Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

PRP jako nowe podejście do zapobiegania infekcjom: przygotowanie i właściwości przeciwdrobnoustrojowe PRP in vitro

21.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50351

⸱

9 kwietnia 2013

 , 
1Department of Orthopaedics, School of Medicine, West Virginia University , 2Department of Orthopaedics, Stem Cell Research Center, University of Pittsburgh, 3WVNano Initiative, 4Mary Babb Randolph Cancer Center

W tym artykule

Podsumowanie

Zakażenie związane z implantem jest poważnym powikłaniem klinicznym. W niniejszym badaniu opisano podejście wykorzystujące osocze bogatopłytkowe (PRP) w celu zapobiegania zakażeniom związanym z implantami, przedstawiono protokół przygotowania PRP ze stałym stężeniem płytek krwi oraz opisano nowo zidentyfikowane właściwości przeciwdrobnoustrojowe PRP i powiązane protokoły badania takich właściwości przeciwdrobnoustrojowych in vitro.

Streszczenie

Zakażenie związane z implantami staje się coraz większym wyzwaniem dla branży medycznej na całym świecie ze względu na rosnącą oporność na antybiotyki, przenoszenie bakterii opornych na antybiotyki między zwierzętami a ludźmi oraz wysokie koszty leczenia infekcji.

W tym badaniu ujawniamy nową strategię, która może być skuteczna w zapobieganiu infekcjom związanym z implantami, w oparciu o potencjalne właściwości przeciwdrobnoustrojowe osocza bogatopłytkowego (PRP). Ze względu na dobrze zbadane właściwości wspomagające gojenie, PRP (produkt biologiczny) jest coraz częściej stosowany w zastosowaniach klinicznych, w tym w operacjach ortopedycznych, periodontologicznych i ustnych, operacjach szczękowo-twarzowych, operacjach plastycznych, medycynie sportowej itp.

PRP może być zaawansowaną alternatywą dla konwencjonalnych antybiotyków w zapobieganiu infekcjom związanym z implantami. Stosowanie PRP może być korzystne w porównaniu z konwencjonalnymi antybiotykami, ponieważ PRP jest mniej podatne na wywoływanie oporności na antybiotyki, a właściwości przeciwbakteryjne i wspomagające gojenie PRP mogą mieć synergiczny wpływ na zapobieganie infekcjom. Powszechnie wiadomo, że patogeny i komórki ludzkie ścigają się o powierzchnię implantu, a właściwości PRP w zakresie wspomagania gojenia mogą poprawić przyczepienie komórek ludzkich, zmniejszając w ten sposób ryzyko infekcji. Ponadto osocze bogatopłytkowe (PRP) jest z natury biokompatybilne, bezpieczne i wolne od ryzyka chorób zakaźnych.

Do naszego badania wybraliśmy kilka klinicznych szczepów bakterii, które są powszechnie spotykane w infekcjach ortopedycznych i sprawdziliśmy, czy PRP ma in vitro właściwości przeciwbakteryjne przeciwko tym bakteriom. Otworzyliśmy PRP przy użyciu metody dwukrotnego wirowania, która pozwala na uzyskanie tego samego stężenia płytek krwi dla wszystkich próbek. Osiągnęliśmy spójne wyniki dotyczące zwalczania drobnoustrojów i stwierdziliśmy, że PRP ma silne właściwości przeciwdrobnoustrojowe in vitro przeciwko bakteriom, takim jak wrażliwy na metycylinę i oporny na metycylinę Staphylococcus aureus, Streptococcus grupy A i Neisseria gonorrhoeae. W związku z tym stosowanie PRP może potencjalnie zapobiegać zakażeniom i zmniejszać potrzebę kosztownego leczenia pooperacyjnego zakażeń związanych z implantami.

Wprowadzenie

Zakażenie związane z implantem jest poważnym powikłaniem klinicznym. Staphylococcus aureus (S. aureus) jest jednym z najczęstszych mikroorganizmów izolowanych z zakażeń związanych z implantami. Jest zdolny do wytwarzania biofilmu, który pokrywa powierzchnie implantów i może prowadzić do infekcji opornej na antybiotyki 1,2. Leczenie infekcji implantologicznej często wymaga długotrwałej hospitalizacji z powodu powtarzających się oczyszczeń i długotrwałej antybiotykoterapii pozajelitowej. W przypadkach oporności na antybiotyki może być konieczne usunięcie implantu. Rosnąca oporność bakterii na antybiotyki została również określona przez Centers for Disease Control and Prevention (CDC) jako "jeden z najbardziej palących problemów zdrowotnych na świecie". Z czasem, bez opracowania nowych i skutecznych metod leczenia przeciwdrobnoustrojowego, możliwe jest, że patogeny wielolekooporne będą nieuleczalne za pomocą konwencjonalnych antybiotyków. Zapobieganie zakażeniom związanym z implantami jest zatem ważne i potrzebne są nowe środki lub podejścia profilaktyczne w celu zapobiegania takim zakażeniom.

Osocze bogatopłytkowe (PRP) to stężenie krwi autologicznej, które zawiera ponad 30 czynników wzrostu, które mogą pomóc w gojeniu kości i przeszczepów kostnych 3-5. Zastosowanie PRP w celu poprawy regeneracji kości i dojrzewania tkanek miękkich jest coraz częściej zgłaszane w klinikach ze względu na wysokie stężenie różnych czynników wzrostu uwalnianych przez płytki krwi.

Kilka cech PRP wskazuje, że PRP może mieć również właściwości przeciwdrobnoustrojowe 6-9. PRP zawiera dużą liczbę płytek krwi, wysokie stężenie leukocytów (które mogą mieć działanie obronne gospodarza przed bakteriami i grzybami) oraz wiele peptydów przeciwdrobnoustrojowych 7,8,10. W niedawnym badaniu przeprowadzonym na dużej kohorcie pacjentów kardiochirurgicznych wykazano, że śródoperacyjne stosowanie żelu PRP podczas zamykania ran znacznie zmniejszyło częstość występowania powierzchownych i głębokich infekcji mostka 11. Z tych powodów i obserwacji postawiliśmy hipotezę, że PRP, oprócz dobrze zbadanych właściwości wspomagających gojenie, ma właściwości przeciwdrobnoustrojowe. Potencjalne korzyści płynące ze stosowania PRP w celu zapobiegania infekcjom mogą obejmować: (i) PRP jest mniej podatne na wywoływanie oporności w porównaniu z konwencjonalnymi antybiotykami. (ii) PRP ma również właściwości wspomagające gojenie, które mogą mieć synergiczny wpływ na zapobieganie infekcjom; Właściwości wspomagające gojenie PRP mogą zapewnić uszczelnienie zapobiegające przyczepianiu się bakterii, zmniejszając w ten sposób szanse na infekcję, ponieważ patogeny i komórki ludzkie ścigają się o powierzchnie implantów 12,13. (iii) PRP jest z natury biokompatybilne, bezpieczne i wolne od ryzyka chorób zakaźnych.

Naszym długoterminowym celem jest wykorzystanie PRP jako nowego podejścia do zapobiegania infekcjom związanym z implantami. Celem pracy było przygotowanie PRP przy użyciu podejścia opartego na dwukrotnym wirowaniu, zbadanie właściwości przeciwdrobnoustrojowych PRP in vitro oraz opisanie protokołów oceny takich właściwości przeciwdrobnoustrojowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie i aktywacja PRP

1.1 Pobieranie krwi

  1. Znieczulenie królika należy przez inhalację izofluranu (2% wO2 w celu indukcji i 1% w leczeniu podtrzymującym).
  2. Pobrać 2 ml 0,129 M cytrynianu trisodowego (roztwór przeciwzakrzepowy) do strzykawki o pojemności 20 ml. Roztwór cytrynianu trisodowego przygotowuje się przez rozpuszczenie 1,897 g cytrynianu trisodowego w 50 ml destylowanegoH2Oi przefiltrowanie za pomocą sterylnego filtra 0,22 μm.
  3. Wysterylizuj ucho królika przy użyciu 70% etanolu.
  4. Pobrać krew (np. 5 ml) z żyły ucha królika za pomocą igły motylkowej (25 G) podłączonej do strzykawki.
  5. Wymieszać krew z roztworem cytrynianu trójsodu, delikatnie mieszając. Stosunek objętości krwi do roztworu cytrynianu trójsodowego wynosi 9:1.

1.2 Przygotowanie do PRP (Rysunek 1)

  1. Przenieść antykoagulowaną krew do plastikowej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml. Pobrać podwielokrotność 10 μl krwi, aby określić wyjściową liczbę płytek krwi za pomocą hemocytometrii.
  2. Odwirować krew przy stężeniu 300 x g przez 10 minut w temperaturze pokojowej (RT) w wirówce z odchylanym wirnikiem. Ustaw przyspieszenie i prędkość hamowania na niską (rysunek 1).
  3. Po odwirowaniu krew jest rozdzielana na trzy warstwy. Dolna warstwa to głównie czerwone krwinki, środkowa warstwa (powszechnie określana jako "kożuch") składa się ze skoncentrowanych płytek krwi i leukocytów, a górna warstwa to głównie osocze, które jest płynnym składnikiem krwi i płytek krwi (ryc. 1). Ostrożnie przetransportować probówkę wirówkową do okapu do hodowli komórkowych; Nie naruszaj warstw. Przenieś całe osocze, kożuchową sierść i warstwę czerwonych krwinek o grubości 2-3 mm do plastikowej probówki o pojemności 15 ml za pomocą plastikowego pipetora o pojemności 1 ml.
  4. Odwirować przeniesioną próbkę po raz drugi przy 3 000 x g przez 15 minut w temperaturze pokojowej. Górna warstwa (supernatant) jest uważana za osocze ubogie w płytki krwi (PPP) i jest przenoszona do nowej probówki.
  5. Uzyskuje się PRP, dostosowując stężenie płytek krwi w pozostałej próbce krwi za pomocą PPP w celu uzyskania 2,0 x 106 płytek krwi/μl (oznaczone za pomocą hemocytometrii).

1.3 Aktywacja PRP

  1. Przygotować roztwór aktywujący PRP, rozpuszczając 5 000 j.m. trombiny bydlęcej w 5 ml 10% chlorku wapnia do stężenia roboczego 1 000 j.m./ml.
  2. Dodać roztwór aktywacyjny do PRP i PPP, a następnie wymieszać roztwór, wielokrotnie pipetując, aby uzyskać żele PRP i PPP. Stosunek objętościowy roztworu aktywacyjnego do PRP lub PPP wynosi 1:4.

2. Test przeciwbakteryjny PRP in vitro z wykorzystaniem testu krzywej zabijania (Rysunek 2)

  1. Używając sterylnej pętli do zaszczepiania, dodaj kilka kolonii S. aureus z nocnej hodowli na płytce do 5 ml bulionu Mueller Hinton (MHB) w plastikowej probówce. Krótko przeprowadzić wirowanie, a następnie inkubować próbkę przez 2 godziny w temperaturze 37 °C. Następnie za pomocą spektrofotometru oznaczono gęstość optyczną pożywki bakteryjnej i dostosowano do gęstości optycznej równej ~1 x 108 CFU/ml w oparciu o wcześniej ustaloną krzywą wzorcową.
  2. Wykonać 100-krotne rozcieńczenie za pomocą PBS, aby uzyskać 1 x 106 jtk/ml i umieścić inokulum na lodzie.
  3. Ustawić i oznaczyć sterylne, jednorazowe probówki z polistyrenu o okrągłym dnie o pojemności 5 ml i przygotować następujące grupy próbek, jak wskazano w tabeli 1, dla końcowej objętości 2 ml w każdej probówce.
  4. Najpierw dodaj PRP, PPP lub PBS do probówek polistyrenowych, a następnie roztwór trombiny do aktywacji (tworzenia żelu). Następnie dodać MHB, a następnie inokulum S. aureus (1 x 106 jtk/ml), aby uzyskać końcowe stężenie 1 x 105 jtk/ml.
  5. Inkubować probówki w temperaturze 37 °C z mieszaniem orbitalnym przy 150 obr./min.
  6. W określonych punktach czasowych (np. 0, 1 i 2 godziny) wymieszaj roztwory w każdej probówce, powtarzając pipetowanie (ten krok jest ważny, ponieważ bakterie mogą zostać uwięzione w żelu PRP). Pobrać 10 μl próbki, rozcieńczyć kolejno sterylnym 0,9% roztworem soli fizjologicznej i odpipetować 100 μl porcji każdego rozcieńczenia na płytkę z tryptycznym agarem sojowym (TSA, z 5% krwią owczą) w celu policzenia CFU.
  7. Hodować płytki agarowe przez noc w temperaturze 37 °C, a następnie policzyć i zapisać kolonie płytek. Wykreśl dane w skali logarytomicznej z czasem (hr) na osi x i jtk/ml na osi y.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

PRP jest przygotowywane w sposób powtarzalny z zastosowaniem metody dwukrotnego wirowania (Rysunek 1). Stwierdzono, że PRP wykazuje silne właściwości przeciwdrobnoustrojowe in vitro (redukcja CFU do 100 razy) w odniesieniu do metycylinoopornych szczepów S. aureus (MRSA) (Rysunek 3), które są powszechnie występujące w szpitalach na całym świecie 14. Podobnie, PRP wykazuje silne właściwości przeciwdrobnoustrojowe wobec szczepów S. aureus wrażliwych na ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Osocze bogatopłytkowe jest coraz częściej stosowane w zastosowaniach klinicznych ze względu na swoje właściwości wspomagające gojenie 15-17. W niniejszej pracy osocze bogatopłytkowe (PRP) zostało przedstawione jako nowe podejście do zapobiegania zakażeniom. Stwierdzono, że PRP ma silne właściwości przeciwdrobnoustrojowe przeciwko MRSA, MSSA, paciorkowcom grupy A i Neisseria gonorrhoeae. Główne zalety PRP, w porównaniu z konwencjonalnymi antybiotykami, w zapobieganiu zakażeniom obejmują: (1) O...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Autorzy dziękują Therwie Hamzie, Johnowi E. Tidwellowi, Ninie Clovis i Suzanne Smith za pomoc w eksperymentach oraz Suzanne Smith za korektę. Autorzy dziękują również dr Johnowi Thomasowi za dostarczenie izolatów klinicznych bakterii i dr Johnowi B. Barnettowi za wsparcie i wykorzystanie laboratorium bezpieczeństwa biologicznego na Wydziale Mikrobiologii, Immunologii i Biologii Komórki na Uniwersytecie Zachodniej Wirginii. Autorzy dziękują za wsparcie finansowe ze strony Fundacji Osteosyntezy i Opieki nad Trauma oraz Narodowej Fundacji Nauki (#1003907). Eksperymenty mikroskopowe i analizę obrazu przeprowadzono również w West Virginia University Imaging Facility, który jest częściowo wspierany przez Mary Babb Randolph Cancer Center i grant NIH P20 RR016440.

Wykorzystanie zwierząt do pobierania krwi zostało zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Zachodniej Wirginii. Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie ze wszystkimi odpowiednimi wytycznymi, przepisami i agencjami regulacyjnymi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Trombina bydlęcaKing Pharmaceuticals, Inc60793-215-05Trombina (pochodzenia bydlęcego)
Chlorek wapniaKing Pharmaceuticals, Inc60793-215-0510% chlorek wapnia
EtanolSigma-AldrichE7023
IzofluranBaxter1001936060
Mueller Hinton bulionBecton, Dickinson i spółka275710
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiSigma-AldrichD8662
Cytrynian trójsodowySigma-AldrichW302600
Tryptyczny agar sojowyFisher ScientificR01202
WirówkaKendro Produkty laboratoryjne750043077
Filtr strzykawkowyMilliporeSLGP033RS

Bibliografia

  1. Gristina, A. G. Biomaterial-centered infection: microbial adhesion versus tissue integration. Science. 237, 1588-1595 (1987).
  2. Gristina, A. G., Costerton, J. W. Bacterial adherence to biomaterials and tissue. The significance of its role in clinical sepsis. J. Bone Joint Surg. Am. 67, 264-273 (1985).
  3. Everts, P. A., et al. Reviewing the structural features of autologous platelet-leukocyte gel and suggestions for use in surgery. Eur. Surg. Res. 39, 199-207 (2007).
  4. Marx, R. E. Platelet-rich plasma (PRP): what is PRP and what is not PRP. Implant. Dent. 10, 225-228 (2001).
  5. Toscano, N., Holtzclaw, D. Surgical considerations in the use of platelet-rich plasma. Compend. Contin. Educ. Dent. 29, 182-185 (2008).
  6. Cieslik-Bielecka, A., Gazdzik, T. S., Bielecki, T. M., Cieslik, T. Why the platelet-rich gel has antimicrobial activity? Oral Surg. Oral Med. Oral Pathol. Oral Radiol. Endod. 103, 303-306 (2007).
  7. Yeaman, M. R. The role of platelets in antimicrobial host defense. Clin. Infect. Dis. 25, 951-970 (1997).
  8. Tang, Y. Q., Yeaman, M. R., Selsted, M. E. Antimicrobial peptides from human platelets. Infect Immun. 70, 6524-6533 (2002).
  9. El-Sharkawy, H., et al. Platelet-rich plasma: growth factors and pro- and anti-inflammatory properties. J. Periodontol. 78, 661-669 (2007).
  10. Krijgsveld, J., et al. Thrombocidins, microbicidal proteins from human blood platelets, are C-terminal deletion products of CXC chemokines. J. Biol. Chem. 275, 20374-20381 (2000).
  11. Trowbridge, C. C., et al. Use of platelet gel and its effects on infection in cardiac surgery. J. Extra Corpor. Technol. 37, 381-386 (2005).
  12. Gristina, A. G., Naylor, P., Myrvik, Q. Infections from biomaterials and implants: a race for the surface. Med. Prog. Technol. 14, 205-224 (1988).
  13. Subbiahdoss, G., Kuijer, R., Grijpma, D. W., vander Mei, H. C., Busscher, H. J. Microbial biofilm growth vs. tissue integration: "the race for the surface" experimentally studied. Acta Biomater. 5, 1399-1404 (2009).
  14. Klevens, R. M., et al. Invasive methicillin-resistant Staphylococcus aureus infections in the United States. JAMA. 298, 1763-1771 (2007).
  15. Foster, T. E., Puskas, B. L., Mandelbaum, B. R., Gerhardt, M. B., Rodeo, S. A. Platelet-rich plasma: from basic science to clinical applications. Am. J. Sports Med. 37, 2259-2272 (2009).
  16. Carlson, N. E., Roach, R. B. Platelet-rich plasma: clinical applications in dentistry. J. Am. Dent. Assoc. 133, 1383-1386 (2002).
  17. Man, D., Plosker, H., Winland-Brown, J. E. The use of autologous platelet-rich plasma (platelet gel) and autologous platelet-poor plasma (fibrin glue) in cosmetic surgery. Plast. Reconstr. Surg. 107, 229-237 (2001).
  18. Fridkin, S. K., et al. Epidemiological and microbiological characterization of infections caused by Staphylococcus aureus with reduced susceptibility to vancomycin, United States, 1997-2001. Clin. Infect. Dis. 36, 429-439 (1997).
  19. Jackson, C. R., Fedorka-Cray, P. J., Davis, J. A., Barrett, J. B., Frye, J. G. Prevalence, species distribution and antimicrobial resistance of enterococci isolated from dogs and cats in the United States. J. Appl. Microbiol. 107, 1269-1278 (2009).
  20. Murray, C. K., et al. Recovery of multidrug-resistant bacteria from combat personnel evacuated from Iraq and Afghanistan at a single military treatment facility. Mil. Med. 174, 598-604 (2009).
  21. Durr, M., Peschel, A. Chemokines meet defensins: the merging concepts of chemoattractants and antimicrobial peptides in host defense. Infect Immun. 70, 6515-6517 (2002).
  22. Hancock, R. E. Peptide antibiotics. Lancet. 349, 418-422 (1997).
  23. Dohan Ehrenfest, D. M., Rasmusson, L., Albrektsson, T. Classification of platelet concentrates: from pure platelet-rich plasma (P-PRP) to leucocyte- and platelet-rich fibrin (L-PRF). Trends Biotechnol. 27, 158-167 (2009).
  24. Kalen, A., Wahlstrom, O., Linder, C. H., Magnusson, P. The content of bone morphogenetic proteins in platelets varies greatly between different platelet donors. Biochem. Biophys. Res. Commun. 375, 261-264 (2008).
  25. Weibrich, G., Kleis, W. K., Hafner, G., Hitzler, W. E. Growth factor levels in platelet-rich plasma and correlations with donor age, sex, and platelet count. J. Craniomaxillofac. Surg. 30, 97-102 (2002).
  26. Mazzucco, L., Balbo, V., Cattana, E., Guaschino, R., Borzini, P. Not every PRP-gel is born equal. Evaluation of growth factor availability for tissues through four PRP-gel preparations: Fibrinet, RegenPRP-Kit, Plateltex and one manual procedure. Vox Sang. 97, 110-118 (2009).
  27. Lei, H., Gui, L., Xiao, R. The effect of anticoagulants on the quality and biological efficacy of platelet-rich plasma. Clin. Biochem. 42, 1452-1460 (2009).
  28. Redler, L. H., Thompson, S. A., Hsu, S. H., Ahmad, C. S., Levine, W. N. Platelet-rich plasma therapy: a systematic literature review and evidence for clinical use. Phys. Sportsmed. 39, 42-51 (2011).
  29. Whitman, D. H., Berry, R. L., Green, D. M. Platelet gel: an autologous alternative to fibrin glue with applications in oral and maxillofacial surgery. J. Oral Maxillofac. Surg. 55, 1294-1299 (1997).
  30. Anitua, E. Plasma rich in growth factors: preliminary results of use in the preparation of future sites for implants. Int. J. Oral Maxillofac. Implants. 14, 529-535 (1999).
  31. Whitman, D. H., Berry, R. L. A technique for improving the handling of particulate cancellous bone and marrow grafts using platelet gel. J. Oral. Maxillofac. Surg. 56, 1217-1218 (1998).
  32. Currie, L. J., Sharpe, J. R., Martin, R. The use of fibrin glue in skin grafts and tissue-engineered skin replacements: a review. Plast. Reconstr. Surg. 108, 1713-1726 (2001).
  33. Nikulin, A. A. Effect of calcium, thrombin and nucleotides (ADP, cAMP, cGMP) on blood platelet glycolysis and energy metabolism. Farmakol. Toksikol. 43, 585-590 (1980).
  34. Hantgan, R. R., Taylor, R. G., Lewis, J. C. Platelets interact with fibrin only after activation. Blood. 65, 1299-1311 (1985).
  35. Hantgan, R., Fowler, W., Erickson, H., Hermans, J. Fibrin assembly: a comparison of electron microscopic and light scattering results. Thromb. Haemost. 44, 119-124 (1980).
  36. Li, B., Jiang, B., Boyce, B. M., Lindsey, B. A. Multilayer polypeptide nanoscale coatings incorporating IL-12 for the prevention of biomedical device-associated infections. Biomaterials. 30, 2552-2558 (2009).
  37. Li, B., Jiang, B., Dietz, M. J., Smith, E. S., Clovis, N. B., Rao, K. M. K. Evaluation of local MCP-1 and IL-12 nanocoatings for infection prevention in open fractures. J. Orthop. Res. 28, 48-54 (2010).
  38. Boyce, B. M., Lindsey, B. A., Clovis, N. B., Smith, E. S., Hobbs, G. R., Hubbard, D. F., Emery, S. E., Barnett, J. B., Li, B. Additive effects of exogenous IL-12 supplementation and antibiotic treatment in infection prophylaxis. J. Orthop. Res. 30 (2), 196-202 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

osocze bogatopłytkoweprzygotowanie PRPinokulum bakteryjneaktywacja trombinąjednostki tworzące kolonieredukcja CFUpodwójne wirowaniegronkowiec złocisty oporny na metycylinęwłaściwości gojenia ran
PRP jako nowe podejście do zapobiegania infekcjom: przygotowanie i właściwości przeciwdrobnoustrojowe PRP in vitro
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.