Artykuł metodologiczny

Przecięcie nerwu piszczelowego - standaryzowany model atrofii mięśni szkieletowych wywołanej denerwacją u myszy

DOI:

10.3791/50657

⸱

3 listopada 2013

 , 
1Keenan Research Centre of the LiKaShing Knowledge Institute, St Michaels Hospital, 2Department of Surgery, McMaster University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model przecięcia nerwu piszczelowego jest dobrze tolerowanym, sprawdzonym i powtarzalnym modelem zaniku mięśni szkieletowych. Modelowy protokół chirurgiczny został opisany i zademonstrowany na myszach C57Black6.  

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model przecięcia nerwu piszczelowego jest dobrze tolerowanym, sprawdzonym i powtarzalnym modelem atrofii mięśni szkieletowych wywołanej odnerwieniem u gryzoni. Chociaż pierwotnie opracowany i szeroko stosowany u szczurów ze względu na jego większy rozmiar, nerw piszczelowy u myszy jest na tyle duży, że można nim łatwo manipulować za pomocą zgniecenia lub przecięcia, pozostawiając nienaruszone gałęzie nerwu strzałkowego i łydkowego nerwu kulszowego, a tym samym zachowując ich docelowe mięśnie. W związku z tym model ten oferuje zalety wywoływania mniejszej zachorowalności i utrudnień w poruszaniu się niż model przecięcia nerwu kulszowego, a także pozwala badaczom badać fizjologiczne, komórkowe i molekularne mechanizmy biologiczne regulujące proces zaniku mięśni u genetycznie modyfikowanych myszy. Nerw piszczelowy zaopatruje mięśnie brzuchaty łydki, płaszczkowaty i podeszwowy, więc jego przecięcie pozwala na badanie odnerwionych mięśni szkieletowych złożonych z włókien szybkokurczliwych typu II i/lub wolnokurczliwych typu I. Tutaj demonstrujemy model przecięcia nerwu piszczelowego w myszy C57Black6. Oceniamy zanik mięśnia brzuchatego łydki, jako mięśnia reprezentatywnego, po 1, 2 i 4 tygodniach od denerwacji, mierząc masę mięśni i pole przekroju poprzecznego specyficzne dla rodzaju włókien na odcinkach histologicznych zatopionych w parafinie barwionych immunologicznie pod kątem miozyny szybkokurczliwej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Odnerwienie mięśni szkieletowych, spowodowane urazowym uszkodzeniem nerwów obwodowych, chorobą lub interwencją farmakologiczną, powoduje natychmiastową utratę funkcji skurczu mięśni. Mięśnie jednocześnie zaczynają zanikać, a atrofia ta jest odwracalna, jeśli w porę nastąpi dobrej jakości unerwienie1,2. W przypadku braku reinerwacji postępuje zanik włókien mięśniowych, a wraz ze zwłóknieniem mięśni i śmiercią włókien dochodzi do nieodwracalnych zmian biologicznych w mięśniach. Tutaj pokazujemy model przecięcia nerwu piszczelowego, model atrofii i zwłóknienia mięśni szkieletowych wywołanych odnerwieniem u myszy. Model ten umożliwia naukowcom badanie fizjologicznych, komórkowych i molekularnych mechanizmów biologicznych, które leżą u podstaw zaniku mięśni in vivo w mięśniach brzuchatych łydki i płaszczkowatych. Chociaż historycznie stosowany głównie u szczurów, nowsze zastosowanie tego modelu do nokautujących i transgenicznych linii myszy, pozwala badaczom ocenić rolę ich konkretnego białka (białek) zainteresowania w indukcji, rozwoju i utrzymaniu lub alternatywnie w ustąpieniu atrofii mięśni i zwłóknienia in vivo.

Nerw piszczelowy jest mieszanym motoryczno-czuciowym nerwem obwodowym w tylnej kończynie gryzonia i jest jednym z trzech końcowych odgałęzień nerwu kulszowego. Przecięcie nerwu piszczelowego odnerwia mięśnie brzuchatego łydki, płaszczkowatego i podeszwowego (oraz trzy małe głębokie mięśnie zginacze stopy, w tym piszczel tylny, zginacz palca długi i zginacz palcowy długi) i jest dobrze ustandaryzowanym i zwalidowanym modelem u szczurów3,4. Mięśnie brzuchaty łydki i płaszczkowaty mogą być łatwo wypreparowane w szeregowych punktach czasowych po przecięciu nerwu piszczelowego, utrwalone i przetworzone w celu oceny histologii mięśni i morfometrii włókien mięśniowych lub błyskawicznie zamrożone w celu ekstrakcji RNA i białka mięśniowego w celu zbadania, na przykład, komórkowych sieci sygnalizacyjnych regulujących zanik mięśni. Mięsień brzuchaty łydki jest mięśniem o mieszanym typie włókien (typ I i typ II, chociaż przeważa typ II), a mięsień płaszczkowaty składa się z dużej części włókien typu I, zapewniając w ten sposób zarówno mięsień szybkokurczliwy, jak i wolnokurczliwy do oceny5,6. Model przecięcia nerwu piszczelowego nadaje się do badania procesu zaniku mięśni wywołanego odnerwieniem zarówno w perspektywie krótkoterminowej (dni)7, jak i długoterminowej (tygodnie do miesięcy)4,8.

W przeciwieństwie do modelu przecięcia nerwu kulszowego (drugi model zaniku mięśni wywołanego odnerwieniem, powszechnie stosowany u gryzoni), przecięcie nerwu piszczelowego wywołuje mniejszą zachorowalność u zwierzęcia, co czyni go bardziej atrakcyjnym modelem. Przecięcie nerwu kulszowego powoduje odnerwienie wszystkich mięśni nogi (poniżej kolana) i stopy, upośledzając zdolność zwierzęcia do poruszania się2, podczas gdy przecięcie nerwu piszczelowego pozostawia nienaruszone gałęzie nerwu strzałkowego i łydkowego nerwu kulszowego, zachowując w ten sposób ich docelowe mięśnie i obszary czuciowe. Mysz nie jest w stanie zgiąć podeszwy ani odwrócić stopy, ale jest w stanie łatwo się poruszać, a ciężar spoczywa równomiernie na obu tylnych kończynach, co znacznie zmniejsza chorobowość modelu. Badania analizy chodu oceniające wzorce chodu przeprowadzono u szczurów po urazach nerwu piszczelowego i kulszowego i wykazały, że odcisk stopy i obciążenie są lepiej zachowane w przypadku urazu piszczelowego9,10. Ponadto, w modelu transsekcji nerwu piszczelowego, nerw strzałkowy może zostać zmobilizowany w późniejszym czasie i przekazany jako źródło opóźnionego unerwienia, jeśli projekt badania wymaga3. Natomiast opóźnione unerwienie w modelu przecięcia nerwu kulszowego wymaga zastosowania przeszczepu nerwu do deficytu nerwu kulszowego, co bardzo znacznie zwiększa trudność techniczną modelu i ogranicza jego zastosowanie do wykwalifikowanych chirurgów.

Podczas gdy model przecięcia nerwu piszczelowego wymaga od operatora zaznajomienia się z sterylną techniką operacyjną w chirurgii zwierząt, zarówno nerw piszczelowy, jak i mięśnie łydek, które unerwia, są łatwo dostępne i możliwe do zidentyfikowania do manipulacji, dzięki czemu osoby, które nie są chirurgami, lub mają duże doświadczenie w chirurgii zwierząt, mogą łatwo opanować ten model.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przed użyciem tego modelu, badacze musieli otrzymać zgodę na protokół chirurgiczny od organu zarządzającego użytkowaniem zwierząt w ich instytucji. Model został zatwierdzony przez Radę ds. Etyki Badań, Hamilton Health Sciences Corporation, McMaster University (AUP # 10-04-24) i jest przeprowadzany w ścisłej zgodności z zaleceniami Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami.

1. Przygotowanie myszy

  1. Zważ mysz. Wywołaj znieczulenie 5% izofluranem lub 2% halotanem. Zastosowany obwód powinien zapewniać odpowiednie oczyszczanie środka znieczulającego, aby chronić chirurga. Po 2-3 minutach oddech zwierzęcia zwolni. Upewnij się, że odruch mrugania jest nieobecny i ściśnij przestrzenie międzypalcowe w łapie, aby potwierdzić znieczulenie chirurgiczne (tj. brak reakcji myszy). Nałóż lubrykant okulistyczny na oko, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas operacji.
  2. Ogolić boczną część uda i pośladek od wcięcia kulszowego do kolana i zdezynfekować prowizyną. Golenie sprawi, że miejsce nacięcia pozostanie wolne od włosów, aby zapewnić odpowiednią wizualizację pola operacyjnego i zminimalizować zakłócenia związane z rozwarstwieniem i przecięciem nerwu. Wcięcie kulszowe, które jest górne i tylne w stosunku do kości udowej, można zidentyfikować za pomocą badania palpacyjnego.

2. Procedura operacyjna

  1. Zmniejsz wziewny izofluran do 2% (halotan 1%) i umieść mysz na boku (strona przeznaczona do zabiegu skierowanego do góry), pod mikroskopem operacyjnym lub preparacyjnym. Alternatywnie operację można wykonać za pomocą lup chirurgicznych, ponieważ 3,5-krotne powiększenie jest zadowalające dla dorosłej myszy (20-25 g).
  2. Załóż sterylne rękawiczki. Zidentyfikuj wcięcie kulszowe za pomocą badania palpacyjnego. Za pomocą skalpela naciąć skórę bocznej części uda od wcięcia kulszowego do kolana (około 1 cm).
  3. Delikatnie rozprowadź skórę. Zidentyfikuj mięsień dwugłowy uda, który jest płaskim mięśniem powierzchownym bocznego uda bezpośrednio pod skórą. Za pomocą cienkich nożyczek rozłup mięsień dwugłowy uda wzdłuż włókien mięśniowych i przytrzymaj otwarty za pomocą retraktora sprężynowego, aby odsłonić nerw kulszowy i jego gałęzie.
  4. Zidentyfikuj nerw kulszowy bezpośrednio głęboko w mięśniu dwugłowym uda. Można go rozpoznać po charakterystycznym błyszczącym białym kolorze i średnicy około 0,8 mm. Biegnie od wcięcia kulszowego do kolana, rozgałęziając się do nerwu piszczelowego, strzałkowego i łydkowego na poziomie dołu podkolanowego.
  5. Delikatnie oddziel kość piszczelową od nerwu strzałkowego i łydkowego za pomocą ultracienkich kleszczy i sprężynowych nożyczek do mikropreparacji. Nerw piszczelowy jest największą gałęzią i zwykle znajduje się centralnie. Ważne jest, aby nie zmiażdżyć nerwu podczas oddzielania gałęzi. Trzymanie nerwu tylko na zewnętrznej warstwie przybyszowej za pomocą ultracienkich kleszczy i utrzymywanie luźnego nerwu (nie nauczonego) pozwoli uniknąć zmiażdżenia nerwu i uszkodzenia trakcji.
  6. Aby uzyskać całkowite i trwałe odnerwienie, przeciąć nerw piszczelowy nożyczkami do mikrodystalnego wypreparowania tak dystalnie, jak to możliwe, ostrożnie omijając naczynia podkolanowe. Alternatywnie, w przypadku tymczasowego odnerwienia z oczekiwanym całkowitym unerwieniem w ciągu 2-4 tygodni, nerw piszczelowy można po prostu zmiażdżyć ultracienkimi kleszczami przez 15 sekund zamiast transektować. (Nerwy obwodowe odrastają po urazie i unerwiają mięsień docelowy).
  7. Jeśli wymagane jest całkowite odnerwienie, zszyj koniec przeciętego nerwu piszczelowego do przedniej powierzchni mięśnia dwugłowego uda nylonem 10-0 i ponownie aproksymuj mięsień dwugłowy uda za pomocą 5-0 Vicryl, aby zapobiec nieprawidłowemu unerwieniu mięśni brzuchatego łydki i płaszczkowatego.
  8. Zamknij skórę za pomocą biegnącego szwu 5-0 Vicryl.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Wyłącz wziewny środek znieczulający, ale utrzymuj przepływ tlenu. Buprinorfinę (lub substytut) środek przeciwbólowy należy podawać podskórnie.
  2. Przenieś mysz do czystej klatki bez ściółki podczas budzenia się ze znieczulenia. Trzymaj na kocu rozgrzewającym w klatce i pod bezpośrednią obserwacją do czasu rozpoczęcia ruchu.
  3. Przenieś i umieść w klatce z miękkim dnem (nie drutu) z dużą ilością miękkiej ściółki.
  4. Codziennie sprawdzaj kończynę operacyjną pod kątem stanu rany operacyjnej i stopy pod kątem rozwoju odleżyn pięty lub śladów żucia. Drobne problemy można opanować za pomocą miejscowych antybiotyków lub środków antyseptycznych, takich jak prowizyna. Wskaźnikami końcowymi wymagającymi eutanazji zwierząt są utrata masy ciała, dowody złej samoopieki (potargane futro) i zgarbiona postawa. Ponadto należy złożyć w ofierze zwierzęta z poważnymi przerwanymi ranami lub wrzodami, które nie goją się w ciągu 1-2 tygodni po zastosowaniu miejscowych antybiotyków lub wydają się odczuwać ból.

4. Odnerwione żniwo mięśni brzuchatych łydki i płaszczkowatego

  1. W pożądanym momencie pooperacyjnym zważyć mysz i poświęcić się przedawkowaniu CO2.
  2. Ogolić przyśrodkową stronę zarówno nóg kontrolnych, jak i przeciwległych i oczyścić alkoholem. Umieść mysz pod mikroskopem operacyjnym lub preparacyjnym lub alternatywnie użyj lup chirurgicznych do powiększenia.
  3. Na kończynie operacyjnej naciąć skalpelem przyśrodkową skórę łydki od kostki do kolana i obwodowo wokół kostki. Delikatnie ściągnij skórę kleszczami z mięśnia i proksymalnie w kierunku uda. To odsłania wszystkie mięśnie nogi. Zidentyfikuj mięsień brzuchaty łydki, który jest mięśniem łydki, który biegnie od kolana do kostki po tylnej stronie nogi i leży bezpośrednio pod skórą. Zidentyfikuj dystalny przyczep mięśnia dwugłowego uda, proksymalnie do mięśnia brzuchatego łydki po przyśrodkowej stronie kolana. W dystalnym przyczepie mięsień dwugłowy uda wydaje się cienki i pokryty najbardziej proksymalną częścią mięśnia brzuchatego łydki. Za pomocą nożyczek i wycięcia końca delikatnie oddziel dystalny przyczep mięśnia dwugłowego uda od mięśnia brzuchatego łydki.
  4. Przy dystalnym przyczepie do kości piętowej mięsień brzuchaty łydki zwęża się w ścięgno Achillesa. Zidentyfikuj ścięgno Achillesa, które wydaje się białe i żylaste. Przytrzymaj ścięgno Achillesa kleszczami, uważając, aby nie trzymać ani nie zmiażdżyć mięśnia brzuchatego łydki i oddzielić ścięgno Achillesa od przyczepu kości piętowej za pomocą nożyczek.
  5. Nadal trzymając ścięgno, delikatnie unieś mięsień brzuchaty łydki (bladoczerwony) z głębokiego płaszczkowatego (głębszy czerwony), od dystalnego przyczepu w kierunku jego początku w kolanie (płaszczkowaty może być pobrany osobno).
  6. Wytnij brzuchaty łydki z nogi, dzieląc pochodzenie mięśnia brzuchatego łydki od przyśrodkowych i bocznych kości udowej za pomocą nożyczek. Bardzo delikatna trakcja na mięśniu ułatwia ten proces. Uważaj, aby nie zmiażdżyć mięśnia.
  7. Płaszczkowaty będzie teraz wyraźnie widoczny, bezpośrednio pod miejscem mięśnia brzuchatego łydki. Podnieś płaszczkowaty od jego przyczepu do ścięgna Achillesa do jego początku na tylnej łydce. Jeśli płaszczkowaty zostanie przypadkowo podniesiony wraz z mięśniem brzuchatym łydki, delikatnie oddziel go od pobranego okazu. Mięsień brzuchaty łydki (jasnoczerwony) i płaszczkowaty (ciemnoczerwony) pozostają łatwe do zidentyfikowania w zebranym okazie ze względu na różnice w kolorze.
  8. Zważ mięśnie osobno na precyzyjnej wadze.
  9. Podziel mięśnie pionowo, połowę do natychmiastowego zamrażania w ciekłym azocie (w celu późniejszej ekstrakcji białka i/lub RNA), a połowę do histologii (tj. oceny morfometrycznej, immunohistologii) utrwalając w 10% formalinie lub zamrożonym utrwaleniu w izopentanie schłodzonym ciekłym azotem, zgodnie z życzeniem.
  10. Powtórz od kroku 4.3 powyżej po stronie kontrolnej, nieobsługiwanej, aby kontrolować mięsień brzuchaty łydki i płaszczkowaty.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przecięcie nerwu piszczelowego powoduje denerwację mięśni brzuchatego łydki, płaszczkowatego i plantarnego. W niniejszej pracy oceniamy rozwój zaniku w mięśniu brzuchatym łydki jako mięśniu reprezentatywnym. Mięsień brzuchaty łydki pobrano od myszy C57Black 6 w wieku 2–3 miesięcy (Jackson Laboratories), u których denerwacja trwała 1, 2 lub 4 tygodnie. Masa mięśni stopniowo maleje (Rycina 1), podobnie jak pole przekroju poprzecznego szybkokurczliwych włókien mięśniowych typu II (Rycina 2)...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model przecięcia nerwu piszczelowego zaniku mięśni szkieletowych wywołanego odnerwieniem jest powszechnie stosowanym i dobrze zweryfikowanym modelem u szczurów. Dostosowaliśmy ten model do stosowania u myszy, co pozwala badaczowi wykorzystać istnienie genetycznie modyfikowanych myszy i zbadać proces zaniku mięśni in vivo przy braku białek kluczowych dla regulacji masy mięśniowej7,8. Mięśnie brzuchaty łydki i płaszczkowaty, oba odnerwione w tym modelu, można łatwo i szybko wypreparować przy minimalnej ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie zgłasza się konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty z CIHR Neuromuscular Research Partnership (JNM – 90959; do J.A.E.B.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Odczynniki i materiały
10-0 Nici nylonoweEthicon2850G
5-0 VicrylEthiconJ553G
Equipment
Spring nożyczki do mikropreparacjiDrobne narzędzia chirurgiczne15021-15
Ultracienkie kleszczeFine Surgical Narzędzia11370-40
Nieblokujący uchwyt na mikroigłę (sterownik)Drobne narzędzia chirurgiczne12076-12
Zwijacz sprężynowyDrobne narzędzia chirurgiczne17000-02

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fu, S. Y., Gordon, T. Contributing factors to poor functional recovery after delayed nerve repair: prolonged denervation. J. Neurosci. 15, 3886-3895 (1995).
  2. Kobayashi, J., Mackinnon, S. E., Watanabe, O., Ball, D. J., Gu, X. M., Hunter, D. A., Kuzon, W. M. The effect of duration of muscle denervation on functional recovery in the rat model. Muscle Nerve. 20, 858-866 (1997).
  3. Bain, J. R., Veltri, K. L., Chamberlain, D., Fahnestock, M. Improved functional recovery of denervated skeletal muscle after temporary sensory nerve innervation. Neuroscience. , 103-503 (2001).
  4. Batt, J., Bain, J., Goncalves, J., Michalski, B., Plant, P., Fahnestock, M., Woodgett, J. Differential gene expression profiling of short and long term denervated muscle. FASEB J. 20, 115-117 (2006).
  5. Sher, J., Cardasis, C. Skeletal muscle fiber types in the adult mouse. Acta Neurol. Scand. 54, 45-56 (1976).
  6. Agbulut, O., Noirez, P., Beaumont, F., Butler-Browne, G. Myosin heavy chain isoforms in postnatal muscle development of mice. Biol. Cell. 95, 399-406 (2003).
  7. Nagpal, P., Plant, P. J., Correa, J., Bain, A., Takeda, M., Kawabe, H., Rotin, D., Bain, J. R., Batt, J. A. The ubiquitin ligase nedd4-1 participates in denervation-induced skeletal muscle atrophy in mice. PLoS ONE. 7, e46427(2012).
  8. Plant, P. J., Bain, J. R., Correa, J. E., Woo, M., Batt, J. Absence of caspase-3 protects against denervation-induced skeletal muscle atrophy. J. Appl. Physiol. 107, 224-234 (2009).
  9. Varejao, A. S., Meek, M. F., Ferreira, A. J., Patricio, J. A., Cabrita, A. M. Functional evaluation of peripheral nerve regeneration in the rat: walking track analysis. J. Neurosci. Methods. 108, 1-9 (2001).
  10. Willand, M. P., Holmes, M., Bain, J., Fahnestock, M., de Bruin, H. Electrical muscle stimulation after immediate nerve repair reduces muscle atrophy without affecting reinnervation. Muscle Nerve. 48, 219-225 (2013).
  11. Sterne, G. D., Coulton, G. R., Brown, R. A., Green, C. J., Terenghi, G. Neurotrophin-3-enhanced nerve regeneration selectively improves recovery of muscle fibers expressing myosin heavy chains 2b. J. Cell Biol. 139, 709-715 (1997).
  12. Plant, P. J., North, M. L., Ward, A., Ward, M., Khanna, N., Correa, J., Scott, J. A., Batt, J. Hypertrophic airway smooth muscle mass correlates with increased airway responsiveness in a murine model of asthma. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 46, 532-540 (2012).
  13. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plast. Reconstr. Surg. 83, 129-138 (1989).
  14. Hare, G. M., Evans, P. J., Mackinnon, S. E., Best, T. J., Midha, R., Szalai, J. P., Hunter, D. A. Walking track analysis: utilization of individual footprint parameters. Ann. Plast. Surg. 30, 147-153 (1993).
  15. McLean, J., Batt, J., Doering, L. C., Rotin, D., Bain, J. R. Enhanced rate of nerve regeneration and directional errors after sciatic nerve injury in receptor protein tyrosine phosphatase sigma knock-out mice. J. Neurosci. 22, 5481-5491 (2002).
  16. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. J. Vis. Exp. (54), e3092(2011).
  17. Rogoz, K., Lagerstrom, M. C., Dufour, S., Kullander, K. VGLUT2-dependent glutamatergic transmission in primary afferents is required for intact nociception in both acute and persistent pain modalities. Pain. 153, 1525-1536 (2012).
  18. Thornell, L. E. Sarcopenic obesity: satellite cells in the aging muscle. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 14, 22-27 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model denerwacjimi sie brzuchaty ydki myszypomiar masy mi niapowierzchnia przekroju poprzecznego w kienanaliza przekroj w histologicznychbarwienie miozyny szybkokurczliwejizolacja nerwu kulszowegomonitorowanie pooperacyjne

Powiązane artykuły