Artykuł metodologiczny

Elastyczna kolonoskopia u myszy w celu oceny ciężkości zapalenia jelita grubego i guzów jelita grubego przy użyciu zwalidowanego systemu punktacji endoskopowej

DOI:

10.3791/50843

⸱

16 października 2013

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Gastroenterology, Case Western Reserve University School of Medicine, Cleveland, 2Department of Pathology, Case Western Reserve University School of Medicine, Cleveland, 3Digestive Health Research Center, Case Western Reserve University School of Medicine, Cleveland

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ciągu ostatnich kilku lat, endoskopy nowej generacji stały się ważnymi diagnostycznymi pomocami badawczymi do oceny mysiego zapalenia jelita grubego i guzów jelita grubego. Przedstawiamy tutaj szczegółowy protokół endoskopowej oceny stanu zapalnego i guzów jelita grubego u myszy, a także nowatorski system punktacji, który wykorzystuje identyfikatory dziesiętne do dokumentowania endoskopowego nasilenia zapalenia jelita grubego i guzów jelita grubego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykorzystanie nowoczesnej endoskopii do celów badawczych znacznie ułatwiło nam zrozumienie patologii żołądkowo-jelitowych. W szczególności endoskopia eksperymentalna jest bardzo przydatna w badaniach, które wymagają wielokrotnych ocen na jednym zwierzęciu laboratoryjnym, takich jak te oceniające mechanizmy przewlekłej choroby zapalnej jelit i progresję raka jelita grubego. Jednak metody stosowane w różnych badaniach są bardzo zróżnicowane. Opublikowano co najmniej trzy endoskopowe systemy punktacji dla mysiego zapalenia jelita grubego, a opublikowane protokoły oceny guzów jelita grubego nie uwzględniają obecności współistniejącego zapalenia okrężnicy. Badanie to opracowuje i weryfikuje powtarzalny system punktacji endoskopowej, który integruje jednoczesną ocenę zarówno stanu zapalnego, jak i guzów. Ten nowatorski system punktacji składa się z trzech głównych elementów: 1) oceny zakresu i ciężkości zapalenia jelita grubego (na podstawie wyników okołoodbytniczych, przezroczystości ściany, krwawienia z błony śluzowej i zmian ogniskowych), 2) ilościowego rejestrowania zmian nowotworowych (mapa siatkowa i wykres słupkowy) oraz 3) numerycznego sortowania przypadków klinicznych według ich patologicznego i znaczenia badawczego w oparciu o jednostki dziesiętne z przypisanymi kategoriami obserwowanych zmian i powikłań endoskopowych (identyfikatory dziesiętne). Film i manuskrypt przedstawione w niniejszym dokumencie zostały przygotowane zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez IACUC, aby umożliwić badaczom ocenę własnych myszy eksperymentalnych przy użyciu dobrze zwalidowanej i wysoce powtarzalnej metodologii endoskopowej, z opcją systemu do różnicowania dystalnego od proksymalnego endoskopowego zapalenia jelita grubego (D-PECS).

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysia endoskopia jest wykonywana jako użyteczne narzędzie badawcze od ponad dekady1-3. Do tej pory w większości badań wykorzystujących endoskopię mysią stosowano endoskopy sztywne, chociaż w niektórych przypadkach stosowano również elastyczną sigmoidoskopię. Endoskopia myszy zapewnia natychmiastowe wyniki i bardziej obiektywne oszacowanie zakresu normalności jelit, nasilenia stanu zapalnego i progresji guza w porównaniu z pomiarami pośrednimi, takimi jak utrata masy ciała, biegunka i histologia (co jest nieoptymalne, gdy zmiany są niejednolite), oferując jednocześnie wgląd w ogólny stan zdrowia okrężnicy. Przede wszystkim endoskopia pozwala na wielokrotną ocenę laboratoryjnych modeli zwierzęcych w czasie, w przeciwieństwie do tradycyjnego badania histologicznego, które wymaga eutanazji zwierzęcia i pobrania okrężnicy do analizy1. Pomimo tych zalet, zastosowanie mysiej technologii endoskopowej nie jest powszechne i jest ograniczone przez brak ustandaryzowanych protokołów wdrażania i oceny zmian patologicznych. Prawidłowo wdrożona endoskopia mysia jest bardzo obiecująca, aby jeszcze bardziej ułatwić nam zrozumienie i scharakteryzowanie modeli zwierzęcych wielu przewlekłych stanów choroby przewodu pokarmowego, w tym chorób zapalnych jelit, zapalenia jelita grubego i guzów jelita grubego.

Użyteczność mysiej technologii endoskopowej zależy od jej powtarzalności i obiektywności, co wymaga istnienia standardowych procedur badawczych oraz spójnego, niezbędnego i niezawodnego systemu punktacji patologii jelitowych. Opublikowano co najmniej trzy opisowe systemy punktacji do endoskopowej oceny zapalenia jelita grubego4-6, a także dla guzów okrężnicy4,7,8 u myszy. Jednak te zgłoszone podejścia i systemy punktacji nie są łatwo porównywalne między badaniami. W wielu przypadkach nie ma jasnej definicji kryteriów stosowanych do klasyfikacji zmian, a jeśli już są podawane, to znacznie się od siebie różnią. Co więcej, nie ma zgłoszonych systemów punktacji, które integrowałyby ocenę zarówno zapalenia jelita grubego, jak i nowotworów, dwóch najczęstszych patologii okrężnicy, które mogą występować jednocześnie i mieć interaktywny wpływ na wynik, w jednym narzędziu pomiarowym. Wreszcie, endoskopowe systemy punktacji, które istnieją w przypadku zapalenia jelita grubego, często mają kategorie zapalne z ograniczoną dyskryminacją (tj. wąskie opcje punktacji w krótkich skalach całkowitych, często 1-4), aby prawidłowo przedstawić scenariusze progresji choroby i umożliwić zastosowanie parametrycznej analizy statystycznej.

W tym artykule opisujemy użycie elastycznego endoskopu do oceny ciężkości mysiego zapalenia jelita grubego i guzów okrężnicy oraz opisujemy ustandaryzowany protokół zastosowania tej technologii w anatomicznej ocenie okolicy okołoodbytniczej, odbytnicy i dystalnej części okrężnicy. Ilustrujemy skuteczne rozwiązywanie problemów podczas endoskopii w celu zminimalizowania urazów i artefaktów obrazu, a także opisujemy powtarzalny system punktacji oparty na zwalidowanych opublikowanych parametrach klinicznych. System punktacji integruje ocenę zarówno stanu zapalnego jelit, jak i guzów przy użyciu wysokiego poziomu dyskryminacji z 12 możliwymi stopniami zapalenia, mapowaniem guza i opcjami kreślenia oraz nowatorskim systemem jednostek dziesiętnych (tj. identyfikatorami dziesiętnymi) w celu podkreślenia wyników o określonej wartości diagnostycznej (np. rozwój guza, powikłania podczas endoskopii itp.). Wykorzystanie identyfikatorów dziesiętnych pozwala na szybkie śledzenie odpowiednich zestawów danych w celu dalszej analizy. Na koniec przeprowadzamy testy wiarygodności i trafności systemu punktacji w wielu mysich modelach zapalenia jelita grubego i raka związanego z zapaleniem jelita grubego (zapalenie jelita grubego wywołane siarczanem dekstranu (DSS), zakażenie Clostridium difficile i rak jelita grubego wywołany azoksymetanem/DSS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Konfiguracja systemu endoskopowego

  1. Skonfiguruj system endoskopowy przed znieczuleniem myszy, postępując zgodnie z instrukcjami producenta. Do tego protokołu należy użyć wideoureteroskopu przeznaczonego dla ludzi (ryc. 1). Średnica zewnętrzna rurki wprowadzającej wynosi 9,9 Fr (3,3 mm), jej dystalny koniec wynosi 8,5 Fr (2,8 mm), a wewnętrzna średnica kanału oprzyrządowania wynosi 6 Fr (1,2 mm).
  2. Chociaż stosowanie endoskopów nie zostało powiązane z przenoszeniem chorób [9], sterylizuj endoskop i soczewkę 70% etanolem10 lub odpowiednimi technikami podczas pracy z mikroorganizmami tworzącymi przetrwalniki. Przygotuj bakteriostatyczny sterylny lubrykant i nierysujące chusteczki do wycierania, aby nasycić końcówkę endoskopu.
  3. Podłączyć strzykawkę o pojemności 3 ml pełną powietrza (lub odpowiednią mieszaninę gazów CO2 ) do górnej części kanału oprzyrządowania.
  4. Włącz zasilanie i ustaw balans bieli w normalnym świetle białym, a także w trybie obrazowania wąskopasmowego (NBI), jeśli ma to zastosowanie. Od 2001 roku NBI zapewnia korzyści z obrazowania diagnostycznego, ponieważ podkreśla drobne struktury naczyń krwionośnych na błonach śluzowych, w tym zmiany wrzodziejące i nowotworowe, które mają charakterystyczne nieprawidłowe unaczynienie11. Tryb filtra NBI ogranicza długość fali przechwytywanego światła do 390-445 nm i 530-550 nm, co uwydatnia struktury z hemoglobiną.
  5. Wydrukuj formularz oceny (Rysunek 2), aby zapisać swoje wyniki. Przed egzaminem należy zapoznać się z oczekiwanymi obrazami normalnymi i NBI (Rysunek 3A) oraz definicją i ocenami każdego kryterium (patrz sekcja 6.1).
  6. W razie potrzeby przygotować roztwór na bazie barwnika na buforowanym fosforanem roztworze soli fizjologicznej (PBS) do chromoendoskopii. W chromoendoskopii badanie wykonuje się przy użyciu barwnika jako środka kontrastowego w celu uwydatnienia zmian błony śluzowej. Użyj roztworów błękitu metylenowego (0,1-1%) i indygotyny (0,1%) (ryc. 3B). Należy pamiętać, że błękit metylenowy jest środkiem utleniająco-redukującym, który może wytwarzać rodniki utleniające, pośrednie sieciowanie reszt aminokwasowych i degradację DNA12, co może zakłócać analizę próbki.

2. Znieczulenie ogólne myszy

  1. Wybierz środek znieczulający i drogę podania. Skonsultuj się z weterynarzem z placówki zajmującej się zasobami zwierzęcymi lub Instytucjonalnym Komitetem ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w sprawie potencjalnej ingerencji leków w układ odpornościowy i celów badawczych. Niektóre leki mogą wpływać na ekspresję profilu cytokin u zwierząt, w tym u gryzoni13. Stosować tribromoetanol do wstrzykiwań w przypadku zabiegów terminalnych lub izofluran do endoskopii przeżycia, wraz z odpowiednimi kontrolami.
  2. W celu indukcji podawać 4-5% izofluranu w 100% tlenu z szybkością 0,2-0,5 l/min; stosować 0,5-2% do konserwacji. Protokół ten nie jest odpowiedni dla wszystkich zwierząt. Skonsultuj się z lekarzem weterynarii w celu uzyskania odpowiednich instrukcji i szkolenia. Przestrzegaj odpowiednich zaleceń IACUC, aby osiągnąć najwyższe standardy dobrostanu zwierząt. Upewnij się, że mysz jest w pełni znieczulona.
  3. "Przypnij" znieczuloną mysz do stołu nośnego w pozycji grzbietowej lub brzusznej za pomocą laboratoryjnej taśmy klejącej. Uważaj na orientację anatomiczną na ekranie endoskopu. Zabezpiecz jego kończyny dolne i ogon. Opaskę z taśmą można również umieścić na klatce piersiowej, aby zapobiec przemieszczaniu się z dala od respiratora, ale nie ograniczać ruchów wentylacji klatki piersiowej.

3. Szczegółowe badanie endoskopowe

  1. Poszukaj zmian okołoodbytniczych przed włożeniem endoskopu do odbytnicy, a następnie przesuń lunetę przez odbyt.
  2. Pokryj endoskop sterylnym smarem chirurgicznym. Należy pamiętać, aby nie pokryć powierzchni czujnika CCD (urządzenie sprzężone z ładunkiem).
  3. Włóż endoskop i rozpocznij nagrywanie. Nagrane filmy są przydatne do skrupulatnej oceny endoskopii, jeśli zajdzie taka potrzeba po badaniu. Staraj się wykonać endoskopię w jak najkrótszym czasie, aby zminimalizować podrażnienie jelit/błony śluzowej.
  4. Nanieś powietrze za pomocą strzykawki, aby powoli rozdzielić ściany jelita. W zależności od wielkości myszy użyj 1-2 ml powietrza. Unikaj nadmiernego wdmuchiwania powietrza; Może to spowodować niewydolność oddechową i śmierć znieczulonej myszy.
  5. Przesuń endoskop do przodu, oczyszczając drogę za pomocą powietrza lub delikatnego obracania lunety. Nie przesuwaj endoskopu, jeśli nie widzisz światła jelita. Na tym etapie mogą wystąpić perforacje lub rozdarcia odbytu/okrężnicy, szczególnie u młodych myszy (<8-10 tygodni). W razie potrzeby rób zdjęcia.
  6. W miarę postępów w zakresie oceń, czy występuje samoistne krwawienie (zdefiniowane jako naturalnie występujący krwotok błony śluzowej niezwiązany z endoskopią urazową). Spontaniczne krwawienie można zaobserwować, gdy endoskop wchodzi do odbytnicy i okrężnicy.
  7. Oceń przezroczystość ściany okrężnicy. Przezroczystość definiuje się jako zdolność do wizualizacji śródściennych naczyń krwionośnych w okrężnicy i innych otaczających wnętrzności (ryc. 4). Delikatny ruch lunety (do tyłu, zgodnie z ruchem wskazówek zegara, przeciwnie do ruchu wskazówek zegara) pomoże określić, czy naczynia krwionośne można zobaczyć w kontekście innych wnętrzności. Widoczna jest również krezkowa tkanka tłuszczowa. Zwróć uwagę, czy odbytnica wewnątrz jamy miednicy wydaje się mniej przezroczysta niż ściana okrężnicy w jamie brzusznej.
  8. Zbadaj w celu określenia rodzaju i liczby zmian ogniskowych (obszary obrzękowe, nadżerki, owrzodzenia, masy nowotworowe). Zostanie to zarejestrowane w formularzu punktacji przy użyciu oceny stanu zapalnego okrężnicy i opracowanych identyfikatorów dziesiętnych.
  9. Po osiągnięciu obszaru, w którym okrężnica zgina się doogonowo do okrężnicy proksymalnej, powoli wycofaj endoskop i poszukaj krwawienia kontaktowego (które występuje z powodu kruchości błony śluzowej po wysunięciu lub usunięciu endoskopu). Nie jest konieczne celowe skrobanie powierzchni jelita grubego. Zdrowa błona śluzowa jelita grubego nie krwawi po prawidłowym badaniu endoskopowym.

4. Biopsja

  1. Gdy potrzebne są biopsje, należy wprowadzić kleszczyki biopsyjne przez kanał endoskopowy przeznaczony do instrumentacji. Monitoruj postęp kleszczy na ekranie endoskopu, aby zapobiec perforacji jelita.
  2. Otwórz miseczki biopsyjne kleszczyków pod kątem około 60-80° między miseczkami i skieruj je w obszar zainteresowania. Zbyt otwarte kleszcze lub ucisk mogą spowodować uchwycenie dodatkowych warstw tkanki jelitowej, co powoduje wywołaną biopsją perforację zdrowych przezroczystych ścian jelita. Jeśli dojdzie do perforacji, należy poddać zwierzę eutanazji podczas znieczulenia zgodnie z zaleceniami IACUC. Perforacje skutkują endotoksemią i zapaleniem otrzewnej.
  3. Zamknij kubki do biopsji i wyciągnij je, trzymając kleszcze zamknięte.
  4. Usuń próbkę z kleszczy, przepłukując tkankę roztworem, który jest delikatny dla tkanki i kleszczy. RNA później i PBS są powszechnymi rozwiązaniami roboczymi; W razie potrzeby użyć igły, aby usunąć próbkę. Unikaj erozji miseczek kleszowych lub krawędzi tnących.

5. Rekonwalescencja po znieczuleniu

  1. Po zakończeniu badania zapewnij myszy ciepłe środowisko, aż wyzdrowieje. Użyj światła elektrycznego lub ciepłej podkładki ustawionej na 37 °C. Unikaj przegrzania; Rozszerzenie naczyń obwodowych utrudnia regenerację zwierząt. Uważnie monitoruj mysz aż do pełnego odzyskania sprawności.

6. Zintegrowany endoskopowy system oceny zdrowia jelita grubego z identyfikatorami dziesiętnymi

  1. Skorzystaj z formularza punktacji (ryc. 2) i poniższych definicji parametrów (Endoskopowa ocena mysiego jelita grubego Zapalenie i nowotwory przy użyciu systemu punktacji ważonej dziesiętnie: definicje parametrów i protokół) oraz opcjonalny "System punktacji dystalno-proksymalnego endoskopowego zapalenia jelita grubego" (D-PECS) jako wytyczne dla bezstronnej oceny i szczegółowego prowadzenia dokumentacji.
  2. Oceń cztery parametry zapalenia jelita grubego opisane w formularzu systemu punktacji (ryc. 2). Skrupulatnie oceń okolicę odbytu, przezroczystość jelita, rodzaj krwawienia z jelit (jeśli występuje) oraz obecność i ilość zmian ogniskowych (nadżerkowe, wrzodziejące i/lub nowotworowe).
  3. Oceniając guzy do celów badawczych, zbadaj ilość, lokalizację i rozmiar oraz opisz je za pomocą mapy okrężnicy i wykresu słupkowego na formularzu punktacji. Liczbowa suma uzyskanych punktów i liczba zmian chorobowych (w stosownych przypadkach) określi tło zapalenia jelita grubego, najbardziej dominujący rodzaj zmiany oraz liczbę zmian.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół i obrazy przedstawione w niniejszym badaniu zostały przygotowane przy użyciu elastycznego endoskopu Olympus URF-V14 oraz NBI11,15. Obrazy wideo zapisano w formacie MPEG-2, a zdjęcia w formacie JPG, TIF, PNG, lub DICOM o maksymalnej rozdzielczości 1,280 x 1,024 pikseli, z możliwością przeniesienia na standardowe przenośne pamięci USB. NBI zwiększa kontrast wizualny tkanek zawierających hemoglobinę. Obrazowanie w świetle białym oraz w trybie NBI są kluczowymi elementami ilustrującym...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Istnieje kilka kwestii dotyczących modyfikacji i rozwiązywania problemów z techniką endoskopową u myszy. Krytyczne aspekty procedury, które należy opanować podczas stosowania endoskopii elastycznej, obejmują regulację objętości powietrza potrzebną do zapobiegania wzdęciom brzucha i upośledzeniom oddechowym myszy, a także drobne aspekty techniczne kontroli widoku z koordynacją kontroli kątowania i momentu obrotowego. Kontrola momentu obrotowego jest ważna, aby zminimalizować ryzyko perforacji jelita. Przy prawidłowym prow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie ujawniono żadnych kwestii finansowych ani konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Specjalne podziękowania dla Sarah Kossak, Mitchella Guanzona, Sung Yeun Yanga i Li Guo Jia, za ich współpracę podczas oceny endoskopowej ich zwierząt doświadczalnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Izofluran, USPWebster Weterynaryjny
lubrykant chirurgicznySavage laboratoriessurgilube, 0281-0205-45
Sól fizjologiczna buforowana fosforanemThermo ScientificSH30256
RNAlaterAmbionAM7021
Błękit metylenowy 1% roztwór wodnyFisher Science EducationS96393
Elastyczny ureteroskop cyfrowyOlympus AmericaURF-V
Centrum systemu wizyjnegoOlympus AmericaVISERA Pro OTV-S7 Pro
Ksenonowe źródło światłaOlympus AmericaVISERA Pro CLV-S40 Pro
MagnetowidMediCapture, Inc.MediCap USB200
Elastyczny kubek do biopsji KleszczeOlympus AmericaFBC-3115
Aparat anestezjologicznyEuthanex CorporationEZ-7000 Klasyczny system

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Huang, E. H., et al. Colonoscopy in mice. Surg. Endosc. 16, 22-24 (2002).
  2. Wirtz, S., Becker, C., Blumberg, R., Galle, P. R., Neurath, M. F. Treatment of T cell-dependent experimental colitis in SCID mice by local administration of an adenovirus expressing IL-18 antisense mRNA. J. Immunol. 168, 411-420 (2002).
  3. Funovics, M. A., Alencar, H., Su, H. S., Khazaie, K., Weissleder, R., Mahmood, U. Miniaturized multichannel near infrared endoscope for mouse imaging. Mol Imaging. 2, 350-357 (2003).
  4. Becker, C., et al. In vivo imaging of colitis and colon cancer development in mice using high resolution chromoendoscopy. Gut. 54, 950-954 (2005).
  5. Ravnic, D. J., Konerding, M. A., Huss, H. T., Wolloscheck, T., Pratt, J. P., Mentzer, S. J. Murine microvideo endoscopy of the colonic microcirculation. J. Surg. Res. 142, 97-103 (2007).
  6. Hamilton, M. J., et al. Essential role for mast cell tryptase in acute experimental colitis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 290-295 (2011).
  7. Becker, C., Fantini, M. C., Neurath, M. F. High resolution colonoscopy in live mice. Nat. Protoc. 1, 2900-2904 (2006).
  8. Hensley, H. H., Merkel, C. E., Chang, W. C., Devarajan, K., Cooper, H. S., Clapper, M. L. Endoscopic imaging and size estimation of colorectal adenomas in the multiple intestinal neoplasia mouse. Gastrointest. Endosc. 69, 742-749 (2009).
  9. Banerjee, S., et al. Infection control during GI endoscopy. Gastrointest. Endosc. 67, 781-790 (2008).
  10. Cleaning and disinfection of equipment for gastrointestinal endoscopy. Report of a Working. Party of the British Society of Gastroenterology Endoscopy Committee. Gut. 42, 585-593 (1998).
  11. Sano, Y., et al. New diagnostic method based on color imaging using narrow band imaging (NBI) system for gastrointestinal tract. Gastrointest. Endosc. 53, 125-12 (2001).
  12. Davies, J., Burke, D., Olliver, J. R., Hardie, L. J., Wild, C. P., Routledge, M. N. Methylene blue but not indigo carmine causes DNA damage to colonocytes in vitro and in vivo at concentrations used in clinical chromoendoscopy. Gut. 56, 155-156 (2007).
  13. Chiang, N., Schwab, J. M., Fredman, G., Kasuga, K., Gelman, S., Serhan, C. N. Anesthetics impact the resolution of inflammation. PLoS One. 3, e1879(2008).
  14. Zilberman, D. E., et al. The digital flexible ureteroscope: in vitro assessment of optical characteristics. J. Endourol. 25, 519-522 (2011).
  15. Machida, H., Sano, Y., Hamamoto, Y., Muto, M., Kozu, T., Tajiri, H., et al. Narrow-band imaging in the diagnosis of colorectal mucosal lesions: a pilot study. Endoscopy. 36, 1094-1098 (2004).
  16. Dohoo, I., Martin, W., Stryhn, H. Cohort studies. Veterinary Epidemiologic Research. McPike, S. M. , AVC, Inc. Charlottetown, Prince Edward Island, Canada. 151-162 (2003).
  17. Yiou, R., et al. The pathophysiology of pelvic floor disorders: evidence from a histomorphologic study of the perineum and a mouse model of rectal prolapse. J. Anat. 199, 599-607 (2001).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kolonoskopia myszyocena zapalenia jelita grubegoelastyczny ureteroskopocena stanu zapalnegorejestracja zmian nowotworowychidentyfikatory dziesi tnezmiany oko oodbytoweocena przejrzysto ci

Powiązane artykuły