Artykuł metodologiczny

Dithranol jako matryca do obrazowania desorpcji/jonizacji laserowej wspomaganej matrycą na spektrometrze mas z cyklotronem z transformacją Fouriera

DOI:

10.3791/50733

⸱

26 listopada 2013

 ,  , 
1University of Victoria-Genome BC Proteomics Centre, University of Victoria, 2Department of Biochemistry and Microbiology, University of Victoria

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dithranol (DT; 1,8-dihydroxy-9,10-dihydroanthracen-9-on) został wcześniej zgłoszony jako matryca MALDI do obrazowania tkanek małych cząsteczek; protokoły użycia DT do obrazowania MALDI endogennych lipidów na powierzchni skrawków tkanek za pomocą dodatniego jonu MALDI-MS na ultrawysokiej rozdzielczości instrument kwadrupol-FTICR są dostępne tutaj.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazowanie spektrometrii mas (MSI) określa przestrzenną lokalizację i wzorce dystrybucji związków na powierzchni wycinka tkanki, głównie za pomocą technik analitycznych opartych na MALDI (matryca wspomagana desorpcją/jonizacją laserową). Potrzebne są nowe matryce dla małocząsteczkowych MSI, które mogą usprawnić analizę związków o niskiej masie cząsteczkowej (MW). Matryce te powinny zapewniać zwiększone sygnały analitowe przy jednoczesnym zmniejszaniu sygnałów tła MALDI. Ponadto zastosowanie instrumentów o ultrawysokiej rozdzielczości, takich jak spektrometry mas rezonansu cyklotronowego z transformacją jonową Fouriera (FTICR), ma zdolność oddzielania sygnałów analitowych od sygnałów matrycowych, a to może częściowo przezwyciężyć wiele problemów związanych z tłem pochodzącym z matrycy MALDI. Zmniejszenie intensywności klastrów matryc metastabilnych przez FTICR MS może również pomóc w przezwyciężeniu niektórych zakłóceń związanych z pikami matrycy w innych instrumentach. Przyrządy o wysokiej rozdzielczości, takie jak spektrometry mas FTICR, są korzystne, ponieważ mogą wytwarzać wzorce rozkładu wielu związków jednocześnie, zapewniając jednocześnie pewność identyfikacji chemicznej. Dithranol (DT; 1,8-dihydroksy-9,10-dihydroantracen-9-on) był wcześniej opisywany jako matryca MALDI do obrazowania tkanek. W niniejszej pracy przedstawiono protokół użycia DT do obrazowania MALDI endogennych lipidów z powierzchni skrawków tkanek ssaków, za pomocą dodatnio jonowego MALDI-MS, na hybrydowym kwadrupolowym instrumencie FTICR o ultrawysokiej rozdzielczości.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazowanie spektrometrią mas (MSI) jest techniką analityczną służącą do określania przestrzennej lokalizacji i wzorców dystrybucji związków na powierzchni tkanki o przekroju1,2. Desorpcja/jonizacja laserowa wspomagana matrycą (MALDI) MSI do analizy peptydów i białek jest stosowana od ponad dekady i nastąpiła znaczna poprawa w metodach przygotowania próbek, czułości wykrywania, rozdzielczości przestrzennej, odtwarzalności i przetwarzania danych3,4. Łącząc informacje z histologicznie barwionych skrawków i eksperymentów MSI, patolodzy są w stanie skorelować rozkłady określonych związków o patofizjologicznie interesujących cechach5.

Wzorce dystrybucji małych molekuł, w tym leków egzogennych6,7 i ich metabolitów8-10, zostały również zbadane przez obrazowanie tkanek MALDI-MS11. Lipidy są prawdopodobnie najszerzej badaną klasą związków z obrazowaniem MALDI, zarówno w trybie MS12-17, jak i MS/MS18. Zastosowanie MALDI MSI do obrazowania małych cząsteczek zostało ograniczone przez kilka czynników: 1) Matryce MALDI same w sobie są małymi cząsteczkami (zwykle m/z <500), które generują obfite sygnały jonowe. Te obfite sygnały mogą hamować jonizację małocząsteczkowych analitów i zakłócać ich wykrywanie19,20. Bezrozpuszczalnikowa powłoka matrycowa21, sublimacja matrycy22 i wstępnie powlekana matryca MALDI MS23 zostały opracowane w celu poprawy MSI małych cząsteczek.

Nowe matryce, które mogą usprawnić analizę związków o niskiej mocy, cieszą się dużym zainteresowaniem w małocząsteczkowych MSI. Matryce te powinny dostarczać zwiększone sygnały analitowe przy zmniejszonych sygnałach matrycowych. W trybie jonów dodatnich kwas 2,5-dihydroksybenzoesowy (DHB) i kwas α-cyjano-4-hydroksycynamonowy (CHCA) to dwie powszechnie stosowane matryce MALDI MS dla MSI24. Idealna matryca tworzyłaby małe kryształy, aby zachować lokalizację przestrzenną analitów. DHB ma tendencję do tworzenia większych kryształów, dlatego zastosowanie matrycy za pomocą sublimacji zostało opracowane w celu częściowego przezwyciężenia tego problemu i umożliwiło użycie tej matrycy do czułego obrazowania fosfolipidów22,25. 9-aminoakrydyna była stosowana do MSI analitów protonowych w trybie jonów dodatnich26 oraz do nukleotydów i fosfolipidów w trybie jonów ujemnych26-29. Stwierdzono, że 2-merkaptobenzotiazol zapewnia skuteczne wykrywanie lipidów MALDI30 i jest używany do obrazowania gangliozydów mózgu myszy31. Ultrawysoka rozdzielczość spektrometrów mas spektrometru rezonansu cyklotronowego z transformacją jonową Fouriera (FTICR) może nieco złagodzić ten problem poprzez rozdzielenie sygnałów analitowych z sygnałów matrycowych32. Kolejną zaletą zastosowania FTICR-MS jest to, że intensywności metastabilnych klastrów matrycowych są zmniejszone33, co również zmniejsza te zakłócenia27.

Użycie ditranolu (DT; 1,8-dihydroksy-9,10-dihydroantracen-9-onu) jako matrycy MALDI do obrazowania tkanek zostało wcześniej zgłoszone34. W niniejszej pracy przedstawiono szczegółowy protokół stosowania DT do MSI endogennych lipidów na powierzchniach skrawków tkanki soczewki bydlęcej, w trybie jonów dodatnich.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Sekcja tkanek

  1. Po zebraniu próbek należy błyskawicznie zamrozić przy użyciu ciekłego azotu, wysłać je na suchym lodzie (jeśli wymagana jest wysyłka) i przechowywać w temperaturze -80 °C do momentu podziału tkanki. (Jeśli używane są próbki handlowe, należy upewnić się, że próbki są przygotowane w ten sposób.)
  2. Przytnij narządy do możliwego do opanowania rozmiaru, aby pasowały do celu MALDI. Odetnij wszelkie niechciane części narządu. W tym opisanym tutaj badaniu soczewki cieląt bydlęcych zostały pozbawione kapsułki przy użyciu wcześniej opisanej procedury35 przed sekcją tkanek.
  3. Wyjmij całe narządy z zamrażarki o temperaturze -80 °C i umieść je na etapie kriogenicznego cięcia tkanki. Aby zamocować soczewkę cielęcia bydlęcego, umieść jedną lub dwie krople wody na etapie cięcia tkanek kriostatu. Szybko umieść soczewkę w wodzie, zanim stwardnieje. Alternatywnie, związki o optymalnej temperaturze cięcia (OCT) mogą być również używane do mocowania tkanki na etapie cięcia. Jeżeli stosuje się związki OCT, należy zastosować minimalną ilość OCT i należy zadbać o to, aby przecięte skrawki tkanek nie były zanieczyszczone związkami OCT, które mogą zakłócać jonizację i wykrywanie analitów5,36,37.
  4. Pozwolić, aby temperatura wewnątrz kriostatu zrównoważyła się do -18 °C. Niższe lub cieplejsze temperatury mogą być stosowane odpowiednio dla tkanek miękkich lub twardszych. Następnie pokrój tkankę równikowo na plastry o grubości 20 μm. Do większości tkanek używaj plastrów o grubości 10-15 μm; Jednak ze względu na delikatną naturę tkanki soczewki bydlęcej użyto plastrów o grubości 20 μm. W przypadku bydlęcej tkanki soczewkowej należy odrzucić pierwsze skrawki tkanki i używać tylko plastrów, które znajdują się blisko lub na płaszczyźnie równikowej.
  5. Jeśli obrazowana jest tkanka soczewki oka, użyj 1,5 μl kwasu mrówkowego (czystość 98%, klasa LC-MS) do wstępnego zwilżenia powierzchni szkiełka podstawowego pokrytego tlenkiem indu cyny (ITO).
  6. Ostrożnie przenieś skrawki tkanki na powierzchnię mikroskopijnego szkiełka mikroskopijnego pokrytego ITO wewnątrz kriostatu. Przekrój tkanki szybko się rozmrozi i zostanie mocno przymocowany do powierzchni szkiełka. Zazwyczaj w ten sposób można zamontować wiele odcinków tkanek na tym samym szkiełku pokrytym ITO.
  7. Liofilizować szkiełko przez 15 minut przed aplikacją matrycy MALDI.
  8. W celu przeprowadzenia badania matrycowego należy rozpuścić poszczególne matryce w odpowiednich rozpuszczalnikach. Ręcznie nanieść 1 μl każdego roztworu matrycy na wycinek tkanki. Dodatkowo nanieś na tkankę wzorzec kalibracyjny małych cząsteczek w celu weryfikacji czułości MALDI.
  9. Dodaj trzy znaki dydaktyczne do szkiełka ze szkła powlekanego ITO, pisząc na nieprzewodzącej powierzchni szkiełka ze szkła powlekanego ITO za pomocą pisaka w płynie korekcyjnym. Wykonaj optyczne zdjęcie szkiełka tkankowego za pomocą skanera płaskiego i zapisz je w odpowiednim formacie, takim jak TIFF lub jpg.

2. Powłoka matrycy

2.1. Automatyczne powlekanie matrycy

  1. Roztwory matrycy, które zawierają acetonitryl lub mieszaninę acetonitrylu i wody jako rozpuszczalniki, należy automatycznie nanosić na powierzchnie skrawków tkanek za pomocą Bruker ImagePrep lub podobnego elektronicznego urządzenia do natryskiwania matrycy.
  2. Krawędzie przedniej powierzchni szkiełka z powłoką ITO należy pokryć taśmą, tak aby matryca nie pokrywała krawędzi szkiełka. Gwarantuje to, że znaczniki uczenia na przeciwległej powierzchni mogą być używane do wyrównania szkiełek tkankowych. Nie zakrywaj krawędzi szkiełka matrycą, ponieważ są one używane jako punkty kontaktowe w celu utrzymania przewodności elektrycznej szkiełka pokrytego ITO.
  3. Pokryj szkiełko szkiełkowe, używając dwudziestu cykli powlekania matrycy (2-sekundowe natryskiwanie, 30-sekundowa inkubacja i 60-sekundowy czas schnięcia dla każdego cyklu).

2.2. Ręczne powlekanie matrycy

  1. Jeśli wymagane są rozpuszczalniki organiczne (np. chloroform i octan etylu), które są niekompatybilne z materiałami produkcyjnymi elektronicznego rozpylacza matrycowego, należy użyć pneumatycznie wspomaganego rozpylacza aerografu do nałożenia matrycy. Dodaj przygotowany roztwór matrycy do zbiornika rozpuszczalnika pistoletu do aerografu i nałóż delikatny strumień azotu pod ciśnieniem, aby zalać spray.
  2. Krawędzie przedniej powierzchni szkiełek podstawowych z powłoką ITO należy pokryć taśmą, tak aby matryca nie pokrywała krawędzi szkiełka. Gwarantuje to, że znaczniki uczenia na przeciwległej powierzchni mogą być używane do wyrównania szkiełek tkankowych. Nie zakrywaj krawędzi szkiełka matrycą, ponieważ są one używane jako punkty kontaktowe w celu utrzymania przewodności elektrycznej szkiełka pokrytego ITO.
  3. Po zaobserwowaniu stabilnych i drobnych rozpyleń należy ręcznie spryskać matrycę, tak aby całkowicie pokryła wycinek tkanki. Zastosuj minimalną ilość roztworu matrycy wymaganą do ledwo zwilżonej powierzchni podczas każdego cyklu, aby zapobiec możliwemu delokacji analitu. Ogólnie rzecz biorąc, użyj około 10 cykli sprayu matrycowego, aby pokryć wycinek tkanki; Liczba cykli zależy od rodzaju tkanki i składu matrycy.

3. MALDI MS

  1. Przygotować roztwór wzorcowy masy, rozcieńczając roztwór wzorcowy "ES Tuning Mix" w stosunku 1:200 w stosunku 60:40 izopropanolu:wody (zawierającym 0,1% kwasu mrówkowego w końcowej mieszaninie).
  2. Wprowadzić 2 μl/min rozcieńczonego roztworu "ES Tuning Mix" do dwutrybowego źródła jonów jonizacji elektronatryskowej (ESI)/MALDI na spektrometrze mas FTICR, od strony ESI.
  3. Urządzenie FTICR pracuje w trybie ESI jonów dodatnich, z detekcją szerokopasmową i akwizycją danych o wielkości 1 024 kb/s. Typowe parametry ESI to napięcie elektrorozpylania kapilarnego, 3 900 V; napięcie osłony przeciwbryzgowej, 3 600 V; przepływ gazu nebulizatora (N2), 2 l/min; przepływ i temperatura suchego gazu (N2), 4 l/min i 200 °C; skimmer 1 napięcie, 15 V; czas lotu (TOF), 0,009 sek.; przepływ gazu zderzeniowego (Ar), 0,4 l/s; czas akumulacji jonów źródłowych, 0,1 sek.; i czas akumulacji jonów w ogniwie zderzeniowym, 0,2 sek. Dostosuj parametry operacyjne FTICR w celu maksymalizacji czułości analitycznej w zakresie mas od m/z 200 do 1 400, przy jednoczesnym zachowaniu dobrych sygnałów rozpadu swobodnej indukcji w dziedzinie czasu (FID). Zazwyczaj parametry pracy ICR to napięcie pomocnicze, 8 V; napięcie niezrównoważenia pomocnika, 8 V; wzmocnienie wzbudzenia 10; czas impulsu wzbudzenia, 0,01-0,015 sek.; napięcie przedniej płyty syfonu, 1,5 V; napięcie płyty pułapki wstecznej, 1,6 V i napięcie wejściowe analizatora, -4 V. Po określeniu zestawu parametrów pracy FTICR, należy pobrać widma masowe ESI i skalibrować przyrząd przy użyciu mas odniesienia związków wzorcowych w roztworze "ES Tuning Mix".
  4. Aby dostroić przyrząd do operacji MALDI, należy rozpuścić kilka 1 μl podwielokrotności zmieszanego roztworu wzorcowego terfenadyny i rezerpiny w roztworze matrycy o stężeniu 1 μM każdy i umieścić te roztwory bezpośrednio na jednym z odcinków tkanki (tj. wycinku tkanki testowej), który został zamontowany na szkiełku pokrytym ITO. Umieść szkiełko z powłoką ITO w adapterze do szkiełek tkankowych (tj. specjalnym celu MALDI) i załaduj adapter od strony MALDI do podwójnego źródła jonów ESI/MALDI. Zoptymalizuj odpowiednie parametry pracy MALDI dla mocy lasera i liczby strzałów laserowych dla akumulacji sygnału MALDI dla każdego skanu masowego itp. Typowe parametry pracy MALDI to: strzały laserowe, 50; i napięcie anodowe MALDI 300 V.
  5. Po dostrojeniu, kalibracji i optymalizacji instrumentu do eksperymentów MALDI-MSI, dopasuj fizyczną lokalizację zobrazowanego odcinka tkanki do zarejestrowanego obrazu optycznego w oprogramowaniu do obrazowania. Do tego wyrównania za pomocą metody triangulacji trzypunktowej należy użyć trzech znaczników "płynu korekcyjnego", które zostały wcześniej umieszczone po przeciwnej stronie powierzchni szkiełka pokrytego ITO (krok 1.9).
  6. Wykonaj jednoczesną operację ESI i MALDI tak, aby każde widmo masowe zawierało piki masy odniesienia roztworu "ES Tuning Mix" do wewnętrznej kalibracji masy po akwizycji. Spowoduje to najdokładniejszy pomiar masy podczas MALDI MS. Aby to zrobić, najpierw należy stłumić sygnał ESI, zmniejszając napięcie kapilarne, aż sygnały MALDI zdominują widma, podczas gdy sygnały kalibru ESI będą nadal wystarczająco wysokie, aby można było przeprowadzić wewnętrzną kalibrację masy.
  7. Następnie skonfiguruj zautomatyzowaną metodę rastrowania dla promieniowania laserowego. Zdefiniuj obszary tkanki, które mają być obrazowane, i ustaw odpowiedni rozmiar kroku rastra lasera. Należy zauważyć, że mniejsze rozmiary kroku rastrowego zapewniają obrazy tkanek o wyższej rozdzielczości, ale wymagają znacznie dłuższego czasu akwizycji widma masowego i większej przestrzeni do przechowywania danych. Liczba pikseli obrazu zależy od rozmiaru kroku rastra lasera do skonfigurowania i rozmiaru tkanki. W przypadku typowej soczewki bydlęcej, która ma rozmiar tkanki 1cm2, obraz tkanki składa się zwykle z ok. 5 000 pikseli, jeśli w instrumencie FTICR stosuje się raster laserowy o rozmiarze kroku 200 μm. Użyj analizy "losowego punktu", ponieważ zapobiega to stronniczości opartej na lokalizacji spowodowanej stopniowym tłumieniem sygnału podczas eksperymentu.

4. Analiza danych

  1. Skalibruj widma masowe MALDI za pomocą kalibracji wewnętrznej w celu wstępnego porównania i wyboru pików dla MS/MS. Deizotop i wybierz piki monoizotopowe zgodnie z wcześniejszym opisem, używając dostosowanego skryptu VBA38.
  2. Eksportuj wynikowe listy pików monoizotopowych i wprowadź zmierzone wartości m/z do bazy danych metabolomu METLIN39 i/lub HMDB40 w celu dopasowania masy do wpisów w bibliotece. Weź pod uwagę jony (M+H)+, (M+Na)+ i (M+K)+ podczas przeszukiwania bazy danych, z dopuszczalnym błędem masy ±1 ppm.
  3. Generuj obrazy MALDI dla wszystkich jednostek lipidowych wykrytych w całym przekroju tkanki za pomocą oprogramowania do analizy obrazu, z szerokością filtra masowego 1 ppm na wierzchołku szczytu.
  4. Po wygenerowaniu obrazów dla wszystkich wartości m/z, które pasują do wpisów w bazie danych, wygeneruj obrazy dla wszystkich innych pików, aby poszukać unikalnych wzorców rozkładu, które można później zbadać.

5. Potwierdzenie tożsamości zobrazowanych lipidów

  1. Potwierdź tożsamość lipidów o wysokiej obfitości, które mają charakterystyczne jony fragmentacyjne, które można wykryć za pomocą instrumentu FTICR (np. 184.073 dla fosfolipidów), za pomocą MALDI-MS/MS. Wykonaj MALDI-MS/MS za pomocą dysocjacji wywołanej kolizją (CID) bezpośrednio na tkance.
  2. W przypadku tych gatunków lipidów, których nie można bezpośrednio potwierdzić za pomocą MALDI-MS/MS, należy użyć systemu UPLC sprzężonego ze spektrometrem masowym q-TOF34.
    1. Ręcznie wypreparuj podwielokrotności zawierające ~10 mg tkanki z obszaru, w którym zlokalizowano interesujący nas gatunek. Umieścić te porcje tkanek w probówkach wirówkowych o pojemności 2 ml.
    2. Homogenizować każdą porcję tkanki w 250 μl wody, używając młynka mieszającego z dwiema metalowymi kulkami ze stali nierdzewnej o średnicy 5 mm.
    3. Dodać 1 ml roztworu chloroformu i metanolu (1:3, v/v) i przemieszać probówki. Następnie odwirować probówki za pomocą mikrowirówki o stężeniu 12 000 x g przez 10 minut.
    4. Zebrać supernatanty i wysuszyć je w obrotowym koncentratorze próżniowym.
    5. Rozpuścić pozostałości w 100 μl izopropanolu w proporcji 30:70 woda. Wstrzyknąć 10-μl podwielokrotności do kolumny UPLC w celu rozdzielenia za pomocą elucji gradientowej.
    6. Skorzystaj z warunków chromatograficznych dla on-line lipidów LC-MS/MS, które zostały opublikowane wcześniej34.
    7. Generować chromatogramy wyekstrahowanego prądu jonowego (XIC) przy użyciu teoretycznych wartości m/z, z oknem ±50 ppm wokół mas teoretycznych.
    8. Jeżeli dostępne są autentyczne związki dla tych lipidów, należy dopasować czasy retencji autentycznych związków do czasów odpowiadających im pików XIC z próbek tkanek. Jeśli związki są takie same, czasy retencji i widma MS/MS powinny się zgadzać.
  3. Jeśli autentyczny związek jest niedostępny, należy użyć wzorca fragmentacji wykrytego lipidu, aby dopasować standardowe widmo MS/MS z bazy danych metabolomów, takiej jak METLIN lub HMDB. Użyj interpretacji widma mas de novo, aby określić możliwą strukturę lipidu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Próbki tkanek, które są dzielone i rozmrażane na szkiełkach powlekanych ITO, powinny być nienaruszone, bez widocznych rozdarć. W przypadku wielu tkanek dopuszczalne jest bezpośrednie rozmrażanie tkanek na szkiełku podstawowym z powłoką ITO. W przypadku niektórych specyficznych tkanek, takich jak soczewka bydlęca, często obserwuje się rozległe rozdarcie tkanki, gdy stosuje się bezpośrednie rozmrażanie (ryc. 1a). Wstępne powlekanie szkiełka ITO etanolem lub kwasem mrówkowym (ryc. 1b) pomag...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Najważniejszymi czynnikami wpływającymi na powodzenie MALDI MSI są: 1) przygotowanie tkanki; 2) wybór matrycy; 3) aplikacja matrycowa; oraz 4) interpretacja i analiza danych. Gdy próbka i matryca są odpowiednio przygotowane, akwizycja danych MS jest zautomatyzowana. Analiza danych z tego typu eksperymentu jest dość pracochłonna.

Odpowiednie przygotowanie tkanek ma kluczowe znaczenie dla udanych eksperymentów MALDI MSI. Źródło pochodzenia tkanki i sposób obchodzenia się z nią mogą mieć duży wpł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie mamy nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować Genome Canada i Genome British Columbia za finansowanie platformy i wsparcie. Dziękujemy również dr Carol E. Parker za krytyczną recenzję manuskryptu i pomoc w jego redakcji. CHL dziękuje również British Columbia Proteomics Network za wsparcie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wątroba szczuraPel-Freez Biologicals56023-2
Soczewka cielęca bydlęcaPel-Freez Biologicals57114-2Próbkę należy zdekapsulować29 przed użyciem
Dithranol (DT)Sigma-Aldrich10608MALDI Matrix
α--Cyjano-4-hydroksy-cynamonowy kwas (CHCA)Sigma-Aldrich70990MALDI Matrix
Kwas 2,5-dihydroksybenzoesowy (DHB)Sigma-Aldrich85707MALDI Matrix
RezerpinaSigma-Aldrich83580
TerfenadynaSigma-AldrichT9652
Kwas mrówkowySigma-Aldrich14265
Mrówczan amonuSigma-Aldrich14266
Wodorotlenek amonuSigma-Aldrich
Kwas trifluorooctowy (TFA)Sigma-Aldrich302031
WodaSigma-Aldrich39253
MetanolSigma-Aldrich34860
AcetonitrylSigma-Aldrich34967
Octan etyluSigma-Aldrich34972
IzopropanolSigma-Aldrich34965
ChloroformSigma-Aldrich366927
AcetonSigma-Aldrich34850
EtanolAlkohole95%
ES Tuning MixAgilent TechnologiesG2431A Szkiełka powlekane
ITOHudson Surface TechnologyPSI1207000Upewnij się, że próbki są umieszczone po stronie przewodzącej prąd elektryczny
Wite-Out Shake-N-Squeeze KorektorPen BicWOSQP11
Aerograf OpryskiwaczIwataEclipse HP-CS
ImagePrepBruker249500-LS
Adapter MALDIBruker235380
320145 komercyjne

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chaurand, P., Stoeckli, M., Caprioli, R. M. Direct Profiling of Proteins in Biological Tissue Sections by MALDI Mass Spectrometry. Anal. Chem. 71, 5263-5270 (1999).
  2. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples. Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal. Chem. 69, 4751-4760 (1997).
  3. Amstalden van Hove, E. R., Smith, D. F., Heeren, R. M. A. A concise review of mass spectrometry imaging. J. Chromatogr. A. 1217, 3946-3954 (2010).
  4. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of Tissue Specimens by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging Mass Spectrometry in Biological and Clinical Research. Chem. Rev. Feb 11, (2013).
  5. Walch, A., Rauser, S., Deininger, S. -O., Höfler, H. MALDI imaging mass spectrometry for direct tissue analysis: a new frontier for molecular histology. Histochem. Cell Biol. 130, 421-434 (2008).
  6. Hsieh, Y., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry for direct measurement of clozapine in rat brain tissue. Rapid Commun. Mass Spectrom. 20, 965-972 (2006).
  7. Trim, P. J., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization-ion mobility separation-mass spectrometry imaging of vinblastine in whole body tissue sections. Anal. Chem. 80, 8628-8634 (2008).
  8. Khatib-Shahidi, S., Andersson, M., Herman, J. L., Gillespie, T. A., Caprioli, R. M. Direct molecular analysis of whole-body animal tissue sections by imaging MALDI mass spectrometry. Anal. Chem. 78, 6448-6456 (2006).
  9. Atkinson, S. J., Loadman, P. M., Sutton, C., Patterson, L. H., Clench, M. R. Examination of the distribution of the bioreductive drug AQ4N and its active metabolite AQ4 in solid tumours by imaging matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. 21, 1271-1276 (2007).
  10. Drexler, D. M., et al. Utility of imaging mass spectrometry (IMS) by matrix-assisted laser desorption ionization (MALDI) on an ion trap mass spectrometer in the analysis of drugs and metabolites in biological tissues. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 55, 279-288 (2007).
  11. Prideaux, B., Stoeckli, M. Mass spectrometry imaging for drug distribution studies. J. Proteomics. 75, 4999-5013 (2012).
  12. Sugiura, Y., Setou, M. Imaging Mass Spectrometry for Visualization of Drug and Endogenous Metabolite Distribution: Toward In Situ Pharmacometabolomes. J. Neuroimmune Pharmacol. 5, 31-43 (2009).
  13. Garrett, T. J., Yost, R. A. Analysis of intact tissue by intermediate-pressure MALDI on a linear ion trap mass spectrometer. Anal. Chem. 78, 2465-2469 (2006).
  14. Woods, A. S., Jackson, S. N. Brain tissue lipidomics: direct probing using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. AAPS J. 8, 391-395 (2006).
  15. Cha, S., Yeung, E. S. Colloidal graphite-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry and MSn of small molecules. 1. Imaging of cerebrosides directly from rat brain tissue. Anal. Chem. 79, 2373-2385 (2007).
  16. Burnum, K. E., et al. Spatial and temporal alterations of phospholipids determined by mass spectrometry during mouse embryo implantation. J. Lipid Res. 50, 2290-2298 (2009).
  17. Veloso, A., et al. Anatomical distribution of lipids in human brain cortex by imaging mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 329-338 (2011).
  18. Tanaka, H., et al. Distribution of phospholipid molecular species in autogenous access grafts for hemodialysis analyzed using imaging mass spectrometry. Anal. Bioanalyt. Chem. 400, 1873-1880 (2011).
  19. Lou, X., van Dongen, J. L., Vekemans, J. A., Meijer, E. W. Matrix suppression and analyte suppression effects of quaternary ammonium salts in matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry: an investigation of suppression mechanism. Rapid Comm. Mass Spectrom. 23, 3077-3082 (2009).
  20. Knochenmuss, R., Karbach, V., Wiesli, U., Breuker, K., Zenobi, R. The matrix suppression effect in matrix-assisted laser desorption/ionization: application to negative ions and further characteristics. Rapid Commun. Mass Spectrom. 12, 529-534 (1998).
  21. Puolitaival, S. M., Burnum, K. E., Cornett, D. S., Caprioli, R. M. Solvent-free matrix dry-coating for MALDI imaging of phospholipids. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 882-886 (2008).
  22. Hankin, J. A., Barkley, R. M., Murphy, R. C. Sublimation as a Method of Matrix Application for Mass Spectrometric Imaging. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 1646-1652 (2007).
  23. Grove, K. J., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. Matrix pre-coated MALDI MS targets for small molecule imaging in tissues. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 192-195 (2011).
  24. Fuchs, B., Süss, R., Schiller, J. An update of MALDI-TOF mass spectrometry in lipid research. Prog. Lipid Res. 49, 450-475 (2010).
  25. Murphy, R. C., Hankin, J. A., Barkley, R. M., Zemski Berry, K. A. MALDI imaging of lipids after matrix sublimation/deposition. Biochim. Biophys. Acta. 1811, 970-975 (2011).
  26. Vermillion-Salsbury, R. L., Hercules, D. M. 9-Aminoacridine as a matrix for negative mode matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Commun. Mass Spectrom. 16, 1575-1581 (2002).
  27. Hu, C., et al. Analytical strategies in lipidomics and applications in disease biomarker discovery. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 877, 2836-2846 (2009).
  28. Miura, D., et al. Ultrahighly sensitive in situ metabolomic imaging for visualizing spatiotemporal metabolic behaviors. Anal. Chem. 82, 9789-9796 (2010).
  29. Cerruti, C. D., Benabdellah, F., Laprevote, O., Touboul, D., Brunelle, A. MALDI Imaging and Structural Analysis of Rat Brain Lipid Negative Ions with 9-Aminoacridine Matrix. Anal. Chem. 84, 2164-2171 (2012).
  30. Astigarraga, E., et al. Profiling and Imaging of Lipids on Brain and Liver Tissue by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Using 2-Mercaptobenzothiazole as a Matrix. Anal. Chem. 80, 9105-9114 (2008).
  31. Whitehead, S. N., et al. Imaging mass spectrometry detection of gangliosides species in the mouse brain following transient focal cerebral ischemia and long-term recovery. PloS one. 6, e20808(2011).
  32. Cornett, D. S., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. MALDI-FTICR imaging mass spectrometry of drugs and metabolites in tissue. Anal. Chem. 80, 5648-5653 (2008).
  33. Deininger, S. O., et al. Normalization in MALDI-TOF imaging datasets of proteins: practical considerations. Anal. Bioanalyt. Chem. 401, 167-181 (2011).
  34. Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a MALDI matrix for tissue imaging of lipids by Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Anal. Chem. 84, 8391-8398 (2012).
  35. Han, J., Schey, K. L. MALDI Tissue Imaging of Ocular Lens α-Crystallin. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 2990-2996 (2006).
  36. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: practical aspects of sample preparation. J. Mass Spectrom. 38, 699-708 (2003).
  37. Chen, Y., et al. Imaging MALDI mass spectrometry of sphingolipids using an oscillating capillary nebulizer matrix application system. Meth. Mol. Biology. 656, 131-146 (2010).
  38. Han, J., et al. Towards high throughput metabolomics using ultrahigh field Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Metabolomics. 4, 128-140 (2008).
  39. Smith, C. A., et al. METLIN: a metabolite mass spectral database. Ther. Drug Monit. 27, 747-751 (2005).
  40. Wishart, D. S., et al. HMDB: a knowledgebase for the human metabolome. Nucleic Acids Res. 37, D603-D610 (2009).
  41. Hoteling, A. J., Erb, W. J., Tyson, R. J., Owens, K. G. Exploring the importance of the relative solubility of matrix and analyte in MALDI sample preparation using HPLC. Anal. Chem. 76, 5157-5164 (2004).
  42. Hoteling, A. J., Mourey, T. H., Owens, K. G. Importance of solubility in the sample preparation of poly(ethylene terephthalate. for MALDI TOFMS. Anal. Chem. 77, 750-756 (2005).
  43. Shroff, R., Rulísek, L., Doubsky, J., Svatos, A. Acid-base-driven matrix-assisted mass spectrometry for targeted metabolomics. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 106, 10092-10096 (2009).
  44. Eikel, D., et al. Liquid extraction surface analysis mass spectrometry (LESA-MS) as a novel profiling tool for drug distribution and metabolism analysis: the terfenadine example. Rapid Comm. Mass Spectrom. 25, 3587-3596 (2011).
  45. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Appl. Surf. Sci. 127 - 129, 226-234 (1998).
  46. O'Connor, P. B., Costello, C. E. Internal Calibration on Adjacent Samples (InCAS) with Fourier Transform Mass Spectrometry. Anal. Chem. 72, 5881-5885 (2000).
  47. Jing, L., Amster, I. J. An improved calibration method for the matrix-assisted laser desorption/ionization-Fourier transform ion cyclotron resononance analysis of 15N-metabolically- labeled proteome digests using a mass difference approach. Eur. J. Mass Spectrom. 18, 269-277 (2012).
  48. Zhang, L. -K., Rempel, D., Pramanik, B. N., Gross, M. L. Accurate mass measurements by Fourier transform mass spectrometry. Mass Spectrom. Rev. 24, 286-309 (2005).
  49. Clemis, E. J., et al. Quantitation of spatially-localized proteins in tissue samples using MALDI-MRM imaging. Anal. Chem. 84, 3514-3522 (2012).
  50. Schwamborn, K., Caprioli, R. M. Molecular imaging by mass spectrometry--looking beyond classical histology. Nat. Rev. Cancer. 10, 639-646 (2010).
  51. Oppenheimer, S. R., Mi, D., Sanders, M. E., Caprioli, R. M. Molecular analysis of tumor margins by MALDI mass spectrometry in renal carcinoma. J. Proteome Res. 9, 2182-2190 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Dithranol MatrixMALDI ImagingFTICR Mass SpectrometryLipid DetectionTissue SectioningMatrix ApplicationMass CalibrationInternal CalibrationImage GenerationSpatial Localization

Powiązane artykuły