Artykuł metodologiczny

Wielojednostkowe metody rejestracji w celu scharakteryzowania aktywności neuronalnej w obwodach węchowych szarańczy (Schistocerca americana)

26.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50139

⸱

25 stycznia 2013

 ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Washington University in St. Louis

W tym artykule

Podsumowanie

Pokazujemy różne warianty techniki wewnątrzkomórkowego zapisu wielojednostkowego, aby scharakteryzować reakcje wywołane zapachem w pierwszych trzech etapach szlaku węchowego bezkręgowców. Techniki te można łatwo zaadaptować do badania aktywności zespołu również w innych systemach neuronowych.

Streszczenie

Wykrywanie i interpretacja sygnałów węchowych są kluczowe dla przetrwania wielu organizmów. Co ciekawe, gatunki z różnych typów mają uderzająco podobne systemy węchowe, co sugeruje, że biologiczne podejście do wykrywania chemicznego zostało zoptymalizowane w czasie ewolucji1. W układzie węchowym owadów substancje zapachowe są przenoszone przez neurony receptora węchowego (ORN) w antenie, które przekształcają bodźce chemiczne w ciągi potencjałów czynnościowych. Dane sensoryczne z ORN są następnie przekazywane do płata antenowego (AL; struktura analogiczna do opuszki węchowej kręgowców). W AL neuronalne reprezentacje zapachów przyjmują formę czasoprzestrzennych wzorców wypalania rozmieszczonych w zespołach głównych neuronów (PN; określanych również jako neurony projekcyjne)2,3. Wyjście AL jest następnie przetwarzane przez komórki Kenyona (KC) w dalszym ciele grzyba (MB), strukturze związanej z pamięcią węchową i uczeniem się4,5. W tym miejscu przedstawiamy techniki rejestracji elektrofizjologicznej w celu monitorowania reakcji neuronalnych wywołanych zapachem w tych obwodach węchowych.

Po pierwsze, prezentujemy metodę pojedynczego rejestrowania sensillum do badania reakcji wywołanych zapachem na poziomie populacji ORNs6,7. Omawiamy zastosowanie zaostrzonych szklanych pipet wypełnionych solą fizjologiczną jako elektrod do zewnątrzkomórkowego monitorowania odpowiedzi ORN. Następnie przedstawiamy metodę zewnątrzkomórkowego monitorowania odpowiedzi PN przy użyciu komercyjnej 16-kanałowej elektrody3. Podobne podejście przy użyciu wykonanej na zamówienie 8-kanałowej tetrody ze skrętu drutowego zostało zademonstrowane dla nagrań z ogniw Kenyon8. Podajemy szczegóły naszej eksperymentalnej konfiguracji i przedstawiamy reprezentatywne ślady nagrań dla każdej z tych technik.

Protokół

1. Przygotowanie i dostarczanie zapachu

  1. Rozcieńczyć objętościowo roztwory zapachowe w oleju mineralnym, aby osiągnąć pożądany poziom stężenia. Przechowuj 20 ml mieszaniny oleju mineralnego i środka zapachowego w szklanej butelce o pojemności 60 ml. Włożyć dwie igły strzykawki do gumowego korka (rys. 19), jedną od dołu, a drugą od góry, aby zapewnić przewód wlotowy i wylotowy. Uszczelnij szklaną butelkę tym gumowym korkiem i przymocuj specjalnie zaprojektowany filtr z węglem aktywnym do przewodu dolotowego (Rysunek 1A).
  2. Filtr węglowy wykonany jest za pomocą dwóch strzykawek o pojemności 6 ml. Przeciąć strzykawki na pół i wyrzucić koniec tłoka. Wypełnij każdy z pozostałych kawałków bawełną i węglem aktywnym przed połączeniem ich ze sobą za pomocą rurki termokurczliwej.
  3. Podłącz przewód wylotowy butelki na zapach (za pomocą rurki polietylenowej, średnica wewnętrzna 0.86 mm) do plastikowej rurki (rurka Nalgene FEP, średnica wewnętrzna 5.8 mm), która zapewnia stały przepływ powietrza przez antenę (rysunek 1B).
  4. Powietrze przefiltrowane przez węgiel, osuszone (gaz nośny; natężenie przepływu, 0,75 l/min) kieruje w stronę szarańczy za pomocą plastikowej rurki umieszczonej w odległości kilku cm od anteny szarańczy.
  5. W celu stymulacji zapachu należy przesunąć stałą objętość (0,1 l/min) statycznej przestrzeni nad roztworem zapachowym w butelce. Osiąga się to poprzez wstrzyknięcie równej ilości osuszonego powietrza do butelki za pomocą pompy Pico (WPI, PV-820). Opary z butelki na zapach są kierowane przez przewód wylotowy na rurkę przepływu powietrza (rysunek 1B).
  6. Usuń dostarczone opary zapachowe, umieszczając lejek próżniowy ~10 cm za anteną szarańczy.

2. Przygotowanie anteny szarańczy do pojedynczego nagrania Sensillum

  1. Wybierz młodą dorosłą szarańczę dowolnej płci z w pełni rozwiniętymi skrzydłami, ale przed etapem krycia z zatłoczonej kolonii. Aby powstrzymać szarańczę, najpierw amputuj jej nogi. Uszczelnij miejsca amputacji za pomocą kleju tkankowego (Vetbond, 3M). Przymocuj szarańczę do specjalnie zaprojektowanej komory za pomocą małego kawałka taśmy izolacyjnej owiniętej wokół jego klatki piersiowej (ryc. 2A).
  2. Pod mikroskopem preparacyjnym wykonaj płytki rowek w woskowej platformie (Rysunek 2A) w celu umieszczenia anteny. Umieść antenę w rowku i ustabilizuj ją za pomocą wosku batiku na dwóch końcach anteny (Rysunek 2B; do topienia wosku używana jest elektrowoskownica).
  3. Włóż elektrodę uziemiającą (drut chlorkowanego srebra) do klatki piersiowej (~1 cm od głowy). Użyj wosku batikowego, aby zarówno uszczelnić miejsce nacięcia, jak i przytrzymać przewód uziemiający na miejscu (Rysunek 2A).

3. Pojedynczy zapis sensillum do monitorowania reakcji wywołanych zapachem z neuronów receptorów węchowych (ORNs)

  1. Umieść ustabilizowaną antenę szarańczy pod mikroskopem stereoskopowym (Leica M205C) na stole do izolacji drgań (TMC) (Rysunek 3A). Upewnij się, że podstawa czujnika nagrywania jest wyraźnie widoczna (Rysunek 3B).
  2. Za pomocą ściągacza do mikropipet (Sutter P-1000) można wykonać szklane elektrody (impedancja 3-10 MΩ po napełnieniu solą świętojańską9, średnica końcówki 1-3 μm) za pomocą rurki kapilarnej ze szkła borokrzemianowego (średnica zewnętrzna 1,2 mm, średnica wewnętrzna 0,69 mm).
  3. Umieść szklaną elektrodę w uchwycie na mikropipety, który jest przymocowany do zmotoryzowanego mikromanipulatora (Sutter MP-285). Delikatnie włóż elektrodę do podstawy czujnika (Rysunek 3B). Należy pamiętać, że każde sensillum może zawierać od 3 do 50 ORN w szarańczy10.
  4. Wzmocnij sygnał (10 000 razy) za pomocą wzmacniacza prądu przemiennego (Grass P-55). Filtruj sygnał w zakresie od 0,3 do 10,0 kHz i pobieraj go z częstotliwością próbkowania 15 kHz (rysunek 3D) za pomocą systemu akwizycji danych (LabView, karty DAQ PCI-MIO-16E-4; Instrumenty Krajowe).

4. Procedura preparowania szarańczy dla nagrań płatów antenowych i ciał grzybów

  1. Postępować zgodnie z procedurami krępowania opisanymi w sekcji 2.1. Umieść szarańczę w specjalnie zaprojektowanej komorze, jak pokazano na rysunkach 4A i B.
  2. Aby perfaktorować sól fizjologiczną podczas i po zabiegu sekcji, zbuduj woskowy kubek wokół głowy szarańczy. Miseczka woskowa powinna zaczynać się tuż nad częściami gębowymi i wychodzić poza oczy złożone, obejmując obszar między dwiema czułkami, jak pokazano na rysunku 4C.
  3. Aby umożliwić antenom przejście przez miskę na wosk, utwórz małe tunele po obu stronach za pomocą plastikowej (polietylenowej) rurki (o długości 5 mm, średnica wewnętrzna 0,86 mm). Upewnij się, że plastikowa rurka może przesunąć się przez pojemnik na wosk. To ostatnie osiąga się za pomocą gumowej uszczelki, która szczelnie owija się wokół plastikowej rurki, ale jest przymocowana do pojemnika na wosk (Rysunek 4C).
  4. Za pomocą żywicy epoksydowej przymocuj podstawę anten do dolnego końca plastikowej rurki. Ten krok zapewnia, że czułki są utrzymywane na miejscu nawet po usunięciu otaczającego naskórka.
  5. Od tego momentu utrzymuj pojemnik na wosk wypełniony roztworem solifizjologicznej 9. Zacznij od usunięcia środkowego prostokątnego obszaru między dwiema czułkami (dłuższy bok prostokąta wyrównany z osią przednio-tylną). Następnie usuń naskórek w sąsiednich regionach, nie naruszając oczu złożonych i naskórka u podstawy anteny (ryc. 4D).
  6. Za pomocą cienkich kleszczy delikatnie usuń worki powietrzne i ciała tłuszczowe otaczające mózg. Na końcu tego kroku mózg szarańczy powinien być wyraźnie widoczny (ryc. 4D). Zauważ, że obszary mózgu, które przetwarzają informacje węchowe (o jasnożółtej pigmentacji), znajdują się między dwiema czułkami.
  7. U szarańczy jelito biegnie poniżej mózgu i wzdłuż ciała. Aby ruch jelit nie mógł zdestabilizować preparatu, delikatnie pociągnij za jelito przednie i przetnij je cienkimi nożyczkami. Wykonaj małe nacięcie w jamie brzusznej tuż nad odbytnicą i usuń jelito, ciągnąc tylne jelito grubymi kleszczami. Aby zapobiec wyciekowi soli fizjologicznej, przywiąż brzuch bezpośrednio do przodu miejsca nacięcia za pomocą nici do szwów.
  8. Użyj małej platformy wykonanej z cienkiego drutu pokrytego cienką warstwą wosku, aby podnieść mózg i ustabilizować go11 podczas elektrofizjologii, jak pokazano na rysunku 4D.
  9. Mózg owada jest pokryty cienką osłoną izolacyjną, którą należy zdjąć przed eksperymentami. Aby usunąć mózg, delikatnie rozprowadź niewielką ilość enzymu (0,3-0,4 mg proteazy, Sigma Aldrich) na powierzchni mózgu za pomocą cienkich kleszczy9. Po ~5-10 s aplikacji enzymu dokładnie spłucz mózg solą fizjologiczną. Za pomocą bardzo cienkich kleszczyków bardzo delikatnie ściśnij i pociągnij osłonę do góry, a następnie rozerwij ją nad miejscami nagrywania (AL i MB; pokazane na rysunku 4E, F).

5. Nagrania wielojednostkowe z płata anteny i korpusu grzyba

  1. Preparat z szarańczy (ryc. 5A) umieścić pod mikroskopem stereoskopowym zawieszonym na stojaku na wysięgniku umieszczonym na stole do izolacji drgań.
  2. Utrzymuj stałą szybkość perfuzji soli fizjologicznej (około 0,04 l / h) przez cały czas trwania eksperymentu. Użyj chlorkowanego drutu srebrnego zanurzonego w woskowym kubku wypełnionym solą fizjologiczną jako elektrody uziemiającej.
  3. Do zapisów PN należy użyć 16-kanałowej sondy krzemowej (NeuroNexus Technologies, pozycja #A2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, rysunek 5B). Przed każdym eksperymentem należy galwanizować elektrody złotem, aby uzyskać impedancje w zakresie 200-300 kΩ. Użyj obwodu pokazanego na rysunku 7 do galwanizacji.
  4. Umieść elektrodę blisko powierzchni płata anteny i delikatnie wprowadź ją do tkanki za pomocą ręcznego mikromanipulatora (WPI, M3301R) (Rysunek 5D).
  5. Przesuwaj elektrodę w krokach co ~10 μm. Odczekaj 2-3 minuty na każdym kroku i oceń jakość uzyskanego sygnału. W idealnym miejscu nagrywania sygnały zewnątrzkomórkowe będą odbierane przez wiele kanałów nagrywania i będą miały wysoki stosunek sygnału do szumu (SNR, > 3-5 razy więcej niż szumy SD).
  6. Do nagrań KC należy użyć wykonanej na zamówienie tetrody ze skręconego drutu (Rysunek 5C; procedura wytwarzania krok po kroku przedstawiona w rozdziale 6). Galwanizować te elektrody, jak omówiono w kroku 5.3. Umieść tetrodę na powierzchni MB (Rysunek 5E), ponieważ somaty KC są ograniczone do powierzchownej warstwy MB8.
  7. Zarówno zapisy PN, jak i KC mogą być wykonywane jednocześnie z tego samego preparatu szarańczy, jak schematycznie pokazano na rysunku 5A.
  8. Odczekaj co najmniej 15 minut po znalezieniu miejsca nagrywania, aby umożliwić stabilizację elektrod.
  9. Odbieraj wszystkie sygnały zewnątrzkomórkowe o częstotliwości 15 kHz, filtruj w zakresie 0,3-6 kHz i wzmacniaj (10 000 razy) za pomocą 16-kanałowego wzmacniacza AC (Biology Electronics Shop; Caltech, Pasadena, Kalifornia) (Rysunek 6A, B).

6. Procedury tworzenia elektrody skręcanej do nagrań KC

  1. Aby zaprojektować elektrodę wielojednostkową do nagrań KC, należy użyć izolowanego drutu niklowo-chromowego (RO800, żarnik 0,0005")8.
  2. Jeśli pożądanych jest osiem elektrod, owiń drut wokół kawałka tektury o długości 10-15 cm 4 razy. Końce kartonu można przykryć plastikową rurką, aby zapobiec przecinaniu drutu przez krawędzie. Podczas owijania upewnij się, że jest mały luz, ale upewnij się, że drut nie jest napięty. Z drutem należy obchodzić się ostrożnie, ponieważ łatwo się łamie.
  3. Zwiąż druty razem na górze kartonu i użyj kawałka taśmy (Time Tape, T-534-RP), aby utrzymać je razem. Odetnij pasma na drugim końcu. Usuń pasma drutu i zgrupuj druty na odciętym końcu, również za pomocą innego kawałka taśmy.
  4. Za pomocą wytrząsarki do płytki mianowej (Thermo Scientific, model 4625Q) nawiń pasma razem (~72 obr/min przez 3 min), aby utworzyć jeden skręcony drut. Dolną część przyklejonych pasm można przypiąć do wirnika płytki mianownika, a górną część można przypiąć do stojaka wysięgnika. Podczas nawijania drut powinien mieć niewielki luz, ale nie być napięty.
  5. Stopić izolację razem z opalarką (Weller 6966C), aby skleić poszczególne pasma ze sobą i utworzyć pojedynczy drut. 3-4 powolne przejścia (3-4 sekundy każde) na całej długości drutu powinny wystarczyć do podgrzania i stopienia pasm ze sobą. Następnie zwolnij drut od dołu i pozwól mu się rozluźnić. Przytnij drut w pobliżu końców, aby usunąć taśmę.
  6. Przełóż jeden koniec drutu przez szklaną rurkę kapilarną o długości 5-6 cm (średnica zewnętrzna 1.0 mm, średnica wewnętrzna 0.58 mm). Rozerwij skręcony drut na jednym końcu za pomocą cienkiej pęsety i usuń powłokę, bardzo krótko podpalając koniec płomieniem. Ten krok należy wykonać ostrożnie; Zbyt długie wystawienie drutu na działanie płomienia spowoduje stopienie i splątanie pasm.
  7. Delikatnie oddziel 8 pasm na płomieniowanym końcu i każde pasmo osobno do 8-pinowego gniazda IC. Pokryj górną część gniazda IC żywicą epoksydową, aby utrzymać pasma i szklaną kapilarnę na miejscu. Umieść również niewielką kroplę żywicy epoksydowej na drugim końcu kapilary, aby utrzymać drut na miejscu (Rysunek 5C).
  8. Na koniec przeciąć końcówkę drutu pod kątem 45 stopni nożyczkami z węglików spiekanych około 0,5 cm od końcówki kapilarnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Reakcje pojedynczego ORN wywołane zapachami dwóch różnych alkoholi przedstawiono na Rysunku 3D. W zależności od miejsca rejestracji (typ sensilli, umiejscowienie elektrody) możliwe jest uzyskanie rejestracji wielojednostkowych.

Surowy przebieg fali zewnątrzkomórkowej z rejestracji AL przedstawiono na Ryc. 6A. W tym zapisie napięcia można zaobserwować potencjały czynnościowe lub kolce o różnych amplitudach, pochodzące od różnych PN. Chociaż płat antenny szarańc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Większość bodźców czuciowych wywołuje reakcje kombinatoryczne, które są rozmieszczone w zespołach neuronów. W związku z tym konieczne jest jednoczesne monitorowanie aktywności wielu neuronów, aby zrozumieć, w jaki sposób informacje specyficzne dla bodźca są reprezentowane i przetwarzane przez obwody neuronalne w mózgu. W tym miejscu zademonstrowaliśmy zewnątrzkomórkowe techniki rejestracji wielojednostkowej, aby scharakteryzować reakcje wywołane zapachem w pierwszych trzech centrach przetwarzania wzdłuż szlaku węchowego ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować następującym za sfinansowanie tej pracy: hojne fundusze na rozpoczęcie działalności z Wydziału Inżynierii Biomedycznej Uniwersytetu Waszyngtońskiego, grant McDonnell Center for Systems Neuroscience, grant Biura Badań Marynarki Wojennej (Grant#: N000141210089) dla B.R.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sprzęt do elektrofizjologii
A.C. wzmacniaczGRASSModel P55do nagrań single sensillum
Monitor audio (model 3300) A-M Systems940000
Wykonany na zamówienie 16-kanałowy przedwzmacniacz i wzmacniaczCal. Tech. Biologia Elektronika Sklepz nagraniami AL i MB
Jednostka akwizycji danychNational InstrumentsBNC-2090
Światłowód WPISI-72-8
Źródło światła 115 VWPINOVA
Ręczny mikromanipulatorWPIM3301Rdo zapisów mózgu szarańczy
Mikroskop stereoskopowy1 na stojakuLeicaM80do nagrań mózgu szarańczy
Mikroskop stereoskopowy2LeicaM205Cdo nagrań jednozmysłowych
Stół wibroizolacyjnyTMC63-500
Mikromanipulator z napędemsilnikowym Sutter InstrumentsOscyloskop MP285/T
TektronixTD2014B
Elektrody/Narzędzia budowlane
16-kanałowa elektrodaNeuroNexusA2x2-tet-3mm-150-121do nagrań krzywkowych antenowych
Borokrzemianowe rurki kapilarne z żarnikiem, ID 0,69 mmSutter InstrumentsBF120-69-10do wykonywania elektrod szklanych
Ściągacz do mikropipetSutter InstrumentsP-1000
Generator funkcyjnyMultimetr MagazynSG1639Ado pozłacania elektrod
Roztwór do złocenia (bez cyjanku) SIFCO IndustriesNC SPS 5355
Tester impedancjiBAK Electronics Inc.IMP-2do elektrod złoconych
Przełącznik obrotowyElektroprzełącznikC7D0123Ndo pozłacania elektrod
Izolator impulsówWPIA365do elektrod pozłacanych
Uchwyt elektrody serii QWarnerInstruments 64-1091
Srebrny drut o średnicy 0,010"Elektroda
uziemiająca AM Systems 7825008-pinowe gniazdo DIP ICDigikeyED90032-ND
borokrzemianowe rurki kapilarne z żarnikiem, ID 0,58 mmWarner Instruments64-0787
OpalarkaWeller6966C
Rediohm-800 drutKanthal Precision TechnologiesPF002005
Wytrząsarka płytkowa ThermoScientific4625Qdruty
skręcaneNożyczki z węglików spiekanych, 4,5"Biomedical Research Instr25-1000do cięcia skręconych drutów tetrodowych
Pęseta z cienkim czubkiemHECO91-EF5-SAdo rozdzielania
Odor Delivery
6 ml strzykawkaKendall1180600777do specjalnie zaprojektowanego filtra z węglem aktywnym
Brązowe butelki zapachoweFisher08-912-165
Węgiel drzewnyBuyActivatedCharcoal.comGAC-48C
Suszarka adsorpcyjna23005
Suszarka do gazów Drierite Fischer Scientific09-204
Rurka termokurczliwa3MEPS-200przygotowanie filtra zapachów
Aluminiowa piasta igły podskórnej, manometr 19Kendall8881-200136do dostarczania przewodów wlotowych i wylotowych do butelek zapachowych
Olej mineralnyMallinckrodt Chemicals6357-04do rozcieńczania zapachów
Rurka z tworzywa sztucznego Nalgene, 890 FEPThermo Scientific8050-0310do dostarczania gazu nośnego
Pneumatyczna pompa pikopumpWPIsys-pv820do dostarczania zapachów
Rurka polietylenowa ID 0,86 mmIntramedic427421do przyłączy wylotowych butelek zapachowych i rurki do obfitości soli fizjologicznej
KorkiLab Pure97041do uszczelniania butelek zapachowych
Taśma czasuPDCT-534-RP
Rurka luerCole-Parmer30600-66
Rura próżniowaMcMaster-Carr5488K66
Przygotowanie/Rozwarstwienie
100 x 15 mm szalka PetriegoVWR International89000-304
18 AWG drut miedzianyLapp4510013
22 AWG linka połączeniowaAlphaWire1551platforma
mózgowa Wosk batikowyŻakard7946000
Peryferia dentystyczne WoskHenry-Schein Dental
ElectrowaxerAlmore International66000
Epoksyd, 5 minPermatex84101
Aluminiowa piasta igły podskórnejKendall8881-200136
Proteaza z Streptomyces griseusSigma-AldrichP5147do usuwania pochwy mózgu szarańczy
Nić do szwów niesterylnaFisherNC9087024do wiązania brzucha po usunięciu jelit
Vetbond3M1469SBdo uszczelniania miejsc amputacji
Kleszcze Dumont #1 (grube)Kleszcze tytanowe WPI500335
Dumont #5 (cienkie)WPI14096
Kleszcze do #5SF Dumont (bardzo cienkie)500085pochwy do mózgu szarańczy
10 cm nożyczki preparacyjneWPI14393do usuwania nóg i skrzydeł
Nożyczki Vannas (cienkie)WPI500086do usuwania naskórka, przecinania jelita
Saline Profusion
Zestaw przedłużający z regulatorem przepływuMoore Medical69136do regulacji przepływu soli
fizjologicznej Zestaw do podawania IV z miejscem wstrzyknięcia YMoore Medical73190do regulacji przepływu soli fizjologicznej
Seria drutów tetrody6652151 przedniego

Bibliografia

  1. Ache, B. W., Young, J. M. Olfaction: diverse species, conserved principles. Neuron. 48, 417-430 (2005).
  2. Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. Temporal representations of odors in an olfactory network. Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).
  3. Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system. Neuron. 39, 991-1004 (2003).
  4. Steven de Belle, J., Heisenberg, M. Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies. Science. 263, 692-695 (1994).
  5. Cassenaer, S., Laurent, G. Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning. Nature. 482, 47-52 (2012).
  6. Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
  7. Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors. Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).
  8. Perez-Orive, J., et al. Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body. Science. 297, 359-365 (2002).
  9. Naraghi, M., Laurent, G. Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust. The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).
  10. Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae). Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).
  11. Burrows, M., Laurent, G. Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ. Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).
  12. Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality. Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).
  13. Mazor, O., Laurent, G. Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons. Neuron. 48, 661-673 (2005).
  14. Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles. Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).
  15. Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725(2010).
  16. Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors. Neuron. 61, 570-586 (2009).
  17. Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. Sparse odor representation and olfactory learning. Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).
  18. Laurent, G. Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals. Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).
  19. Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation. Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).
  20. MacLeod, K., Laurent, G. Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies. Science. 274, 976-979 (1996).
  21. Wehr, M., Laurent, G. Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system. The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).
  22. Moreaux, L., Laurent, G. Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo. Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).
  23. Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain. Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).
  24. Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification. Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).
  25. Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior. Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).
  26. Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe. J. Vis. Exp. (61), e2976(2012).
  27. Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging. Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Obwody w chowe szara czyrejestracja z pojedynczego sensillumrejestracja z neuron w g wnychrejestracja z kom rek Kenyonwytwarzanie szklanych mikroelektrod16 kana owa sonda krzemowatetroda z kr conych przewod wrejestracja z p ata antenowegorejestracja z cia a grzybowatego

Powiązane artykuły