Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

MRI i PET w mysich modelach zawału mięśnia sercowego

12.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50806

⸱

19 grudnia 2013

 ,  ,  ,  ,  , 
1Wolfson Brain Imaging Centre, Department of Clinical Neurosciences, Unversity of Cambridge, 2Department of Medicine, University of Cambridge, 3Behavioural and Clinical Neurosciences Institute, University of Cambridge

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy, jak wykonać rezonans magnetyczny i obrazowanie PET serca myszy. Protokół jest dostosowany do oceny skuteczności leczenia w modelach zawału mięśnia sercowego i niewydolności serca.

Streszczenie

Zawał mięśnia sercowego jest jedną z głównych przyczyn zgonów w świecie zachodnim. Podobieństwo serca myszy do serca ludzkiego sprawiło, że jest to idealny model do testowania nowych strategii terapeutycznych.

Rezonans magnetyczny in vivo (MRI) daje doskonałe widoki serca nieinwazyjnie z wyraźnymi szczegółami anatomicznymi, które mogą być wykorzystane do dokładnej oceny funkcjonalnej. Środki kontrastowe mogą stanowić podstawowe miary żywotności tkanek, ale są one niespecyficzne. Pozytonowa tomografia emisyjna (PET) jest techniką uzupełniającą, która jest wysoce specyficzna dla obrazowania molekularnego, ale brakuje w niej szczegółów anatomicznych MRI. Stosowane razem, techniki te stanowią czułe, specyficzne i ilościowe narzędzie do oceny choroby serca i rekonwalescencji po leczeniu.

W tym artykule wyjaśniamy, jak te metody są przeprowadzane w mysich modelach ostrego zawału mięśnia sercowego. Opisane tutaj procedury zostały opracowane w celu oceny przypuszczalnego ochronnego leczenia farmakologicznego. Użyliśmy MRI do pomiaru funkcji skurczowej i wielkości zawału z późnym wzmocnieniem gadolinu oraz PET z fluorodeoksyglukozą (FDG) do oceny funkcji metabolicznej w regionie zawału. Artykuł koncentruje się na praktycznych aspektach, takich jak planowanie warstw, dokładne bramkowanie, dostarczanie leków, segmentacja obrazów i korejestracja multimodalna. Przedstawione tu metody osiągają dobrą powtarzalność i dokładność przy zachowaniu wysokiej przepustowości.

Wprowadzenie

Aby zmierzyć skuteczność nowych strategii leczenia zawału mięśnia sercowego (MI) w badaniach przedklinicznych, wymagana jest ocena ostrego stadium, jak również długoterminowego wyniku1. Metody takie jak histopatologia, cewniki wewnątrzsercowe2 i modele serca ex vivo 3 są powszechnie stosowane w badaniach przedklinicznych na myszach. Niemożliwe jest jednak kontynuowanie leczenia metodami ex vivo lub wysoce inwazyjnymi. Nieinwazyjne techniki pomiarowe, takie jak rezonans magnetyczny in vivo (MRI) i pozytonowa tomografia emisyjna (PET), umożliwiają długotrwałe projekty eksperymentalne do oceny stopnia zaawansowania choroby u pojedynczych osób. Cine-MRI służy do określania globalnych parametrów funkcjonalnych, takich jak masa lewej komory (LVM), frakcja wyrzutowa (EF) i pojemność minutowa serca (CO). Ponadto, po wstrzyknięciu środka kontrastowego z gadolinu, z powodu upośledzonej perfuzji i wymywania w zawale, żywotność tkanek można ocenić za pomocą późnego rezonansu magnetycznego wzmacniającego gadolin (LGE). Uzupełnienie, PET oferuje czuły pomiar cząsteczek znakowanych radioaktywnie w celu oceny metabolizmu tkankowego. Wysoka dokładność tych technik pozwala na znaczne zmniejszenie liczby zwierząt potrzebnych do testowania nowych leków ukierunkowanych na zawał mięśnia sercowego.

Procedury PET i MRI są skomplikowane, a bez starannie zaprojektowanego protokołu powtarzalność jest trudna do utrzymania. Procedury ustalone w klinice dla pacjentów wymagają znacznej modyfikacji do stosowania u myszy, ze względu na znacznie szybsze tętno i mniejsze wymiary serca4. Istnieje duże zróżnicowanie między poszczególnymi osobami, zarówno na początku badania, jak i w odpowiedzi na indukowany uraz, dlatego do ustalenia skuteczności leczenia potrzebna jest znaczna liczba myszy.

W tym raporcie opisujemy naszą metodę sekwencyjnego obrazowania serca myszy metodą PET/MRI. W obu metodach stosuje się dożylne środki kontrastowe, które są dostarczane przez żyłę ogonową. MRI składa się ze standardowej oceny za pomocą Cine-MRI5 z optymalnym protokołem dla LGE, jak opisano w naszej poprzedniej pracy6. Cała procedura rezonansu magnetycznego trwa 30 minut. Uzyskaliśmy spójne wyposażenie łóżek naszych instrumentów, dzięki czemu możliwe jest przenoszenie zwierzęcia na platformie z tym samym aparatem monitorującym i znieczulającym między maszynami. Skanowanie PET trwa 45 minut z wstrzyknięciem in situ po rozpoczęciu skanowania. Ostatnim krokiem jest pomiar parametrów zarówno z obrazów MRI, jak i PET po korejestracji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie elementy tego badania zostały przeprowadzone zgodnie z brytyjską ustawą o zwierzętach (procedury naukowe) z 1986 roku i za zgodą Panelu Oceny Etyki Uniwersytetu Cambridge.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Wywołać zawał za pomocą interwencji chirurgicznej7,8. W przypadku pomiaru w ostrym stadium należy wykonać obrazowanie 24 godziny po interwencji.
  2. Przygotować cienką rurkę strzykawkową do podawania leku z igłą 25 G na jednym końcu i strzykawką z igłą 25 G na drugim końcu. Długość przewodu powinna być wystarczająca, aby umożliwić wtrysk spoza otworu magnesu (około 1,5 m).
  3. Przygotować roztwór rozcieńczający Gadovist w soli fizjologicznej. Załadować do strzykawki odpowiednią ilość roztworu, aby osiągnąć 3 mmol/kg dostosowane do masy ciała myszy. Utrzymuj objętość wstrzyknięcia w zakresie 50-100 μl.
  4. Wstępnie napełnij linię roztworem Gadovista. Aby uniknąć krzepnięcia krwi, wypełnij koniec linii w pobliżu kaniuli solą fizjologiczną z heparyny.
  5. Umieść mysz w pudełku indukcyjnym w celu znieczulenia 3% izofluranem w O2 1 L/min przez 3-5 minut, jeśli to konieczne. Prawidłową głębokość znieczulenia można zidentyfikować po spowolnieniu oddechu, który powinien zmniejszyć się do mniej niż 70 uderzeń na minutę.
  6. Kankaniuj żyłę ogonową za pomocą wcześniej przygotowanej linii, użyj taśmy chirurgicznej, aby utrzymać igłę na miejscu podczas zabiegu.

2. Pozycjonowanie i monitorowanie zwierząt

  1. Umieść mysz na łóżku do rezonansu magnetycznego, dostarczając 1-2% izofluranu w 1 l/minO2 w celu utrzymania znieczulenia w razie potrzeby. Utrzymuj częstość oddechów w zakresie 20-70 uderzeń na minutę.
  2. Upewnij się, że środek cewki MRI znajduje się nad pozycją serca myszy.
  3. Monitoruj oddychanie, umieszczając czujnik poduszki oddechowej nieco poniżej membrany. Użyj termometru doodbytniczego ze wstępnie nasmarowanym szkiełkiem nakrywkowym, aby monitorować temperaturę rdzenia. Upewnij się, że temperatura jest utrzymywana na stałym poziomie 37±2 °C.
  4. Aby monitorować EKG, umieść trzy elektrody na przedniej łapie i na lewej tylnej łapie, upewniając się, że dłoń palca u nogi jest całkowicie otwarta. Wybierz parę elektrod, które uzyskają najlepszą jakość sygnału, aby uzyskać EKG. Skręć EKG razem, aby upewnić się, że nie tworzą obwodów rezonansowych o częstotliwości rezonansowej MRI, co poważnie zniekształciłoby sygnał EKG podczas wykonywania sekwencji impulsów.
  5. Upewnij się, że elektrody są mocno przymocowane do łóżka za pomocą taśmy. Elektrody i stożek nosowy będą utrzymywać zwierzę na miejscu podczas całego zabiegu.
  6. Umieść koc podgrzewany wodą na myszy, otaczając monitorowanie i przewody cewki, aby utrzymać temperaturę ciała.
  7. Dopasuj laser łóżka do pozycji serca; użyj przedniej linii palców u nóg jako punktu orientacyjnego. Umieść go w izocentrum magnesu za pomocą automatycznego łoża.
  8. Uruchom standardowe korekty systemu MRI.
  9. Ustaw sprzęt monitorujący tak, aby wykrywał załamek R w EKG. Dostosuj progi dla każdej myszy i w ramach sesji obrazowania, aby zapewnić niezawodne wyzwalanie.

3. Rezonans magnetyczny

  1. Uzyskaj obraz pilotażowy, aby zaplanować wielopłaszczyznowe obrazy pilotażowe.
  2. Zidentyfikuj serce na obrazie, najłatwiej na podstawie artefaktów przepływu. Jeśli zdjęcia pokazują, że mysz nie jest dobrze wyśrodkowana w cewce lub izocentrum, schuj łóżko i powtórz pozycjonowanie.
  3. Uzyskaj obraz z szybkim echem gradientowym (GE) z pięcioma warstwami na orientację i 3-centymetrowym polem widzenia (FOV) z włączonym bramkowaniem EKG.
  4. Uruchom nieuporządkowany skan 3D wyśrodkowany na sercu w celu korejestracji PET (patrz Tabela 1, aby zapoznać się z parametrami skanowania). Gdy to skanowanie jest uruchomione, zaplanuj kolejne skanowania.
  5. Zaplanuj skanowanie w widoku czterokomorowym (4 kanały) (parametry skanowania znajdują się w Tabeli 1). Powinno to przeciąć wierzchołek oraz zastawkę trójdzielną i mitralną, pokazując wszystkie 4 komory.
  6. Zaplanuj widok dwukomorowy (2 kanały) (parametry skanowania znajdują się w Tabeli 1). Powinien przeciąć wierzchołek i zastawkę trójdzielną, pokazując lewy przedsionek i komorę.
  7. Sprawdź, czy geometria dwóch widoków z długą osią jest w toku. Jeśli planowanie plasterków nie jest optymalne, powtórz skanowanie.
  8. Zaplanuj stos krótkich wycinków osi (patrz Tabela 1, aby zapoznać się z parametrami skanowania) prostopadle do widoku 4 kanałów i 2 kanałów. Przykryj całe serce, zaczynając od pierwszego wycinka wierzchołkowego bez kałuży krwi, aż do pierwszego plastra podstawowego bez RV. Plastry powinny być równomiernie rozmieszczone bez przerw
    9. .

4. Późne ulepszenie gadolinu

  1. Zwiększ ślepy czas bramkowania, aby uzyskać co drugie uderzenie serca (TR = 550-750 ms). Należy zastosować opóźnienie, tak aby akwizycja została przeprowadzona w końcowej fazie rozkurczowej EKG.
  2. Przed wstrzyknięciem należy wykonać wersję sekwencji LGE o niskiej rozdzielczości (parametry skanowania znajdują się w Tabeli 1) w celu sprawdzenia, czy bramkowanie jest prawidłowe i czy nie występują artefakty przepływu. Jeśli artefakty przepływu są obecne w fazie rozkurczowej, nieznaczne zwiększenie opóźnienia (tj. obrazowanie na bardzo wczesnym etapie skurczu) pozwoli się ich pozbyć.
  3. Wstrzyknięcie roztworu Gadovisa należy wykonywać powoli i równomiernie przez 15 sekund.
  4. Rozpocznij obrazowanie LGE (patrz Tabela 1 dla parametrów skanowania) po wstrzyknięciu. Dobry kontrast uzyskuje się przy obrazowaniu w ciągu pierwszych 15 minut.

5. Obrazowanie PET

  1. Przenieś łóżko MRI do skanera PET, pozostawiając odbiornik na miejscu i mocno zakotwicz go do wspornika łóżka PET. Podłącz sprzęt anestezjologiczny i monitorujący.
  2. Umieść serce w środku pola widzenia PET, przesuwając łóżko tylko osiowo.
  3. Uzyskaj jednoprzebiegowy skan transmisyjny ze źródłem germanu.
  4. Za pomocą strzykawki wyekstrahować 10-30 Mbq radioaktywnie znakowanego FDG z pojemnika. Zachowaj niezbędną ostrożność w przypadku materiałów radioaktywnych. Zmierz aktywność za pomocą licznika studni. Dobra objętość iniekcji dla myszy waha się między 50-100 μl, jeśli objętość jest zbyt mała, rozcieńczyć roztwór solą fizjologiczną.
  5. Rozpocznij skanowanie emisji, ustawione na pobieranie bramkowanego PET w trybie listy przez 45 minut. Jednocześnie wstrzykuj znacznik powoli i równomiernie przez 15 sekund. Przepłucz linię wystarczającą ilością soli fizjologicznej, aby dostarczyć cały radioaktywny znacznik.
  6. Ze względu na zdrowie zwierząt nie należy przekraczać 300 μl przy trzech wstrzyknięciach (tj. Gadovist, FDG, flush).
  7. Umieścić strzykawkę z powrotem w liczniku studzienki, aby zmierzyć pozostałą aktywność.
  8. Przez cały czas należy przestrzegać lokalnych przepisów dotyczących obchodzenia się z materiałami radioaktywnymi.

6. Segmentacja MRI

  1. Załaduj obrazy Cine-MRI w segmencie v1.9 9.
  2. Uruchom automatyczne narzędzia do segmentacji. Zaczynając od punktu wewnątrz komory, będą one napompowywać szacowane ściany komory, aż zostanie znalezione najlepsze dopasowanie.
  3. Ręcznie rozgranicz LV i RV przy skurczu końcowym (ES) i rozkurczu końcowym (ED), zdefiniowanych odpowiednio jako ramki o maksymalnej i minimalnej globalnej objętości LV. Wyklucz mięśnie brodawkowate i beleczki w całym tekście. Nie należy regulować kontrastu obrazu, ponieważ niespójność kontrastu prowadzi do innej interpretacji efektów częściowej głośności.
  4. Ręcznie narysuj nasierdzie w ES i ED dla obliczeń masy lewej wysokości, jak pokazano na rysunku 6. Mięsień sercowy jest nieściśliwy, więc masa lewej komory musi być spójna w ES i ED. Jeśli różnica jest większa niż 5%, prawdopodobny jest błąd operatora i należy je przejrzeć.
  5. U podstawy komór użyj linii prostej, aby odróżnić komory od przedsionków, jak pokazano na rysunku 6, identyfikując kąt przekroju za pomocą widoków długich osi.
  6. Sprawdź, czy segmentacja jest w widokach z długą osią.
  7. Nakreśl obszar blizny na obrazach LGE. Podziel objętość blizny przez masę lewej komory uzyskaną w obrazowaniu cine, aby uzyskać zawał jako procent LV.

7. Analiza PET i korejestracja za pomocą MRI

  1. Zrekonstruuj obrazy PET za pomocą algorytmu projekcji wstecznej z filtrem 3D i wyeksportuj dane do formatu Nifti (http://nifti.nimh.nih.gov/) pokazujące standardowe wartości absorpcji.
  2. Przekształć wszystkie obrazy PET za pomocą stałej matrycy transformacji między PET a systemem MRI. Jeśli matryca nie jest znana, wypełnij geometryczny fantom materiałem radioaktywnym i wykonaj rezonans magnetyczny, a następnie przenieś łóżko do PET i wykonaj skan emisyjny. Matryca uzyskana w celu przekształcenia PET w obraz MRI jest standardową matrycą, która przechodzi z PET do systemu MRI.
  3. Zarejestruj średni obraz PET w rezonansie magnetycznym 3D za pomocą narzędzia do masowej korejestracji SPM-mouse10.
  4. Ułóż wycinki z Cine-MRI, aby uzyskać rekonstrukcję 3D, interpoluj, aby uzyskać rozdzielczość izotropową 0,3 mm. Zarejestruj końcoworozkurczową objętość PET do końcoworozkurczowej objętości MRI za pomocą narzędzi do korejestracji SPM-Mouse. Użyj tej samej matrycy dla wszystkich innych faz serca.
  5. Aby ocenić rozmiar zawału PET, wybierz 50% maksymalnej intensywności w sercu, aby rozróżnić woksele z zawałem i bez zawału. Wyraź woksele z zawałem jako procent LV.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Jedną z zalet stosowania MRI jest możliwość wykorzystania projektu podłużnego do określania stadium choroby. Jest to szczególnie istotne przy ocenie nowych związków, ponieważ przebieg czasowy ich działania może być nieznany. Zmiany objętości serca wynikające z postępu choroby u tego samego zwierzęcia przedstawiono na Rysunku 4. Rysunek ten wyraźnie obrazuje efekty przebudowy po zawałe mięśnia sercowego.

Prawidłowa geometria przekrojów jest kluczowa dla sukcesu eksperymentu MRI...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

PET/MRI to kompleksowa metoda pomiarowa służąca do nieinwazyjnej i podłużnej oceny funkcji skurczowej, żywotności tkanek i specyficznych markerów metabolicznych w mysich modelach zawału mięśnia sercowego. W tym miejscu opisaliśmy protokół sekwencyjnego wykonywania rezonansu magnetycznego i PET, w którym korejestracja jest uproszczona dzięki przenoszeniu tego samego łóżka między systemami. Strategia ta, przyjęta również przez producentów systemów klinicznych11, nie wymaga połączonego skanera PET/MRI i może być ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie ma nic do ujawnienia.

Podziękowania

Jesteśmy wdzięczni za fundusze od British Heart Foundation dla TK i dla UK Medical Research Council na podyplomowe stypendium badawcze dla Wielkiej Brytanii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
GadovistBayer Schering PharmaPL 00010/0535
FDGIBA Aparatura
Bruker BioSpec 47/40Łóżko dla myszy Bruker
BrukerTo łóżko zawiera rurki do podawania znieczulenia i oczyszczania.
Nadajnik klatki dla ptaków o średnicy 12 cmBrukerT5346
Odbiornik cewki powierzchniowej o średnicy 2 cmBrukerT7027
Red Dot Elektrody monitorujące noworodków3MP/N: 2330
Sprzęt monitorującySystemyZestaw monitorujący zawiera poduszkę oddechową i sondę doodbytniczą do pomiaru temperatury.
Sprzęt anestezjologicznyanestezjologiczne
Skrzynka indukcyjna VetTech Solutions LTD
Skaner PET/MRI z magnesem dzielonym CambridgeUniwersytet w CambridgeDo wykonania testu PET użyto specjalnie zbudowanego skanera PET/MRI22, którego wydajność PET jest podobna do skanera mikropet F12023
SegmentMedviso, UniwersytetBezpłatnie dostępny
SPM-mouseUniversity of CambridgeDostępny bezpłatnie
molekularna SA Usługi w Lund

Bibliografia

  1. Borst, O., et al. Methods employed for induction and analysis of experimental myocardial infarction in mice. Cell. Physiol. Biochem. 28, 1-12 (2011).
  2. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and. 3, 1422-1434 (2008).
  3. Larsen, T. S., et al. The isolated working mouse heart: methodological considerations. Pflügers Arch. 437, 979-985 (1999).
  4. Epstein, F. H. MR in mouse models of cardiac disease. NMR Biomed. 20, 238-255 (2007).
  5. Schneider, J. E., Wiesmann, F., Lygate, C. A., Neubauer, S. How to perform an accurate assessment of cardiac function in mice using high-resolution magnetic resonance imaging. J. Cardiov. Magn. Reson. 8, 693-701 (2006).
  6. Buonincontri, G., Methner, C., Krieg, T., Carpenter, T. A., Sawiak, S. J. A fast protocol for infarct quantification in mice. J. Magn. Reson. Imaging. , (2013).
  7. Methner, C., Schmidt, K., Cohen, M. V., Downey, J. M., Krieg, T. Both A2a and A2b adenosine receptors at reperfusion are necessary to reduce infarct size in mouse hearts. Am. J. Physiol. 299, 1262-1264 (2010).
  8. Methner, C., et al. Protection through postconditioning or a mitochondria-targeted S-nitrosothiol is unaffected by cardiomyocyte-selective ablation of protein kinase. , in press (2013).
  9. Heiberg, E., et al. Design and validation of Segment--freely available software for cardiovascular image analysis. BMC Med. Imaging. 10, 1 (2010).
  10. Sawiak, S. J., Wood, N. I., Williams, G. B., Morton, A. J., Carpenter, T. A. Voxel-based morphometry in the R6/2 transgenic mouse reveals differences between genotypes not seen with manual 2D morphometry. Neurobiol. Dis. 33, 20-27 (2009).
  11. Zaidi, H., et al. Design and performance evaluation of a whole-body Ingenuity TF PET-MRI system. Phys. Med. Biol. 56, 3091-3106 (2011).
  12. Thomas, D., et al. T1-weighted cine FLASH is superior to IR imaging of post-infarction myocardial viability at 4.7T. J. Cardiov. Magn. Reson. 8, 345-352 (2006).
  13. Protti, A., Sirker, A., Shah, A. M., Botnar, R. Late gadolinium enhancement of acute myocardial infarction in mice at 7T: cine-FLASH versus inversion recovery. J. Magn. Reson. Imaging. 32, 878-886 (2010).
  14. Bohl, S., et al. Advanced methods for quantification of infarct size in mice using three-dimensional high-field late gadolinium enhancement MRI. Am. J. Physiol. 296, 1200-1208 (2009).
  15. Chapon, C., Herlihy, A. H., Bhakoo, K. K. Assessment of myocardial infarction in mice by late gadolinium enhancement MR imaging using an inversion recovery pulse sequence at 9.4T. J. Cardiov. Magn. Reson. 10, 6 (2008).
  16. Price, A. N., et al. Cardiovascular magnetic resonance imaging in experimental models. The open cardiov medicine journal. 4, 278-292 (2010).
  17. Hiba, B., Richard, N., Thibault, H., Janier, M. Cardiac and respiratory self-gated cine MRI in the mouse: comparison between radial and rectilinear techniques at 7T. Magn. Reson. Med. 58, 745-753 (2007).
  18. Buonincontri, G., et al. PET/MRI in the infarcted mouse heart with the Cambridge split magnet. Nucl. Instrum. Methods Phys. Res. A. , (2012).
  19. Büscher, K., et al. Isochronous assessment of cardiac metabolism and function in mice using hybrid PET/MRI. J. Nucl. Med. 51, 1277-1284 (2010).
  20. Berr, S. S., et al. Images in cardiovascular medicine. Serial multimodality assessment of myocardial infarction in mice using magnetic resonance imaging and micro-positron emission tomography provides complementary information on the progression of scar formation. Circulation. 115, 428-429 (2007).
  21. Lee, W. W., et al. PET/MRI of inflammation in myocardial infarction. J. Am. Coll. Cardiol. 59, 153-163 (2012).
  22. Lucas, A. J., et al. Development of a combined microPET-MR system. Technol. Cancer Res. Treat. 5, 337-341 (2006).
  23. Hawkes, R. C., Fryer, T. D., Siegel, S., Ansorge, R. E., Carpenter, T. A. Preliminary evaluation of a combined microPET-MR system. Technol. Cancer Res. Treat. 9, 53-60 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

obrazowanie MRIobrazowanie PETpóźne wzmocnienie gadolinoweFDG PETsegmentacja obrazumultimodalna korejestracjasynchronizacja z EKGplanowanie warstw
MRI i PET w mysich modelach zawału mięśnia sercowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.