Method Article

Litografia sił kapilarnych w inżynierii tkankowej serca

DOI:

10.3791/50039

⸱

June 10th, 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, University of Washington, 2Department of Pathology, University of Washington

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole demonstrujemy wytwarzanie biomimetycznych substratów do hodowli komórek serca wykonanych z dwóch różnych materiałów polimerowych za pomocą litografii kapilarnej. Opisane metody zapewniają skalowalną, opłacalną technikę inżynierii struktury i funkcji makroskopowych tkanek serca do zastosowań in vitro i in vivo.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby układu krążenia pozostają główną przyczyną zgonów na całym świecie1. Inżynieria tkankowa serca jest bardzo obiecująca, jeśli chodzi o przełomowe odkrycia medyczne mające na celu opracowanie funkcjonalnych tkanek do regeneracji serca, a także badań przesiewowych in vitro. Jednak możliwość tworzenia modeli tkanki serca o wysokiej wierności okazała się trudna. Macierz zewnątrzkomórkowa serca (ECM) jest złożoną strukturą składającą się zarówno z sygnałów biochemicznych, jak i biomechanicznych w skali od mikro do nanometrowej2. Lokalne warunki obciążenia mechanicznego i interakcje komórka-ECM zostały ostatnio uznane za kluczowe elementy inżynierii tkankowej serca3-5.

Duża część ECM serca składa się z wyrównanych włókien kolagenowych o średnicach w skali nano, co znacząco wpływa na architekturę tkanek i sprzężenie elektromechaniczne2. Niestety, niewiele metod było w stanie naśladować organizację włókien ECM w skali nanometrowej. Ostatnie postępy w technikach nanowytwarzania umożliwiły jednak zaprojektowanie i wytworzenie skalowalnych rusztowań, które naśladują wskazówki in vivo dotyczące struktury i sztywności podłoża ECM w sercu6-9.

Tutaj prezentujemy rozwój dwóch powtarzalnych, opłacalnych i skalowalnych procesów nanowzorcowania do funkcjonalnego wyrównania komórek serca przy użyciu biokompatybilnego polimeru poli(laktyd-ko-glikolid) (PLGA)8 i polimeru na bazie poliuretanu (PU). Te anizotropowo nanowytwarzane podłoża (ANFS) naśladują leżące u podstaw ECM dobrze zorganizowanych, wyrównanych tkanek i mogą być wykorzystane do zbadania roli nanotopografii na morfologię i funkcję komórki10-14.

Używając wzorca krzemowego z nanowzorzystym (NP) jako szablonu, wytwarzana jest forma z poliuretanu akrylowego (PUA). Ta forma PUA jest następnie używana do modelowania hydrożelu PU lub PLGA za pomocą litografii kapilarnej wspomaganej promieniowaniem UV lub rozpuszczalnikiem (CFL), odpowiednio15,16. Krótko mówiąc, prepolimer PU lub PLGA jest dozowany kroplowo na szklane szkiełko nakrywkowe, a forma PUA jest umieszczana na wierzchu. W przypadku świetlówek kompaktowych wspomaganych promieniowaniem UV poliurat jest następnie wystawiany na działanie promieniowania UV (λ = 250-400 nm) w celu utwardzenia. W przypadku świetlówek kompaktowych ze scaloną elektroniką, PLGA jest wytłaczany przy użyciu ciepła (120 °C) i ciśnienia (100 kPa). Po utwardzeniu pleśń PUA jest odklejana, pozostawiając ANFS do hodowli komórkowej. Komórki pierwotne, takie jak miocyty komorowe noworodków szczurów, a także ludzkie kardiomiocyty pochodzące z pluripotencjalnych komórek macierzystych, mogą być utrzymywane w ANFS2.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby układu krążenia są główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności na świecie i stanowią poważne obciążenie społeczno-ekonomiczne dla i tak już napiętego globalnego systemu opieki zdrowotnej1,17. Inżynieria tkankowa serca ma dwa odrębne cele: (1) regenerację uszkodzonego mięśnia sercowego po chorobie niedokrwiennej lub kardiomiopatii lub (2) stworzenie modelu serca o wysokiej wierności do badań przesiewowych leków in vitro lub modelowania choroby.

Serce to złożony organ, który musi nieustannie pracować, aby dostarczać krew do organizmu. Gęsto upakowane struktury laminarne kardiomiocytów i tkanek podporowych są ułożone w spiralne wzory w całej ścianie serca18,19. Serce jest również sprzężone elektromechanicznie20 w wysoce skoordynowany sposób, aby skutecznie wyrzucać krew do organizmu21. Pozostaje jednak jeszcze kilka poważnych przeszkód, które należy rozwiązać, zanim skomplikowany projekt natury będzie mógł zostać wiarygodnie odtworzony in vitro. Po pierwsze, chociaż nadal opracowywane są solidne metody różnicowania kardiomiocytów22, hPSC-CM nadal wykazują raczej niedojrzałe fenotypy. Ich właściwości elektromechaniczne i morfologia są najbardziej zbliżone do poziomu płodu23. Po drugie, gdy są trzymane w tradycyjnych warunkach hodowli, zarówno kardiomiocyty pochodzące z komórek macierzystych, jak i pierwotne nie łączą się w natywne struktury przypominające tkanki. Komórki stają się raczej zorientowane losowo i nie wykazują pręcikowatego wyglądu dorosłego mięśnia sercowego24.

Środowisko macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM), z którym komórki oddziałują, odgrywa znaczącą rolę w licznych procesach komórkowych11,13,25. ECM składa się ze złożonych, dobrze zdefiniowanych sygnałów molekularnych i topograficznych, które znacząco wpływają na strukturę i funkcję komórek6,26. W sercu wyrównanie komórkowe ściśle podąża za leżącymi pod spodem włóknami ECM w skali nanometrowej2. Wpływ tych nanotopograficznych wskazówek na funkcjonowanie komórek i tkanek jest jednak daleki od pełnego zrozumienia. Wstępne badania interakcji komórka-biomateriał w skali nanometrowej wskazują na potencjalne znaczenie i wpływ submikronowych wskazówek topograficznych na sygnalizację komórkową27, adhezję28-30, wzrost31 i różnicowanie32,33. Jednak ze względu na trudności w opracowaniu powtarzalnych i skalowalnych nanowytwarzanych substratów, takie badania nie były w stanie odtworzyć wieloskalowych efektów komórkowych złożonego środowiska ECM in vivo. W niniejszym protokole opisano prostą i opłacalną technikę nanowytwarzania do wytwarzania rusztowań do hodowli komórkowych naśladujących natywne wyrównanie włókien ECM serca, co pozwala na szeroki zakres nowatorskich badań interakcji kardiomiocytów z biomateriałem. Zrozumienie, w jaki sposób kardiomiocyty oddziałują ze środowiskiem ECM w nanoskali, może pozwolić na kontrolowanie zachowania komórek w celu ściślejszego naśladowania natywnych funkcji tkanek. Co więcej, monowarstwy komórkowe są uproszczonym systemem eksperymentalnym w porównaniu ze strukturami 3D, ale nadal wykazują złożone zachowanie wielokomórkowe dla wnikliwych badań i funkcjonalnych badań przesiewowych2,34-36. Wreszcie, takie rusztowania mogą być wykorzystane do poprawy funkcji przeszczepu komórkowego po wszczepieniu do serca w celach regeneracyjnych37.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury są przeprowadzane w temperaturze pokojowej (~23 °C), chyba że zaznaczono inaczej.

1. Produkcja Silicon Master

  1. Oczyść płytkę krzemową 100% etanolem lub ksylenem i wysusz w gazie O2 / N2.
  2. Umieść wafel krzemowy w powlekarce wirowej z prędkością obrotową 2,000-4,000 obr./min, aby uzyskać film o grubości 0,3-0,5 μm.
  3. Ułóż folię fotorezystową o odpowiednich wymiarach za pomocą systemu fotolitograficznego
  4. Całkowicie zanurz wzorzyste płytki krzemowe pokryte fotorezystem w odpowiedniej objętości roztworu wywołującego fotorezystu.
  5. Opracowane płytki krzemowe pokryte fotorezystem przepłukać wodą dejonizowaną.
  6. Aby utworzyć układy submikronowych grzbietów skali z prawie pionowymi ściankami bocznymi, głęboko reaktywne jony wytrawiają odsłonięty krzem za pomocą systemu wytrawiania.
  7. Usuń pozostały fotorezyst, umieszczając płytkę krzemową w systemie ashera plazmowego.
  8. Wytnij wafle krzemowe za pomocą noża z diamentową końcówką na wzorce silikonowe o odpowiedniej wielkości w celu późniejszego formowania repliki.

2. Produkcja formy PUA z Silicon Master

UWAGA: Objętość, która ma zostać dodana do wzorca krzemowego do nanoprodukcji, będzie się różnić w zależności od obszaru wzorca nanowzorzecego, który ma być replikowany, jak również od lepkości roztworu akrylanu poliuretanu (PUA).

  1. Oczyść główną powierzchnię krzemu 100% etanolem lub ksylenem i wysusz w gazieO2/N2.
  2. Umieść silikonowy wzór wzorcowy stroną do góry na szalce Petriego.
  3. W przypadku wzorca silikonowego o wzorze powierzchni 2 cm x 2 cm, należy odpipetować 40 μl PUA do powierzchni wzoru.
  4. Umieść arkusz przezroczystej folii poliestrowej (PET) o wymiarach 4 cm x 4 cm na dozowanym PUA.
  5. Dociśnij arkusz PET i rozprowadź PUA pod arkuszem w poprzek powierzchni wzoru za pomocą wałka lub powierzchni o płaskich krawędziach (takiej jak karton), tak aby cały wzór był pokryty prepolimerem PUA.
  6. Umieść silikonowy master, prepolimer i PET około 10 cm poniżej światła UV o mocy 20 W (115 V) (λ = 365 nm) na 50 sekund. Aby być skutecznym, długość fali światła UV może wynosić od 310 do 400 nm. Natężenie światła wynosi 10-15 mW/cm2 na powierzchni podłoża.
  7. Po utwardzeniu powoli usuwaj folię PET za pomocą kleszczy. PUA powinien dołączyć do folii PET z negatywem wzorca krzemowego wzorca.
  8. Utwardź nanowzory PUA/PET w promieniowaniu UV przez co najmniej 12 godzin przed użyciem. Nadmierna ekspozycja nie stanowi problemu.
  9. Aby oczyścić wzorce silikonowe, umieść kolejną folię PET na wierzchu wzorca bez dodatku PUA i wystaw na działanie światła UV (λ = 365 nm) na 50 sekund i usuń folię PET. Spowoduje to usunięcie wszelkich nieprzereagowanych monomerów.
  10. Wypłukać wzorzec silikonowy 100% etanolem lub ksylenem i wysuszyć w gazieO2/N2.

3a. Nanowzorcowy polimer poliuretanowy

  1. Przygotować okrągłe szkiełka podstawowe o średnicy 25 mm, umieszczając je w komorze do obróbki ozonem na 10 minut.
  2. Umieść szkiełka nasączone ozonem na małym bloku PDMS, aby ułatwić obsługę.
  3. Nałożyć cienką warstwę promotora przyczepności powierzchniowej za pomocą pędzla do szkiełek szkiełkowych. Szkiełka suche na powietrzu przez 30 min.
  4. Umieść szklane szkiełko na kawałku papieru do drukarki.
  5. Upuść 10 μl prepolimeru poliuretanowego (PU) (NOA 76) na środek szkiełka podstawowego. Upewnij się, że po dodaniu nie ma bąbelków.
  6. Umieść formę PUA, wzorem skierowanym w dół, na szklanym szkiełku. Rozprowadź PU równomiernie na powierzchni szkiełka szklanego, tocząc gumową rolkę cylindryczną wzdłuż formy PUA. Papier drukarki wchłonie nadmiar polimeru.
  7. Lampa UV o mocy Watt. Czas polimeryzacji poliuretanu zależy od mocy źródła UV.
  8. Usuń próbkę ze źródła światła UV i ostrożnie oderwij formę PUA od szkiełka powlekanego PU. Polimeryzacja PU jest uważana za zakończoną, gdy forma PUA czysto odkleja się od próbki, a szkiełko PU ma opalizujący wygląd.
  9. Gotowe próbki umieścić w eksykatorze w celu przechowywania przez okres do miesiąca.

3b. Nanowzorzec Hydrożel z poli(laktydu-ko-glikolidu)

  1. Stwórz płaską formę PDMS, energicznie mieszając bazę z elastomeru silikonowego i utwardzacz z elastomeru silikonowego w stosunku 10:1.
  2. Wlać zmieszany roztwór prekursora PDMS do płytki Petriego tak, aby prekursor PDMS sięgał 5 mm w górę krawędzi szalki (tj. tak, aby PDMS miał grubość 5 mm).
  3. Umieść szalkę Petriego i prekursor PDMS w eksykatorze na 1 godzinę w celu odgazowania.
  4. Przenieść szalkę Petriego i prekursor PDMS do piekarnika o temperaturze 65 °C na co najmniej 2 godziny w celu utwardzenia.
  5. Po utwardzeniu PDMS użyj brzytwy, aby pociąć płaski PDMS na kwadratowe odcinki o wymiarach 3 cm x 3 cm. Będą to płaskie formy PDMS używane w dalszej części procesu modelowania.
  6. Okrągłe szkiełka podstawowe należy oczyścić metodą o średnicy 25 mm, umieszczając je w alkoholu izopropylowym na 30 minut w sonikatorze wodnym.
  7. Szkiełka szkiełkowe czyszczone na sucho w gazie O2/N2.
  8. Upuść 100 μl roztworu PLGA (15% w/v PLGA w chloroformie) na szkiełko podstawowe.
  9. Umieść płaską formę PDMS na dozowanej PLGA, aby wchłonąć rozpuszczalnik i uzyskać płaską powierzchnię PLGA. Zastosuj lekki nacisk (~10 kPa), umieszczając ciężarek o wadze 200 g na wierzchu PDMS na 5 minut.
  10. Powoli oderwij płaską formę PDMS i umieść szkło nakrywkowe na rozgrzanej płycie (120 °C) na 5 minut, aby usunąć resztki rozpuszczalnika i zwiększyć przyczepność między PLGA a szkłem nakrywkowym.
  11. Umieść formę NP PUA na płaskim PLGA i zastosuj stały nacisk (~100 kPa) i podgrzej (120 °C), umieszczając ciężarek o wadze 1 kg na wierzchu formy PUA na płycie grzewczej przez 15 minut.
  12. Usuń ciężar ze szkiełka pokrywowego PLGA i pozwól substratom ostygnąć do temperatury pokojowej. Nie usuwaj pleśni PUA, dopóki podłoże nie ostygnie.
  13. Gdy podłoże wystarczająco ostygnie, ostrożnie oderwij formę NP PUA, odsłaniając podłoże NP PLGA. Podłoże NP PLGA powinno mieć opalizujący wygląd.
  14. Gotowe próbki umieścić w eksykatorze w celu przechowywania przez okres do miesiąca.

4. Sadzenie komórek i hodowla

UWAGA: Ten protokół opisuje hodowlę noworodków szczurzych miocytów komorowych (NRVM) i ludzkich kardiomiocytów pochodzących z embrionalnych komórek macierzystych H7 (hESC-CMs), ale można użyć innych źródeł komórek.

  1. Przymocuj szkiełka nakrywkowe ANFS (PU lub PLGA) do naczyń z polistyrenu o średnicy 35 mm. Odpipetuj 20 μl kleju optycznego Norland (NOA83H) na dno naczynia i delikatnie umieść szkiełko nakrywkowe ANFS na wierzchu naczynia. Pozwól, aby klej się rozprowadził i przykryj całe dno szkiełka nakrywkowego. Utwardź NOA, wystawiając naczynie na działanie promieniowania UV przez 10 minut.
  2. Wysterylizuj ANFS, dwukrotnie spłukując 2 ml 70% wodnego roztworu etanolu przez 5 minut. Usuń etanol przez aspirację. Pozostaw ANFS do całkowitego wyschnięcia na powietrzu przez ~1 godzinę pod lampą sterylizacyjną UV (λ = 200-290 nm) w komorze bezpieczeństwa biologicznego.
  3. Adhezja komórkowa jest wzmocniona przez powlekanie ANFS fibronektyną przez noc. Rozcieńczyć fibronektynę w wodzie DI do 5 μg/ml. Odpipetować pipetą 2 ml roztworu fibronektyny do naczynia. Umieścić w inkubatorze w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez noc (co najmniej 6 godzin).
  4. Uzyskaj NRVM, hESC-CM lub inne komórki serca będące przedmiotem zainteresowania zgodnie z poprzednimi protokołami22.
  5. Odwirować próbkę komórek z prędkością 1 000 obr./min przez 3 minuty w celu osadzenia komórek.
  6. Ostrożnie usunąć supernatant przez aspirację. Uważaj, aby nie naruszyć pelletu.
  7. Zawiesić komórki w odpowiednich pożywkach hodowlanych do stężenia 4,6 x 106 komórek/ml.
  8. Ostrożnie odpipetować 200 μl zawiesiny komórek na wysterylizowany ANFS. Upewnij się, że zawiesina komórek pozostała na szkiełku nakrywkowym.
  9. Umieścić komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez 4 godziny, aby umożliwić komórkom przyłączenie się do ANFS.
  10. Dodać 2 ml ciepłej pożywki hodowlanej do naczynia i w tych samych warunkach umieścić komórki w inkubatorze.
  11. Po 24 godzinach usuń pożywkę i przemyj dwukrotnie 2 ml DPBS w celu usunięcia nadmiaru komórek.
  12. Dodać 2 ml ciepłej pożywki hodowlanej do naczynia i w tych samych warunkach umieścić komórki w inkubatorze. Hoduj komórki do zbiegu. Wymieniaj nośniki co drugi dzień.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 1 to schematyczny przegląd procesu produkcyjnego dla dwóch metod wytwarzania. Ze względu na dyfrakcję światła spowodowaną topografią w nanoskali, nanowzorce powinny skutkować opalizującą powierzchnią ANFS. Rysunek 2 przedstawia tę opalizującą powierzchnię na dobrze wzorzystym szkiełku nakrywkowym NP-PU o średnicy 25 mm (rysunek 2A) z grzbietem i szerokością rowka 800 nm (rysunek 2B). Opalizujący wygląd ANFS będzie się nieznacznie różnić w zależno...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brakuje funkcjonalnie dojrzałych tkanek serca zarówno do zastosowań in vivo , jak i in vitro w inżynierii tkankowej serca. Opisane tutaj metody nanowytwarzania CFL są solidnymi technikami osiągania wyrównania komórkowego i wpływania na makroskopową funkcję tkanki ze względu na skalowalność systemu. Duże obszary można łatwo wzorzyste i wykorzystane do hodowli komórkowej. Makroskopowe wyrównanie komórkowe jest niezbędne w inżynierii tkankowej serca w celu stworzenia biomimetycznej, funkcjonalnej tkanki, p...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

D. H. Kim dziękuje Wydziałowi Bioinżynierii Uniwersytetu Waszyngtońskiego za nowy fundusz startowy. D. H. Kim jest również wspierany przez Perkins Coie Award for Discovery, Wallace H. Coulter Foundation Translational Research Partnership Award, Washington State Life Science Discovery Fund oraz American Heart Association Scientist Development Grant (13SDG14560076). J. Macadangdang i A. Jiao dziękują za wsparcie ze strony NIH Bioengineering Stypendium na trening sercowo-naczyniowy. Dodatkowe wsparcie dla tych prac pochodzi z grantu National Institutes of Health (NIH) R01HL111197 dla M. Regniera.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
FibronektynaBD Biosciences354008
NOA 76Norland Products, Inc.7606B
Promotor przyczepności powierzchniowej (podkład szklany)Minuta Tech
PUAMinuta TechMINS-311RM
Miękki gumowy wałekSpeedball
Wafle silikonoweNOVA Materiały elektroniczneFA01-9900
PhotoresistShipleySPRT510
Photoresist DeveloperShipleyMF320
JEOLJBX-9300FS
System trawieniaSystemy technologii powierzchniNP10 8UJ
System Asher plazmowyBMR Technology Co.DSF-200
System utwardzania ozonemMinuta TechMT-UV-O-08
ozonemMinuta TechMT-UV-A 11
NOA 83HNorland Products, Inc.8301
Powlekarka wirowaLaurel TechnologyWS-400-6NPP
Skyrol PET FilmSKC Co., Ltd.23038-59-9
Szkiełka szklane 25 mmCorning2948
Sylgard 184 Zestaw elastomerów silikonowychDow Corning6/5/2553
Poli(D,L-laktyd-ko-glikolid)Sigma-AldrichP2191-1G
ChloroformSigma-Aldrich372978-1L
500 g OdważnikiGlobal InsustrialT9FB503120
Alkohol izopropylowyEMD MilliporePX1835-2
Płyta grzejnaCorningPC-420D
SonikatorBransonB2510MTH
System litografii wiązką elektronów System utwardzania

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lozano, R., et al. Global and regional mortality from 235 causes of death for 20 age groups in 1990 and 2010: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2010. The Lancet. 380, 2095-2128 (2012).
  2. Kim, D. -H., et al. Nanoscale cues regulate the structure and function of macroscopic cardiac tissue constructs. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 565-570 (2010).
  3. Tulloch, N. L., et al. Growth of Engineered Human Myocardium With Mechanical Loading and Vascular Coculture. Circulation Research. 109, 47-59 (2011).
  4. Bursac, N., Parker, K., Irvanian, S., Tung, L. Cardiomyocyte Cultures With Controlled Macroscopic Anisotropy: A Model for Functional Electrophysiological Studies of Cardiac Muscle. Circulation Research. 91, (2002).
  5. Fink, C., et al. Chronic stretch of engineered heart tissue induces hypertrophy and functional improvement. The FASEB Journal. 14, 669-679 (2000).
  6. Stevens, M. M. Exploring and Engineering the Cell Surface Interface. Science. 310, (2005).
  7. Mark, K., Park, J., Bauer, S., Schmuki, P. Nanoscale engineering of biomimetic surfaces: cues from the extracellular matrix. Cell Tissue Res. 339, 131-153 (2009).
  8. Lü, J. -M., Wang, X., Marin-Muller, C., Wang, H., Lin, P. H., Yao, Q., Chen, C. Current advances in research and clinical applications of PLGA-based nanotechnology. Expert. Rev. Mol. Diagn. 9, 325-341 (2009).
  9. Kim, H. N., et al. Patterning Methods for Polymers in Cell and Tissue Engineering. Ann Biomed Eng. 40, 1339-1355 (2012).
  10. Kim, D. -H., Provenzano, P. P., Smith, C. L., Levchenko, A. Matrix nanotopography as a regulator of cell function. The Journal of Cell Biology. 197, 351-360 (2012).
  11. Park, J., Kim, H. -N., Kim, D. -H., Levchenko, A., Kahp-Yang, S. Quantitative Analysis of the Combined Effect of Substrate Rigidity and Topographic Guidance on Cell Morphology. IEEE Trans.on Nanobioscience. 11, 28-36 (2012).
  12. Kim, D. -H., Lee, H., Lee, Y. K., Nam, J. -M., Levchenko, A. Biomimetic Nanopatterns as Enabling Tools for Analysis and Control of Live Cells. Adv. Mater. 22, 4551-4566 (2010).
  13. Kim, D. -H., Wong, P. K., Park, J., Levchenko, A., Sun, Y. Microengineered Platforms for Cell Mechanobiology. Annu. Rev. Biomed. Eng. 11, 203-233 (2009).
  14. Kim, D. -H., et al. Nanopatterned cardiac cell patches promote stem cell niche formation and myocardial regeneration. Integr Biol. 4, 1019 (2012).
  15. Kim, P., et al. Fabrication of nanostructures of polyethylene glycol for applications to protein adsorption and cell adhesion. Nanotechnology. 16, 2420-2426 (2005).
  16. Hwang, S. Y., et al. Adhesion Assays of Endothelial Cells on Nanopatterned Surfaces within a Microfluidic Channel. Anal. Chem. 82, 3016-3022 (2010).
  17. Heidenreich, P. A., et al. Forecasting the Future of Cardiovascular Disease in the United States: A Policy Statement From the American Heart Association. Circulation. 123, 933-944 (2011).
  18. Legrice, I. J., et al. Laminar structure of the heart: ventricular myocyte arrangement and connective tissue architecture in the dog. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 269, 1-12 (2002).
  19. Sosnovik, D. E., Wang, R., Dai, G., Reese, T. G., Wedeen, V. J. Diffusion MR tractography of the heart. J Cardiovasc Magn Reson. 11, 47 (2009).
  20. Bers, D. M. Calcium Fluxes Involved in Control of Cardiac Myocyte Contraction. Circulation Research. 87, 275-281 (2000).
  21. Mohrman, D. E., Heller, L. J. Cardiovascular Physiology. , McGraw Hill Medical. (2010).
  22. Burridge, P. W., Keller, G., Gold, J. D., Wu, J. C. Production of De Novo Cardiomyocytes: Human Pluripotent Stem Cell Differentiation and Direct Reprogramming. Stem Cell. 10, 16-28 (2012).
  23. Zhang, J., et al. Functional Cardiomyocytes Derived From Human Induced Pluripotent Stem Cells. Circulation Research. 104, (2009).
  24. Qian, J. -Y., Guo, L. Altered cytosolic Ca2+ dynamics in cultured Guinea pig cardiomyocytes as an in vitro model to identify potential cardiotoxicants. Toxicology in Vitro. 24, 960-972 (2010).
  25. You, M. -H., et al. Synergistically Enhanced Osteogenic Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells by Culture on Nanostructured Surfaces with Induction Media. Biomacromolecules. 11, 1856-1862 (2010).
  26. Kim, H. N., et al. Nanotopography-guided tissue engineering and regenerative medicine. Advanced Drug Delivery Reviews. 65, 536-558 (2013).
  27. Mannix, R. J., et al. Nanomagnetic actuation of receptor-mediated signal transduction. Nature Nanotech. 3, 36-40 (2007).
  28. Karuri, N. W., et al. Biological length scale topography enhances cell-substratum adhesion of human corneal epithelial cells. J Cell Sci. 117, 3153-3164 (2007).
  29. Cavalcanti-Adam, E. A., et al. Cell Spreading and Focal Adhesion Dynamics Are Regulated by Spacing of Integrin Ligands. Biophysical Journal. 92, 2964-2974 (2007).
  30. Koo, L. Y., Irvine, D. J., Mayes, A. M., Lauffenburger, D. A., Griffith, L. G. Co-regulation of cell adhesion by nanoscale RGD organization and mechanical stimulus. J Cell Sci. 115, 1-11 (2002).
  31. Yim, E. K. F., et al. Nanopattern-induced changes in morphology and motility of smooth muscle cells. Biomaterials. 26, 5405-5413 (2008).
  32. Dalby, M. J., et al. The control of human mesenchymal cell differentiation using nanoscale symmetry and disorder. Nat Mater. 6, 997-1003 (2007).
  33. Park, J., Bauer, S., Mark, von der K., Schmuki, P. Nanosize and Vitality: TiO 2Nanotube Diameter Directs Cell Fate. Nano Lett. 7, 1686-1691 (2007).
  34. Entcheva, E., Bien, H. Macroscopic optical mapping of excitation in cardiac cell networks with ultra-high spatiotemporal resolution. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 92, 232-257 (2006).
  35. Tung, L., Zhang, Y. Optical imaging of arrhythmias in tissue culture. Journal of Electrocardiology. 39, (2006).
  36. Himel, H. D., Bub, G., Lakireddy, P., El-Sherif, N. Optical imaging of arrhythmias in the cardiomyocyte monolayer. Heart Rhythm. 9, 2077-2082 (2012).
  37. Kim, J., Hayward, R. C. Mimicking dynamic in vivo environments with stimuli-responsive materials for cell culture. Trends in Biotechnology. 30, 426-439 (2012).
  38. Henderson, D. J., Anderson, R. H. The Development and Structure of the Ventricles in the Human Heart. Pediatr Cardiol. 30, 588-596 (2009).
  39. Badie, N., Bursac, N. Novel Micropatterned Cardiac Cell Cultures with Realistic Ventricular Microstructure. Biophysj. 96, 3873-3885 (2009).
  40. Badrossamay, M. R., McIlwee, H. A., Goss, J. A., Parker, K. K. Nanofiber Assembly by Rotary Jet-Spinning. Nano Lett. 10, 2257-2261 (2010).
  41. Rao, C., et al. The effect of microgrooved culture substrates on calcium cycling of cardiac myocytes derived from human induced pluripotent stem cells. Biomaterials. 34, 2399-2411 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Capillary Force LithographyCardiac Tissue EngineeringNanopatterned SubstrataPLGA PolymerPolyurethane MoldUV Assisted CFLSolvent Mediated CFLCardiomyocyte AlignmentExtracellular Matrix MimicryBrightfield Microscopy

Related Articles