dostarczane w korze czołowej.<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawione tu metody pozwalają na zmierzenie zależności między snem a zmianami stężenia pośredniego mleczanu glikolitycznego w mózgu w skali czasowej, która wcześniej nie była możliwa. Zwierzęta przechodzą spontaniczne przejścia między budzeniem, NREMS i REMS. Co więcej, jesteśmy w stanie zastosować bodźce optogenetyczne, podczas gdy zwierzęta przechodzą te przejścia. Zebrane do tej pory dane pokazują, że zarówno fale spontaniczne, jak i indukowane wpływają na odczyt biosensora opartego na oksydazie mleczanowej.

...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania finansowane przez Departament Obrony (Agencja Zaawansowanych Projektów Badawczych w Obronie, Nagroda Młodego Wydziału, Numer grantu N66001-09-1-2117) i NINDS (R15NS070734).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Prowadnica myszy BASi KaniulaPinnacle Technology/BASi Inc7032
Biosensor mleczanowyPinnacle Technology7004
Montaż na głowiePinnacle Technology8402
System nagrywania snu/biosensoraPinnacle Technology8400-K1-SL2 kanały EEG, 1 kanał EMG i 1 biosensor
Mysz na uwięzi in vitro Zestaw kalibracyjnyPinnacle Technology7000-K1-T
Prowadnica światłowodowa KaniulaPlastics OneC312G21 Gauge Guide Kaniula
Atrapa KaniulaPlastics OneC312DC21 Gauge Dummy
Diamond Fiber ScribeThorlabsS90W
Złącze światłowodowe ZaciskarkaThorlabsCT042
Rurki furcationThorlabsFT03003,0 mm
ThorlabsT10S13Max Dia. 0,012
Furcation Tube StripperThorlabsFTS3
Goła twarda okładzina Włókno wielomodoweThorlabsBFL37-200200 μ m Rdzeń, 0,37 NA
Nożyce do drutu / Nożyce kevlaroweThorlabsT865
Światłowodowe żywice epoksydoweThorlabsF112
Narzędzie do ściągania izolacji z włókienThorlabs
CTG913
Gumowa podkładka polerskaThorlabsNRS913
Lupa do oczuThorlabsJEL10
Kim WipesThorlabsKW32
Sprężone powietrzeThorlabsCA3
Krążek polerskiThorlabsD50-xx
Zakres kontroli włókienThorlabsCL-200
Folie polerskieThorlabsLFG5P, LFG3P, LFG1P, LFG03P
Końcówka złącza FC/PCThorlabs30126G2-240240 μ m Otwór, SS Ferrule
MC Stimulus Unit SystemywielokanałoweSTG-4002
MC Stimulus SoftwareMulti-ChannelMC-Stimulus V 2.1.5
Niebieski laserCrystaLaserCL473-050-0
Zasilacz laserowyCrystaLaserCL2005
Światłowodowe obrotowe złączeDoric Soczewki FRJ-v4
Tabela 2. Zaopatrzenie i sprzęt.
Szklana płyta polerska Thorlabs Systems

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Magistretti, P. Brain Energy Metabolism. Fundamental Neuroscience. Zigmond, M. J., Bloom, F. E., Landis, S. C., Roberts, J. L., Squire, L. R. , Academic Press. New York. 389-413 (1999).
  2. Maquet, P., et al. Cerebral glucose utilization during sleep-wake cycle in man determined by positron emission tomography and [18F]2-fluoro-2-deoxy-D-glucose method. Brain Res. 513 (1), 136-143 (1990).
  3. Buchsbaum, M. S., et al. Regional cerebral glucose metabolic rate in human sleep assessed by positron emission tomography. Life Sci. 45 (15), 1349-1356 (1989).
  4. Kennedy, C. Local cerebral glucose utilization in non-rapid eye movement sleep. Nature. 297 (5864), 325-327 (1982).
  5. Pappenheimer, J. R., Koski, G., Fencl, V., Karnovsky, M. L., Krueger, J. Extraction of sleep-promoting factor S from cerebrospinal fluid and from brains of sleep-deprived animals. J. Neurophysiol. 38 (6), 1299-1311 (1975).
  6. Borbely, A. A., Achermann, P. Sleep homeostasis and models of sleep regulation. Principles and Practice of Sleep Medicine. Kryger, M. H., Roth, T., Dement, W. C. , 3rd, W.B. Saunders. Philadelphia. 377-390 (2004).
  7. Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. Spatiotemporal analysis of local field potentials and unit discharges in cat cerebral cortex during natural wake and sleep states. J. Neurosci. 19 (11), 4595-4608 (1999).
  8. Astrup, J., Sorensen, P. M., Sorensen, H. R. Oxygen and glucose consumption related to Na+-K+ transport in canine brain. Stroke. 12 (6), 726-730 (1981).
  9. Arenkiel, B. R., et al. In vivo light-induced activation of neural circuitry in transgenic mice expressing channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  10. Mateo, C. In Vivo Optogenetic Stimulation of Neocortical Excitatory Neurons Drives Brain-State-Dependent. Curr. Biol. , (2011).
  11. Wisor, J. P., Clegern, W. C. Quantification of short-term slow wave sleep homeostasis and its disruption by minocycline in the laboratory mouse. Neurosci. Lett. 490 (3), 165-169 (2011).
  12. El Yacoubi, M., et al. Behavioral, neurochemical, and electrophysiological characterization of a genetic mouse model of depression. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (10), 6227-6232 (2003).
  13. Tsunematsu, T., et al. Acute optogenetic silencing of orexin/hypocretin neurons induces slow-wave sleep in mice. J. Neurosci. 31 (29), 10529-10539 (2011).
  14. Le, S., Gruner, J. A., Mathiasen, J. R., Marino, M. J., Schaffhauser, H. Correlation between ex vivo receptor occupancy and wake-promoting activity of selective H3 receptor antagonists. J. Pharmacol. Exp. Ther. 325 (3), 902-909 (2008).
  15. Burmeister, J. J., Palmer, M., Gerhardt, G. A. L-lactate measures in brain tissue with ceramic-based multisite microelectrodes. Biosens. Bioelectron. 20 (9), 1772-1779 (2005).
  16. Cardin, J. A. Targeted optogenetic stimulation and recording of neurons in vivo using cell-type-specific expression of Channelrhodopsin-2. Nat. Protoc. 5 (2), 247-254 (2010).
  17. Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. Cortically-induced coherence of a thalamic-generated oscillation. Neuroscience. 92 (2), 427-443 (1999).
  18. Liu, Z. W., Faraguna, U., Cirelli, C., Tononi, G., Gao, X. B. Direct evidence for wake-related increases and sleep-related decreases in synaptic strength in rodent cortex. J. Neurosci. 30 (25), 8671-8675 (2010).
  19. Iwai, Y., Honda, S., Ozeki, H., Hashimoto, M., Hirase, H. A simple head-mountable LED device for chronic stimulation of optogenetic molecules in freely moving mice. Neurosci. Res. 70 (1), 124-127 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Lactate BiosensorRodent SleepEEG EMG RecordingFiber Optic ImplantationStereotaxic Coordinates

Powiązane artykuły