Artykuł metodologiczny

Protokół genetycznej indukcji i wizualizacji łagodnych i inwazyjnych nowotworów w kompleksach głowowych Drosophila melanogaster

DOI:

10.3791/50624

⸱

11 września 2013

1Department of Biology, Western Kentucky University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Współpraca między aktywowanym onkogenem, takim jak RASV12, a mutacjami w genach polaryzacji komórek, takimi jak bazgroły, powoduje wzrost guza u Drosophila, gdzie komórki nowotworowe również wykazują inwazyjne zachowania. W tym miejscu przedstawiono prosty protokół indukcji i obserwacji nowotworów łagodnych i inwazyjnych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Drosophila rzuciła światło na nasze zrozumienie genetycznych podstaw normalnego rozwoju i chorób przez ostatnie kilkadziesiąt lat, a dziś nadal ogromnie przyczynia się do naszego zrozumienia złożonych chorób 1-7. Progresja nowotworów od stanu łagodnego do przerzutowego jest złożonym zdarzeniem 8 i została modelowana u Drosophila, aby pomóc nam lepiej zrozumieć genetyczne podstawy tej choroby 9. Poniżej przedstawiam prosty protokół genetycznego indukowania, obserwacji, a następnie analizy progresji nowotworów u larw Drosophila. Technika indukcji guza opiera się na systemie MARCM 10 i wykorzystuje współpracę między aktywowanym onkogenem, RasV12, a genami utraty polarności komórek (bazgroły, dyski duże i śmiertelne gigantyczne larwy) w celu wytworzenia inwazyjnych guzów 9. Pokazuję, w jaki sposób te guzy można uwidocznić w nienaruszonych larwach, a następnie jak można je wypreparować do dalszej analizy. Przedstawiony tutaj uproszczony protokół powinien umożliwić wykorzystanie tej techniki przez badaczy zainteresowanych zrozumieniem roli genu w inwazji guza.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Postęp nowotworów od stanu łagodnego do przerzutowego jest procesem etapowym, który charakteryzuje się unikaniem mechanizmów ochronnych obecnych w organizmie 8. Na przykład komórki nowotworowe w organizmie muszą być w stanie uniknąć apoptozy i układu odpornościowego, przebić się przez wyspecjalizowaną macierz zewnątrzkomórkową (ECM) zwaną błoną podstawną i przezwyciężyć wszelkie kontrole społeczne narzucone przez otaczające komórki. To właśnie poprzez stopniową progresję komórki rakowe nabywają zdolność do migracji i kolonizacji odległych miejsc w procesie zwanym przerzutami. Nasze zrozumienie tego, w jaki sposób komórka nowotworowa pokonuje bariery narzucone przez organizm, jest wciąż w powijakach, jednak wyłaniający się obraz z dotychczasowych badań wskazuje na wielokrotne stosowanie normalnych procesów rozwojowych i szlaków sygnałowych przez komórki rakowe 11-13.

Muszka owocowa Drosophila melanogaster ogromnie przyczyniła się do naszego zrozumienia normalnego rozwoju i chorób dzięki zastosowaniu zaawansowanych technik genetycznych opracowanych w ciągu ostatnich kilkudziesięciu lat 14-17. Korzystając z narzędzi do mutagenezy i nadekspresji, udało nam się lepiej zrozumieć różne onkogeny i geny supresorowe nowotworów 18-22. Jednak przerzuty nowotworowe są wynikiem współpracy między kilkoma zmianami genetycznymi, która była badana głównie w modelach hodowli komórkowych 23,24, a także w różnych modelach ksenoprzeszczepów 25-27. Modele te, choć potężne, mają swoje ograniczenia, ponieważ nie naśladują całkowicie warunków występujących w żywym organizmie. Co więcej, modele transgeniczne dostępne u myszy są kłopotliwe i nie sprzyjają analizie genetycznej zachowań inwazyjnych 28,29. W kilku badaniach podjęto próbę zrozumienia inwazji komórek nowotworowych u Drosophila 30,31. Techniki te wykorzystują przede wszystkim przeszczepianie guzów pierwotnych do gospodarzy, a następnie polegają na śledzeniu przeszczepionych guzów pod kątem inwazji sąsiednich tkanek 32,33. Potężna technika o nazwie MARCM 10 została zaadaptowana przez Pagliariniego i Xu do modelowania inwazji guza u Drosophila 9. To eleganckie modelowanie genetyczne inwazji guza wykorzystało współpracę między aktywowanym onkogenem a utratą polarności komórek. Siła tego modelowania polega na tym, że inwazyjne guzy powstają w nienaruszonym organizmie, co pozwala uniknąć konieczności przeszczepiania tkanek. Aby doprowadzić do współpracy onkogennej, aktywowany onkogen, taki jak RasV12, ulega ekspresji w klonach komórek w krążku oczkowo-antenowym larwy. W wyniku techniki MARCM klony te są również oznaczane zielonym białkiem fluorescencyjnym (GFP) w celu łatwej wizualizacji i stają się homozygotyczne pod względem mutantów polaryzacji komórek, takich jak śmiertelne gigantyczne larwy, nabazgrane i duże dyski. Rezultatem są inwazyjne guzy w kompleksie głowowym oznaczone GFP. W tym raporcie pokazuję, jak indukować i wizualizować te inwazyjne nowotwory zarówno w kontekście nienaruszonej larwy, jak i w wypreparowanym kompleksie głowowym. Przedstawiona tutaj indukcja guza wykorzystuje odczynniki na drugim chromosomie Drosophila. W tabeli 2 przedstawiam wykaz stad chromosomów X i 3, które można wykorzystać do tego samego celu. Wierzę, że ten uproszczony protokół sprawi, że technika ta będzie łatwo dostępna dla badaczy zainteresowanych zrozumieniem molekularnych podstaw progresji nowotworu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Indukcja łagodnych nieinwazyjnych nowotworów

  1. Do indukcji łagodnych nowotworów należy stosować zapasy wymienione w Tabeli 2.
  2. Przygotować kulturę starterową dla stada "testowego" o następującym genotypie: y,w, ey-FLP1; Wanna-Gal80, FRT40A; Act5C>y+>Gal4, UAS-GFP
  3. Przygotować kulturę starterową dla "przetestowanego" stada o następującym genotypie: w; FRT40A, UAS-RASV12/CyO
  4. Zbierz dziesięć dziewic płci żeńskiej ze stada "testera" i dziesięciu samców ze stada "przetestowanego".
  5. Skrzyżuj samce i samice z "testera" i "przetestowanego" stada, umieszczając je oba w fiolce z pokarmem dla much.
  6. Umieścić krzyżówkę w inkubatorze o temperaturze 25 °C i pozwolić samcom i samicom na łączenie się w pary i składanie jaj przez 24-48 godzin.
  7. Sprawdzić, czy w fiolkach znajduje się wystarczające złożenie jaj i czy nie ma larw pierwszego stadium rozwojowego, upewniając się, że kultura nie wysycha.
    1. Dodaj kilka kropli autoklawowanej wody destylowanej do kultury, aby była wilgotna (jeśli kultura wysycha).
    2. Kontynuuj monitorowanie hodowli i powtórz krok 1.7.1 w razie potrzeby.
  8. Obserwuj wędrujące larwy trzeciego stadium pod stereomikroskopem fluorescencyjnym, jak opisano w sekcji 3.

2. Indukcja nowotworów inwazyjnych

  1. Do indukcji nowotworów inwazyjnych należy stosować zapasy wymienione w tabeli 2.
  2. Należy użyć kultury starterowej z kroku 1.2 powyżej o następującym genotypie: y,w, ey-FLP1; Wanna-Gal80, FRT40A; Act5C>y+>Gal4, UAS-GFP
  3. Przygotować kulturę starterową dla "przetestowanego" stada o następującym genotypie: w; lgl4, FRT40A, UAS-RasV12/CyO
  4. Zbierz dziesięć dziewic płci żeńskiej ze stada "testera" i dziesięciu samców ze stada "przetestowanego".
  5. Skrzyżuj samce i samice z "testera" i "przetestowanego" stada, umieszczając je oba w fiolce z pokarmem dla much.
  6. Umieścić krzyżówkę w inkubatorze o temperaturze 25 °C i pozwolić samcom i samicom na łączenie się w pary i składanie jaj przez 24-48 godzin.
  7. Sprawdzić, czy w fiolkach znajduje się wystarczające złożenie jaj i czy nie ma larw pierwszego stadium rozwojowego, upewniając się, że kultura nie wysycha.
    1. Dodaj kilka kropli autoklawowanej wody destylowanej do kultury, aby była wilgotna (jeśli kultura wysycha).
    2. Kontynuuj monitorowanie kultury pod kątem suchości i powtórz krok 2.7.1 w razie potrzeby.
  8. Obserwuj larwy trzeciego stadium rozwojowego pod stereomikroskopem fluorescencyjnym, jak opisano w sekcji 3.

3. Obserwacja łagodnych i inwazyjnych nowotworów

  1. Użyj larw trzeciego stadium do łagodnej izolacji i wizualizacji guza.
    1. Zwilż pędzel w wodzie destylowanej i za pomocą tego pędzla zeskrob kilka larw trzeciego stadium ze ścianki fiolki z kulturą.
    2. Umieść larwy w szkiełku wgłębieniowym z 1X PBS, a następnie za pomocą mokrego pędzla zeskrob z naskórka larwy wszelki materiał spożywczy
      3. .
    3. Umieścić larwy na szalce Petriego i pozostawić w temperaturze -20 °C w zamrażarce na 30 minut w celu unieruchomienia larwy.
      1. Alternatywna metoda unieruchamiania larw za pomocą FLYNAP.
      2. Umieścić różdżkę FLYNAP zanurzoną w FLYNAP w fiolce z 3.1.3.2 i po włożeniu fiolki odstawić zatkaną fiolkę z larwami na 30 do 40 minut.
    4. Umieść unieruchomioną larwę na szkiełku podstawowym, dodaj kroplę lekkiego oleju halowęglowego, przykryj szkłem nakrywkowym i obserwuj pod stereoskopowym mikroskopem fluorescencyjnym z możliwością wizualizacji białka zielonej fluorescencji (GFP).
    5. Łagodne larwy zawierające guz będą fluoryzować na zielono w przednim obszarze, w którym obecny jest kompleks głowowy.
  2. Wybierz larwy dnia 10 (po indukcji) z hodowli ustawionej w kroku #2 powyżej do obserwacji nowotworów inwazyjnych. Larwy dnia 10 są wybierane, ponieważ inwazyjne larwy zawierające guz mają wydłużone stadium larwalne i na ogół nie przepoczwarzają się.
  3. Postępuj zgodnie z krokami od 3.1.1 do 3.1.4, z wyjątkiem tego, że zamiast larw w trzecim stadium należy użyć larw dnia 10.
    1. Inwazyjne larwy zawierające guz w dniu 10 będą fluoryzować na zielono w przedniej części, w której obecny jest kompleks głowowy.
  4. Jeśli mikroskop fluorescencyjny jest wyposażony w kamerę cyfrową, należy wykonać zdjęcia fluoryzujących łagodnych i inwazyjnych larw zawierających guz
    5. .

4. Sekcja kompleksu głowowego i dalsza obserwacja łagodnych i inwazyjnych nowotworów

Przezroczysty naskórek larwy utrudnia obserwację stopnia inwazji nowotworów. W ten sposób zakres inwazji jest lepiej zobrazowany poprzez wypreparowanie kompleksu głowowego z larwy. Następujące kroki należy wykorzystać do rozbioru kompleksu głowowego.

  1. Za pomocą mokrego pędzla wybierz larwy trzeciego stadium (w przypadku guzów łagodnych) i larwy dnia 10 (w przypadku guzów inwazyjnych) z odpowiednich fiolek hodowlanych.
  2. Umieść larwy w studzience naczynia rozwarstwiającego zawierającego zimny 1X PBS. Użyj pędzla, aby zeskrobać wszelkie resztki jedzenia z naskórka larw.
    1. Przenieść czyste larwy do świeżej studzienki naczynia rozwarstwiającego zawierającego zimny 1X PBS.
    2. Sprawdzić obecność fluorescencji GFP za pomocą stereomikroskopu zdolnego do wykrycia fluorescencji. Wyrzuć larwy niezawierające GFP.
  3. Dodaj 1,0 ml zimnego 1X PBS do świeżej studzienki na naczyniu separacyjnym i za pomocą kleszczy przenieś larwę zawierającą łagodne lub inwazyjne guzy (protokół sekcji pozostaje taki sam dla tych dwóch typów guzów).
  4. Przytrzymaj larwę za pomocą kleszczy około 2/3 od przedniego końca.
    1. Użyj drugiej pary kleszczy i sprytnie oddziel tylną 1/3 larwy i wyrzuć ją.
    2. Puść przednie 2/3 larwy. Gdy ciśnienie wewnątrz larwy zostanie uwolnione, zawartość larwy będzie wyciekać z jamy ciała.
    3. Użyj kleszczy, aby usunąć jelito, tłuszcz i inną wewnętrzną zawartość larwy, która wyciekła z jamy ciała.
    4. Użyj pary kleszczy, aby przytrzymać haczyk ustny larwy i wepchnij go w naskórek larwy, a następnie za pomocą drugiej pary kleszczy całkowicie odwróć larwę.
    5. Użyj kleszczy, aby delikatnie i ostrożnie usunąć ciało tłuszczowe, gruczoły ślinowe, jelita, kompleks dysku skrzydłowego i wszelkie rurki tchawicze. Kompleks głowowy powinien być teraz widoczny przyczepiony do haczyka gębowego odwróconej larwy. Półkule mózgowe i brzuszny rdzeń nerwowy (VNC) nadal byłyby połączone z naskórkiem larwy poprzez nerwy emanujące z VNC.
    6. Użyj kleszczy, aby delikatnie przerwać połączenia między nerwami głowowymi a naskórkiem larw.
    7. Ponieważ połączenia nerwowe między VNC a naskórkiem larwy są zerwane, a nadmiar tkanki tłuszczowej i innych tkanek usuwany, kompleks głowowy stanie się wyraźnie widoczny i zostanie przyczepiony do naskórka larwy tylko na haczykach gębowych.
    8. Kompleks głowowy można pozostawić przyczepiony do naskórka larw, jeśli kompleks musi zostać utrwalony do dalszych zastosowań, takich jak barwienie przeciwciał lub do późniejszej wizualizacji.
    9. Jeśli nie będą wykonywane dalsze aplikacje, kompleks głowowy można odłączyć od naskórka larw i umieścić w kropli podłoża montażowego na bazie glicerolu w celu dalszej obserwacji i analizy. Użyj VECTASHIELD jako nośnika montażowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W wyniku przedstawionego tutaj protokołu, użytkownik będzie mógł indukować łagodne nowotwory poprzez nadekspresję aktywowanego onkogenu w dysku imaginalnym anteny oka larwalnego. Użytkownik będzie również w stanie indukować inwazyjne guzy w tarczy anteny oka poprzez nadekspresję aktywowanego onkogenu w klonach komórek, które są również zmutowane dla genu polaryzacji komórki. Guzy można łatwo uwidocznić za pomocą fluorescencyjnego mikroskopu stereoskopowego jako tkankę "zielonej fluorescencji" w całych larwach lub w kompl...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rak jest złożoną chorobą, która jest obecnie znacznie lepiej rozumiana niż w przeszłości. Jednak wciąż wiele musi się nauczyć i wyjaśnić, zanim uzyskamy pełny obraz mechanizmów leżących u podstaw tego zjawiska. Przedstawiony tutaj prosty protokół umożliwia genetyczne indukowanie łagodnych i inwazyjnych nowotworów w całym organizmie, a następnie badanie biologii związanej z progresją nowotworów w tym modelu. Większość istniejących technik u Drosophila i innych organizmów wykorzystuje albo system oparty na hodowli...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie mam nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania w moim laboratorium są wspierane przez fundusze startowe Wydziału Biologii WKU, grant Fundacji Badawczej WKU RCAP-I # 11-8032 oraz przez grant KBRIN-AREA finansowany przez grant nadrzędny z National Institute of General Medical Sciences of the National Institutes of Health pod numerem grantu 5P20GM103436-13. Chciałbym również podziękować dr Tian Xu, w którego laboratorium zapoznałem się z tą techniką, oraz dr Raymondowi Pagliariniemu, który jako pierwszy wprowadził tę technikę w laboratorium Xu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10X PBS (sól fizjologiczna buforowana fosforanami) pH 7,2 roztwór podstawowyInvitrogen, Sigma Aldrich
Schłodzony 1X PBS pH7,2 roztwór roboczyInvitrogen, Sigma AldrichZrób świeże i przechowuj w lodówce, może być używany do tygodnia
FlynapCarolina BiologicalsZnieczulenie muchowe potrzebne do znieczulenia larw
Utrwalacz0,1 M RURY, pH 7,2, 4% ParaformaldehydPotrzebne do naprawienia wypreparowanego kompleksu głowowego Wiadro
lodemKilkaroztworów do konserwacji na lodzie. Również rozciąć kompleks głowowy w schłodzonym 1X PBS, a następnie umieścić na lodzie w tubie
Eppendorf 1,7 ml probówka EppendorfRóżne
szkiełka podstawowe, szkło nakrywkoweFisher Scientific
Vectashield Media montażowe lub inne media montażoweVector Laboratories
Halocarbon 200 lub 700 OilPolysciences Inc. lub Halocarbon.comHalocarbon 200 służy do mocowania larw w celu wizualizacji na stereoskopie fluorescencyjnym
Lakier do paznokci Sally Hansen "Hard as Nails"Można go znaleźć w każdym sklepiePotrzebne do uszczelnienia krawędzi szkiełka nakrywkowego
Stereomikroskop fluorescencyjny Leica MZ16.5 lub dowolny inny stereomikroskop fluorescencyjnyLeica i innePotrzebne do obserwacji fluorescencji GFP u larw
Kleszcze Dumont #5Fine Science Tools
Pyrex 9-dołkowa płytka punktowa lub dowolna inna miska preparcyjnaPędzel Sigma Aldrich
Można znaleźć w każdym sklepie
Tabela 1. Materiały potrzebne do wykonania protokołu eksperymentalnego przedstawionego w tym artykule.
z z towarami ogólnymi z towarami ogólnymi

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bale, A. E. Hedgehog signaling and human disease. Annu Rev Genomics Hum Genet. 3, 47-65 (2002).
  2. Bier, E., Bodmer, R. Drosophila, an emerging model for cardiac disease. Gene. 342, 1-11 (2004).
  3. Coombs, G. S., Covey, T. M., Virshup, D. M. Wnt signaling in development, disease and translational medicine. Curr Drug Targets. 9, 513-531 (2008).
  4. Gistelinck, M., Lambert, J. C., Callaerts, P., Dermaut, B., Dourlen, P. Drosophila models of tauopathies: what have we learned. Int J Alzheimers Dis. 2012, 970980(2012).
  5. Marsh, J. L., Thompson, L. M. Drosophila in the study of neurodegenerative disease. Neuron. 52, 169-178 (2006).
  6. Reiter, L. T., Bier, E. Using Drosophila melanogaster to uncover human disease gene function and potential drug target proteins. Expert Opin Ther Targets. 6, 387-399 (2002).
  7. Valenta, T., Hausmann, G., Basler, K. The many faces and functions of beta-catenin. EMBO J. 31, 2714-2736 (2012).
  8. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).
  9. Pagliarini, R. A., Xu, T. A genetic screen in Drosophila for metastatic behavior. Science. 302, 1227-1231 (2003).
  10. Wu, J. S., Luo, L. A protocol for mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) in Drosophila. Nat Protoc. 1, 2583-2589 (2006).
  11. Boccaccio, C., Comoglio, P. M. Invasive growth: a MET-driven genetic programme for cancer and stem cells. Nat Rev Cancer. 6, 637-645 (2006).
  12. Srivastava, A., Pastor-Pareja, J. C., Igaki, T., Pagliarini, R., Xu, T. Basement membrane remodeling is essential for Drosophila disc eversion and tumor invasion. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 2721-2726 (2007).
  13. Wang, W., Eddy, R., Condeelis, J. The cofilin pathway in breast cancer invasion and metastasis. Nat Rev Cancer. 7, 429-440 (2007).
  14. Brand, A. GFP as a cell and developmental marker in the Drosophila nervous system. Methods Cell Biol. 58, 165-181 (1999).
  15. Brand, A. H., Dormand, E. L. The GAL4 system as a tool for unravelling the mysteries of the Drosophila nervous system. Curr Opin Neurobiol. 5, 572-578 (1995).
  16. Vidal, M., Cagan, R. L. Drosophila models for cancer research. Curr Opin Genet Dev. 16, 10-16 (2006).
  17. Parks, A. L., et al. Systematic generation of high-resolution deletion coverage of the Drosophila melanogaster genome. Nat Genet. 36, 288-292 (2004).
  18. Blair, S. S. Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development. Development. 130, 5065-5072 (2003).
  19. Xu, T., Rubin, G. M. Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues. Development. 117, 1223-1237 (1993).
  20. Xu, T., Wang, W., Zhang, S., Stewart, R. A., Yu, W. Identifying tumor suppressors in genetic mosaics: the Drosophila lats gene encodes a putative protein kinase. Development. 121, 1053-1063 (1995).
  21. Rebay, I., et al. A genetic screen for novel components of the Ras/Mitogen-activated protein kinase signaling pathway that interact with the yan gene of Drosophila identifies split ends, a new RNA recognition motif-containing protein. Genetics. 154, 695-712 (2000).
  22. Therrien, M., Morrison, D. K., Wong, A. M., Rubin, G. M. A genetic screen for modifiers of a kinase suppressor of Ras-dependent rough eye phenotype in Drosophila. Genetics. 156, 1231-1242 (2000).
  23. Albini, A., et al. A rapid in vitro assay for quantitating the invasive potential of tumor cells. Cancer Res. 47, 3239-3245 (1987).
  24. Zicha, D., Dunn, G. A., Brown, A. F. A new direct-viewing chemotaxis chamber. J Cell Sci. 99 (Pt 4), 769-775 (1991).
  25. Fidler, I. J. New developments in in vivo models of neoplasia. Cancer Metastasis Rev. 10, 191-192 (1991).
  26. Mueller, B. M., Romerdahl, C. A., Trent, J. M., Reisfeld, R. A. Suppression of spontaneous melanoma metastasis in scid mice with an antibody to the epidermal growth factor receptor. Cancer Res. 51, 2193-2198 (1991).
  27. Konantz, M., et al. Zebrafish xenografts as a tool for in vivo studies on human cancer. Ann N Y Acad Sci. 1266, 124-137 (2012).
  28. McIntyre, R. E., vander Weyden, L., Adams, D. J. Cancer gene discovery in the mouse. Curr Opin Genet Dev. 22, 14-20 (2012).
  29. Mattison, J., vander Weyden, L., Hubbard, T., Adams, D. J. Cancer gene discovery in mouse and man. Biochim Biophys Acta. 1796, 140-161 (2009).
  30. Miles, W. O., Dyson, N. J., Walker, J. A. Modeling tumor invasion and metastasis in Drosophila. Dis Model Mech. 4, 753-761 (2011).
  31. Stefanatos, R. K., Vidal, M. Tumor invasion and metastasis in Drosophila: a bold past, a bright future. J Genet Genomics. 38, 431-438 (2011).
  32. Beaucher, M., et al. Drosophila brain tumor metastases express both neuronal and glial cell type markers. Dev Biol. 301, 287-297 (2007).
  33. Beaucher, M., Hersperger, E., Page-McCaw, A., Shearn, A. Metastatic ability of Drosophila tumors depends on MMP activity. Dev Biol. 303, 625-634 (2007).
  34. Joyce, J. A., Pollard, J. W. Microenvironmental regulation of metastasis. Nat Rev Cancer. 9, 239-252 (2009).
  35. Igaki, T., Pagliarini, R. A., Xu, T. Loss of cell polarity drives tumor growth and invasion through JNK activation in Drosophila. Curr Biol. 16, 1139-1146 (2006).
  36. Uhlirova, M., Jasper, H., Bohmann, D. Non-cell-autonomous induction of tissue overgrowth by JNK/Ras cooperation in a Drosophila tumor model. Proc Natl Acad Sci U S A. 102, 13123-13128 (2005).
  37. Uhlirova, M., Bohmann, D. JNK- and Fos-regulated Mmp1 expression cooperates with Ras to induce invasive tumors in Drosophila. EMBO J. 25, 5294-5304 (2006).
  38. Menut, L., et al. A mosaic genetic screen for Drosophila neoplastic tumor suppressor genes based on defective pupation. Genetics. 177, 1667-1677 (2007).
  39. Wu, M., Pastor-Pareja, J. C., Xu, T. Interaction between Ras(V12) and scribbled clones induces tumour growth and invasion. Nature. 463, 545-548 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Guzy Drosophilaindukcja guz wsystem MARCMmikroskopia fluorescencyjnasekcja kompleksu g owowegoobrazowanie larwznakowanie GFPwizualizacja guz wkrzy wki genetycznelarwy trzeciego stadium

Powiązane artykuły