Opisano procedurę optogenetycznej manipulacji aktywnością neuronów piramidowych kory mózgowej przy jednoczesnym monitorowaniu elektroencefalogramu, elektromiogramu oraz stężenia mleczanu w mózgu. Rejestracje eksperymentalne są przeprowadzane u myszy z podłączonymi przewodami podczas spontanicznych cykli snu i czuwania. Sprzęt do optogenetyki został zbudowany w naszym laboratorium; sprzęt pomiarowy jest dostępny w sprzedaży.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Symultaniczna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Mimo że mózg stanowi mniej niż 5% masy ciała, zużywa on około jedną czwartą glukozy wykorzystywanej przez organizm w stanie spoczynku1. Funkcja snu bez szybkich ruchów gałek ocznych (NREMS), który stanowi największą część czasu trwania snu, pozostaje niepewna. Jednakże jedną z charakterystycznych cech NREMS jest znaczny spadek tempa wykorzystania glukozy w mózgu w stosunku do stanu czuwania2-4. To oraz inne odkrycia doprowadziły do powszechnego przekonania, że sen pełni funkcję związaną z metabolizmem mózgowym. Niemniej jednak mechanizmy leżące u podłoża redukcji metabolizmu glukozy w mózgu podczas NREMS wciąż wymagają wyjaśnienia.
Jednym z zjawisk związanych z NREMS, które może wpływać na mózgowy wskaźnik metaboliczny, jest występowanie fal wolnych – oscylacji o częstotliwości poniżej 4 Hz w elektroencefalogramie5,6. Fale wolne wykrywane na poziomie czaszki lub powierzchni kory mózgowej odzwierciedlają oscylacje neuronów między stanem zdepolaryzowanym (stan up) a hiperpolaryzowanym (stan down)7. Podczas stanu down komórki nie generują potencjałów czynnościowych przez odstępy czasu wynoszące do kilkuset milisekund. Przywracanie gradientów stężeń jonowych po potencjałach czynnościowych stanowi znaczne obciążenie metaboliczne dla komórki8; brak potencjałów czynnościowych podczas stanów down związanych z NREMS może przyczyniać się do obniżenia metabolizmu w stosunku do stanu czuwania.
Aby przetestować tę hipotetyczną zależność, należało rozwiązać dwa problemy techniczne. Po pierwsze, konieczne było pomiar metaboliczny glikolizy mózgowej z rozdzielczością czasową odzwierciedlającą dynamikę mózgowego EEG (tj. w skali sekund, a nie minut). W tym celu zmierzono stężenie mleczanu, produktu glikolizy tlenowej, stanowiącego tym samym wskaźnik tempa metabolizmu glukozy w mózgach myszy. Mleczan mierzono przy użyciu osadzonego w korze przedczołowej czujnika czasu rzeczywistego opartego na oksydazie mleczanowej. Mechanizm detekcji składa się z elektrody platynowo-irydowej otoczonej warstwą cząsteczek oksydazy mleczanowej. Metabolizm mleczanu przez oksydazę mleczanową wytwarza nadtlenek wodoru, który generuje prąd w elektrodzie platynowo-irydowej. Zatem wzrost glikolizy mózgowej powoduje zwiększenie stężenia substratu dla oksydazy mleczanowej, co następnie odzwierciedla się wzrostem natężenia prądu na elektrodzie pomiarowej. Dodatkowo konieczne było mierzenie tych zmiennych przy jednoczesnej manipulacji pobudliwością kory mózgowej, aby wyizolować tę zmienną od innych aspektów NREMS.
Opracowaliśmy system eksperymentalny do jednoczesnego pomiaru aktywności neuronalnej za pomocą elektroencefalogramu, pomiaru strumienia glikolitycznego za pomocą biosensora mleczanowego oraz manipulacji aktywnością neuronów kory mózgowej poprzez optogenetyczną aktywację neuronów piramidalnych. Wykorzystaliśmy ten system do udokumentowania zależności między związanymi ze snem przebiegami fal elektroencefalograficznych a dynamicznymi zmianami stężenia mleczanu w korze mózgowej. Protokół ten może być przydatny dla każdej osoby zainteresowanej badaniem u swobodnie poruszających się gryzoni związku między aktywnością neuronalną mierzoną na poziomie elektroencefalograficznym a energetyką komórkową w mózgu.
Protokół
1. Przygotowanie zwierząt do zabiegu
1. Obiekty badawcze
Należy wykorzystać myszy z linii transgenicznej B6.Cg-Tg(Thy1-COP4/eYFP)18Gfng/J9; szczep JAX #7612) lub inne myszy wykazujące ekspresję wrażliwego na niebieskie światło kanału kationowego, Channelrhodopsin-2, w neuronach kory mózgowej. Naświetlanie niebieskim światłem kory mózgowej myszy linii transgenicznej B6.Cg-Tg(Thy1-COP4/eYFP)18Gfng/J powoduje depolaryzację neuronów piramidowych wykazujących ekspresję Channelrhodopsin-2 i generowanie potencjałów czynnościowych9,10. W wyniku aktywacji komórek piramidowych aktywowane są lokalne interneurony, a zmiana potencjału rozprzestrzenia się na neurony poza miejscem stymulacji10. Zabieg chirurgiczny należy przeprowadzić w warunkach sterylnych, zgodnie z obowiązującymi wytycznymi regulacyjnymi: narzędzia chirurgiczne i materiały miękkie (pole operacyjne, gaziki) należy poddać autoklawowaniu; wszystkie metalowe elementy implantowalne odporne na temperaturę (kanule, śruby i druty) należy wysterylizować metodą gorących kulek przez 30 s; urządzenia implantowalne nieodporne na temperaturę (kabel światłowodowy, złącze plastikowe) należy zdezynfekować poprzez zanurzenie w etanolu na 10 s; elementy zanurzone w etanolu należy osuszyć za pomocą sprężonego powietrza w sprayu.
2. Znieczulenie, ustawienie stereotaktyczne i odsłonięcie czaszki
Do znieczulenia myszy należy wykorzystać system IMPAC6 Integrated Multi Patient (Vet Equip Inc). Do indukcji należy użyć mieszaniny 5% Isoflurane/95% Oxygen, a do podtrzymania znieczulenia podczas operacji mieszaniny 3% Isoflurane/97% oxygen. Zwierzę należy umieścić na kocu grzewczym z obiegiem wody ustawionym na 37 °C. Monitorowanie temperatury ciała nie jest konieczne, jeśli koc jest utrzymywany w tej temperaturze.
3. Przygotowanie czaszki do implantacji
Przygotuj miejsce nacięcia, ogolając całe futro z górnej części czaszki. Obszar ogolony powinien rozciągać się bocznie od ucha do ucha oraz w płaszczyźnie przednio-tylnej od oczu do tylnego końca czaszki. Zdezynfekuj odsłoniętą skórę, wykonując trzy kolejne wymazy betadyną, a następnie etanolem. Wykonaj nacięcie pośrodkowo na górnej części czaszki, od miejsca między oczami do tyłu czaszki. Oczyść czaszkę nadtlenkiem wodoru i sterylną solą fizjologiczną (0.9% NaCl). Krwawienie opanuj za pomocą narzędzia do kauteryzacji. Zlokalizuj i zaznacz bregma oraz lambda w celu wyznaczenia współrzędnych stereotaktycznych. Współrzędne stereotaktyczne dla zastosowanych przez nas konfiguracji elektrod/stymulacji optogenetycznej przedstawiono w Tabeli 1 i pokazano schematycznie na Rycinnce 1A.
4. Przygotowanie miejsc implantacji na czaszce
Użyj szybkowirującego wiertła dentystycznego z wiertłem kulistym 0,5 mm, aby przygotować każde miejsce implantacji w czaszce. Wykonaj fazowanie zewnętrznej krawędzi każdego otworu za pomocą wiertła kulistego 0,7 mm, aby ułatwić wkręcanie śruby.
5. Wprowadzenie i zamocowanie kaniul, elektrod EMG i elektrod EEG
Wkręć śruby EEG (o długości 0,8 mm, z przylutowanym do główki śruby 2 cm nieizolowanego cynowanego drutu miedzianego o grubości 30 gauge) w otwory i wkręcaj je za pomocą płaskiego śrubokręta ręcznego przez około 4-5 obrotów, aż do osiągnięcia pożądanej głębokości. Przytrzymaj kaniule prowadzące w miejscu za pomocą stereotaksycznego uchwytu do kaniul, a następnie przymocuj je do czaszki i kotwic za pomocą cementu akrylowego. Każda kaniula prowadząca powinna zawierać kaniulę ślepą/stilet (Plastics One, nr części C312 DC\1) od momentu operacji do czasu rozpoczęcia eksperymentów (10-14 dni), aby zachować drożność.
6. Zamknięcie pola operacyjnego
Po umieszczeniu elektrod EEG i kaniul prowadzących w czaszce, należy je ze sobą połączyć za pomocą dentystycznego cementu akrylowego (Lang Dental - Ortho-Jet cement). Po zastygnięciu cementu należy umieścić plastikowy konektor (Pinnacle Technology nr części 8402) nad wyschniętym kopcem cementu. Końce przewodów wychodzących z elektrod EEG należy przylutować do styków w plastikowym konektorze. Następnie należy zatopić przewody w cemencie. Przewody EMG należy wprowadzić przez mięśnie karkowe, przesuwając je wewnątrz igły 21ga przebitej przez mięsień. Na przewodach, tuż za miejscem ich wyjścia z mięśnia, należy zawiązać podwójny węzeł chirurgiczny z nici nylonowej 5-0. Odsuniętą skórę, która była odsłonięta w celu uzyskania dostępu do tkanki mięśniowej, należy zszyć pojedynczymi przerwanymi węzłami chirurgicznymi, używając igły P-3 z ostrzem odwróconym oraz nici nylonowej 5-0.
7. Analgezja pooperacyjna i rekonwalescencja
Bezpośrednio po operacji oraz codziennie w dniach 1-2 po zabiegu podaj buprenorfinę jako lek przeciwbólowy (0.1 mg/kg, podskórnie) oraz fluksyzyny megluminę jako lek przeciwzapalny (0.1 mg/kg, podskórnie). Pozostaw zwierzęta w standardowych warunkach hodowlanych na co najmniej siedem dni przed rozpoczęciem eksperymentów w celu rekonwalescencji. Przy standardowej opiece hodowlanej można oczekiwać, że kaniule pozostaną drożne przez co najmniej dwa tygodnie, pod warunkiem zabezpieczenia wprowadzonych stiletów. Przewiduje się również, że czujniki EEG i EMG zachowają funkcjonalność przez ten sam okres.
2. Generowanie impulsów światła o określonym czasie trwania
1. Programowanie jednostki stymulującej MC
Podłącz urządzenie MC-Stimulus (Multi-Channel Systems) za pomocą połączenia USB do komputera stacjonarnego. Użyj interfejsu użytkownika MC-Stimulus, przypominającego arkusz kalkulacyjny, aby zaprogramować urządzenie MC Stimulus. Wprowadź żądane napięcie TTL (logika tranzystor-tranzystor) dla okresu włączenia, czas trwania okresów włączenia i wyłączenia stymulacji, liczbę cykli na sekundę oraz całkowitą liczbę powtórzeń cykli dla całej sesji stymulacji. Więcej szczegółów znajduje się w podręczniku technicznym MC-Stimulus:
3. Wykonanie/montaż sond światłowodowych do dostarczania światła do kory mózgu
- Lista niezbędnych materiałów i sprzętu znajduje się pod adresem: http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf
- Cięcie i polerowanie kabli światłowodowych. http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf
4. Montaż systemu optogenetycznej stymulacji gryzoni
1. Interfejs jednostki MC-Stimulus i lasera
Po zaprogramowaniu jednostki MC-Stimulus, należy uruchomić ją jako samodzielny generator sygnału binarnego WŁ/WYŁ o napięciu 5 V. Podłącz jednostkę MC-Stimulus do jednostki zasilającej lasera z obsługą sygnałów TTL za pomocą złączy BNC.
2. Uzyskiwanie wiązki laserowej za pomocą kabla światłowodowego
Użyj cyfrowego wyświetlacza i pokrętła regulacji mocy jednostki zasilania lasera, aby ręcznie dostosować moc wyjściową lasera. Połącz jednostkę zasilania z laserem za pomocą taśmy łączącej. Podłącz żeński adapter światłowodowy FC (ferrule connector) lasera do męskiego konektora FC w patchcordzie światłowodowym (o długości 3 m i średnicy włókna szklanego 200 μm, zamkniętego w zwierciodlonej powłoce z polimeru akrylowego).
3. Przewodzenie lasera do zwierzęcia: komutator obrotowy
Podłącz początkowy kabel światłowodowy (o długości 3 m) oraz kabel doprowadzający światłowód (o długości 45 cm) do przeciwległych końców obrotowego złącza optycznego zawierającego dwie soczewki kolimacyjne (soczewki Doric). Obrotowe złącze światłowodowe pełni funkcję komutatora: gdy zwierzę porusza się po klatce, złącze obrotowe obraca się, zapobiegając przerwaniu kabli światłowodowych. Użyj plastikowych opasek zaciskowych, aby przymocować komutator do metalnego statywu umieszczonego nad cylindryczną klatką, w której przebywa zwierzę.
4. Podłączenie światłowodu dostarczającego do głowicy
Unieruchom mysz, używając jednej ręki do przytrzymania zwierzęcia pod złożoną dłonią. Ustaw głowę tak, aby znajdowała się między środkowym a wskazującym palcem eksperymentatora. Wyjmij kanulę zastępczą z kanuli prowadzącej umieszczonej dla kanuli światłowodowej. Oczyść kanulę prowadzącą z zanieczyszczeń, używając sterylnej igły 25ga. Wprowadź ręcznie kabel światłowodowy i przymocuj go do prowadzącej kanuli światłowodowej za pomocą nakrętki z gwintem odzyskanej z kanuli zastępczej. Kontroluj głębokość wprowadzenia kabla światłowodowego do mózgu za pomocą węzła chirurgicznego zawiązanego na kablu światłowodowym w stałej odległości od płasko ściętego końca. Cały zestaw doświadczalny przedstawiono na Rysunku 1B.
5. Pomiar snu zdefiniowanego przez EEG oraz stężenia mleczanu podczas stymulacji optogenetycznej
1. Przedkalibracja sensora mleczanowego
Wstępna kalibracja czujnika mleczanów jest przeprowadzana przy użyciu zestawu in vitro (Pinnacle Technology nr kat. 7000-K1-T). Czujnik jest równoważony w soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (pH 7.4), a następnie poddawany działaniu trzech stężeń L-mleczanu w sposób stopniowy, zgodnie z protokołami producenta.
2. Wprowadzenie czujnika mleczanów i kabla EEG
Wprowadź skalibrowany wcześniej czujnik do zamontowanej w czaszce kaniuli prowadzącej dla mleczanu w sposób identyczny z procedurą wprowadzania światłowodu (sekcja 4.4). Połącz czujnik mleczanu z przedwzmacniaczem biosensora Pinnacle 8,400 za pomocą dwubiegunowych wtyczek. Podłącz ten przedwzmacniacz do 8-pinowego złącza w chirurgicznie implantowanym uchwycie głowowym.
3. Ustalenie intensywności stymulacji optogenetycznej
Przed rozpoczęciem zbierania danych należy użyć pokrętła kontroli natężenia lasera, aby dostosować natężenie bodźca optogenetycznego. Amplituda odpowiedzi EEG będzie się różnić u poszczególnych zwierząt ze względu na czynniki, które nie zostały systematycznie zbadane, i musi zostać zweryfikowana poprzez inspekcję wizualną w momencie rozpoczęcia stymulacji. W praktyce natężenie rzędu 80-120 μWatts zazwyczaj wywołuje wzrost amplitudy EEG o około 50% przy zastosowanej częstotliwości stymulacji. Aby ilościowo określić bezwzględną wielkość odpowiedzi, konieczna jest analiza post-hoc przy użyciu szybkiej transformaty Fouriera (patrz sekcja 5.5).
4. Gromadzenie danych
Zbierz dane, korzystając z systemu Pinnacle 8400: http://pinnaclet.com/pal-8400.html.
5. Przetwarzanie danych za pomocą oprogramowania Neuroscore
Zaklasyfikuj stany snu poprzez wizualną analizę danych EEG i EMG z wykorzystaniem interfejsu Neuroscore (DataSciences, International: http://www.datasci.com/products/software/NeuroScore_CNS_Software.asp) lub interfejsu Sirenia (Pinnacle Technology: http://www.pinnaclet.com/sirenia.html). Przetwórz dane w dziesięciosekundowych epokach, klasyfikując je jako czuwanie, sen bez szybkich ruchów gałek ocznych (non-REM) lub sen z szybkimi ruchami gałek ocznych (REM) na podstawie zapisów EEG i EMG. Zapisz dane w arkuszach kalkulacyjnych Microsoft Excel w celu przeprowadzenia dalszych analiz i testów statystycznych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Jak pokazano na Rysunku 2, mysz przygotowana do stymulacji optogenetycznej oraz pomiaru poziomu mleczanu, EEG i EMG przeszła spontaniczne przejścia między stanami snu i czuwania, podczas gdy EEG, EMG oraz stężenie mleczanu w mózgu były monitorowane w sposób ciągły. Natężenie prądu na czujniku mleczanu wzrastało w okresach niskiej amplitudy EEG i spadało w okresach wysokiej amplitudy EEG. Jak pokazano na Rysunku 3, oba kanały EEG reagują na bodźce optogenetyczne dostarcza...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Przedstawione tutaj metody pozwalają na pomiar zależności między snem a zmianami w stężeniu mleczanu, produktu pośredniego glikolizy, w mózgu w skali czasowej, która nie była wcześniej dostępna. Zwierzęta przechodzą spontaniczne przejścia między stanem czuwania, NREMS i REMS. Ponadto jesteśmy w stanie stosować bodźce optogenetyczne w czasie tych przejść. Dane zebrane do tej pory wykazują, że zarówno fale spontaniczne, jak i indukowane wpływają na odczyt biosensora opartego na oksydazie mleczanowej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Badania sfinansowane przez Departament Obrony (Defense Advanced Research Projects Agency, Young Faculty Award, numer grantu N66001-09-1-2117) oraz NINDS (R15NS070734).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Kaniula prowadząca BASi dla myszy | Pinnacle Technology/BASi Inc | 7032 | |
| Biosensor mleczanowy | Technologia Pinnacle | 7004 | |
| Uchwyt na głowę | Technologia Pinnacle | 8402 | |
| System rejestracji snu/biosensorów | Technologia Pinnacle | 8400-K1-SL | 2 kanały EEG, 1 kanał EMG, &biosensor 1 |
| Zestaw do kalibracji in vitro myszy z ograniczoną swobodą ruchu | Technologia Pinnacle | 7000-K1-T | |
| Kaniula prowadząca światłowód | Tworzywa sztuczne Jeden | C312G | Kaniula prowadząca 21G |
| Kaniula pozorowana | Tworzywa sztuczne jeden | C312DC | Atrapa igły 21 G |
| Rylec diamentowy do światłowodów | Thorlabs | S90W | |
| Krymperka do złączy światłowodowych | Thorlabs | CT042 | |
| Kaniule do furkacji | Thorlabs | FT030 | 0,30 mm |
| Thorlabs | T10S13 | Max. śred. 0,012 | |
| Narzędzie do usuwania rurek w furkacji | Thorlabs | FTS3 | |
| Goła wielomodowa światłowodowa włókno z utwardzaną otoczką | Thorlabs | BFL37-200 | 200 μrdzeń m, NA 0,37 |
| Obcinaczki do drutu/nożyce do Kevlaru | Thorlabs | T865 | |
| Epoksyd do światłowodów | Thorlabs | F112 | |
| Narzędzie do ściągania izolacji światłowodów | Thorlabs | ||
| Płyta do polerowania szkła | Thorlabs | CTG913 | |
| Gumowa podkładka polerska | Thorlabs | NRS913 | |
| Lupa okulowa | Thorlabs | JEL10 | |
| Ręczniki Kim Wipes | Thorlabs | KW32 | |
| Sprężone powietrze | Thorlabs | CA3 | |
| Dyski polerskie | Thorlabs | D50-xx | |
| Cyfrowy mikroskop do inspekcji światłowodów | Thorlabs | CL-200 | |
| Folie polerskie | Thorlabs | LFG5P, LFG3P, LFG1P, LFG03P | |
| końcówka konektora FC/PC | Thorlabs | 30126G2-240 | 240 μotwór m, tuleja ze stali nierdzewnej |
| Jednostka stymulująca MC | Systemy wielokanałowe | STG-4002 | |
| Oprogramowanie do stymulacji MC | Systemy wielokanałowe | MC-Stimulus V 2.1.5 | |
| Laser niebieski | CrystaLaser | CL473-050-0 | |
| Zasilacz lasera | CrystaLaser | CL2005 | |
| Obrotowe złącze światłowodowe | Soczewki Doric | FRJ-v4 | |
| Tabela 2. Materiały i sprzęt. |
Bibliografia
- Magistretti, P. Brain Energy Metabolism. Fundamental Neuroscience. Zigmond, M. J., Bloom, F. E., Landis, S. C., Roberts, J. L., Squire, L. R. , Academic Press. New York. 389-413 (1999).
- Maquet, P., et al. Cerebral glucose utilization during sleep-wake cycle in man determined by positron emission tomography and [18F]2-fluoro-2-deoxy-D-glucose method. Brain Res. 513 (1), 136-143 (1990).
- Buchsbaum, M. S., et al. Regional cerebral glucose metabolic rate in human sleep assessed by positron emission tomography. Life Sci. 45 (15), 1349-1356 (1989).
- Kennedy, C. Local cerebral glucose utilization in non-rapid eye movement sleep. Nature. 297 (5864), 325-327 (1982).
- Pappenheimer, J. R., Koski, G., Fencl, V., Karnovsky, M. L., Krueger, J. Extraction of sleep-promoting factor S from cerebrospinal fluid and from brains of sleep-deprived animals. J. Neurophysiol. 38 (6), 1299-1311 (1975).
- Borbely, A. A., Achermann, P. Sleep homeostasis and models of sleep regulation. Principles and Practice of Sleep Medicine. Kryger, M. H., Roth, T., Dement, W. C. , 3rd, W.B. Saunders. Philadelphia. 377-390 (2004).
- Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. Spatiotemporal analysis of local field potentials and unit discharges in cat cerebral cortex during natural wake and sleep states. J. Neurosci. 19 (11), 4595-4608 (1999).
- Astrup, J., Sorensen, P. M., Sorensen, H. R. Oxygen and glucose consumption related to Na+-K+ transport in canine brain. Stroke. 12 (6), 726-730 (1981).
- Arenkiel, B. R., et al. In vivo light-induced activation of neural circuitry in transgenic mice expressing channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
- Mateo, C. In Vivo Optogenetic Stimulation of Neocortical Excitatory Neurons Drives Brain-State-Dependent. Curr. Biol. , (2011).
- Wisor, J. P., Clegern, W. C. Quantification of short-term slow wave sleep homeostasis and its disruption by minocycline in the laboratory mouse. Neurosci. Lett. 490 (3), 165-169 (2011).
- El Yacoubi, M., et al. Behavioral, neurochemical, and electrophysiological characterization of a genetic mouse model of depression. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (10), 6227-6232 (2003).
- Tsunematsu, T., et al. Acute optogenetic silencing of orexin/hypocretin neurons induces slow-wave sleep in mice. J. Neurosci. 31 (29), 10529-10539 (2011).
- Le, S., Gruner, J. A., Mathiasen, J. R., Marino, M. J., Schaffhauser, H. Correlation between ex vivo receptor occupancy and wake-promoting activity of selective H3 receptor antagonists. J. Pharmacol. Exp. Ther. 325 (3), 902-909 (2008).
- Burmeister, J. J., Palmer, M., Gerhardt, G. A. L-lactate measures in brain tissue with ceramic-based multisite microelectrodes. Biosens. Bioelectron. 20 (9), 1772-1779 (2005).
- Cardin, J. A. Targeted optogenetic stimulation and recording of neurons in vivo using cell-type-specific expression of Channelrhodopsin-2. Nat. Protoc. 5 (2), 247-254 (2010).
- Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. Cortically-induced coherence of a thalamic-generated oscillation. Neuroscience. 92 (2), 427-443 (1999).
- Liu, Z. W., Faraguna, U., Cirelli, C., Tononi, G., Gao, X. B. Direct evidence for wake-related increases and sleep-related decreases in synaptic strength in rodent cortex. J. Neurosci. 30 (25), 8671-8675 (2010).
- Iwai, Y., Honda, S., Ozeki, H., Hashimoto, M., Hirase, H. A simple head-mountable LED device for chronic stimulation of optogenetic molecules in freely moving mice. Neurosci. Res. 70 (1), 124-127 (2011).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
