Artykuł metodologiczny

Zdalne uruchamianie magnetyczne sond mikrometrycznych do mapowania 3D in situ właściwości fizycznych biofilmu bakteryjnego

8.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50857

⸱

2 maja 2014

 ,  ,  ,  , 
1Physicochime Curie, CNRS UMR 168, Institut Curie, Sorbonne Universités, UPMC, 2Unité de Génétique des Biofilms, Institut Pasteur, 3Laboratoire Jean Perrin, CNRS UMR 8237, Sorbonne Universités, UPMC

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł pokazuje oryginalną metodologię opartą na zdalnym uruchamianiu cząstek magnetycznych osadzonych w biofilmie bakteryjnym oraz rozwoju dedykowanych pęset magnetycznych do pomiaru in situ lokalnych właściwości mechanicznych złożonego żywego materiału zbudowanego przez mikroorganizmy na granicy faz.

Streszczenie

Przyleganie bakterii i wzrost na granicy faz prowadzą do powstawania trójwymiarowych, heterogenicznych struktur, tzw. biofilmów. Komórki żyjące w tych strukturach są utrzymywane razem przez oddziaływania fizyczne, w których pośredniczy sieć zewnątrzkomórkowych substancji polimerowych. Biofilmy bakteryjne mają wpływ na wiele rodzajów działalności człowieka, a zrozumienie ich właściwości ma kluczowe znaczenie dla lepszej kontroli ich rozwoju – utrzymania lub eliminacji – w zależności od ich niekorzystnych lub korzystnych skutków. W artykule opisano nowatorską metodologię mającą na celu pomiar in situ lokalnych właściwości fizycznych biofilmu, która do tej pory była badana jedynie z perspektywy makroskopowego i jednorodnego materiału. Opisany tutaj eksperyment polega na wprowadzeniu cząstek magnetycznych do rosnącego biofilmu w celu wysiewu lokalnych sond, które mogą być zdalnie uruchamiane bez naruszania właściwości strukturalnych biofilmu. Opracowano dedykowane pęsety magnetyczne, które wywierają określoną siłę na każdą cząstkę osadzoną w biofilmie. Zestaw jest zamontowany na stoliku mikroskopu, aby umożliwić rejestrację obrazów poklatkowych z okresu przyciągania cząstek. Trajektorie cząstek są następnie wyodrębniane z sekwencji ciągnącej, a lokalne parametry lepkosprężyste są wyprowadzane z każdej krzywej przemieszczenia cząstek, zapewniając w ten sposób przestrzenny rozkład parametrów 3D. Uzyskanie wglądu w profil mechaniczny biofilmu jest niezbędne z punktu widzenia inżyniera do celów kontroli biofilmu, ale także z fundamentalnej perspektywy, aby wyjaśnić związek między właściwościami architektonicznymi a specyficzną biologią tych struktur.

Wprowadzenie

Biofilmy bakteryjne to społeczności bakterii związane z powierzchniami biologicznymi lub sztucznymi1-3. Tworzą się one w wyniku mechanizmu adhezyjno-wzrostowego połączonego z wytwarzaniem bogatej w polisacharydy macierzy zewnątrzkomórkowej, która chroni i stabilizuje gmach4,5. Te biofilmy nie są po prostu pasywnymi zbiorowiskami komórek przyklejonych do powierzchni, ale zorganizowanymi i dynamicznymi złożonymi systemami biologicznymi. Kiedy bakterie przechodzą ze stylu życia z planktonu na biofilm, obserwuje się zmiany w ekspresji genów i fizjologii komórki, a także zwiększoną oporność na środki przeciwdrobnoustrojowe i obronę immunologiczną gospodarza, które są przyczyną wielu uporczywych i przewlekłych infekcji6. Jednak kontrolowany rozwój tych żywych struktur stwarza również możliwości zastosowań przemysłowych i środowiskowych, takich jak bioremediacja składowisk odpadów niebezpiecznych, biofiltracja wody przemysłowej lub tworzenie barier biologicznych w celu ochrony gleby i wód gruntowych przed zanieczyszczeniem.

Podczas gdy cechy molekularne charakterystyczne dla sposobu życia biofilmu są coraz częściej opisywane, mechanizmy napędzające rozwój i przetrwanie społeczności pozostają niejasne. Korzystając z najnowszych osiągnięć pomiarów w mikroskali za pomocą skaningowej mikroskopii elektrochemicznej lub fluorescencyjnej, wykazano, że te żywe organizacje wykazują znaczną niejednorodność strukturalną, chemiczną i biologiczną7. Jednak do tej pory mechanika biofilmu była badana głównie makroskopowo. Na przykład obserwacja deformacji serpentyn biofilmu spowodowanych zmianami natężenia przepływu płynu8,9, jednoosiowe ściskanie fragmentów biofilmu podniesionych z podłoża agarowego lub wyhodowanych na szkiełkach nakrywkowych10,11, ścinanie biofilmu pobranego z otoczenia, a następnie przeniesionego do reometru z równoległą płytką12,13, spektroskopia sił atomowych przy użyciu szklanego kulki i pokryta biofilmem bakteryjnym przymocowanym do wspornika AFM14 lub dedykowaną metodę mikrokantylową do pomiaru wytrzymałości na rozciąganie oderwanych fragmentów biofilmu15,16 zostały wdrożone w ciągu ostatnich dziesięciu lat, dostarczając użytecznych informacji na temat lepkosprężystego charakteru materiału17. Wydaje się jednak prawdopodobne, że informacje na temat właściwości mechanicznych biofilmu in situ są tracone po usunięciu materiału z jego rodzimego środowiska, co często miało miejsce w przypadku tych podejść. Co więcej, traktowanie biofilmu jako materiału jednorodnego pomija informacje na temat możliwej niejednorodności właściwości fizycznych w obrębie społeczności. W związku z tym trudno jest rozpoznać dokładne implikacje mechaniki struktury w tworzeniu biofilmu i cech biologicznych, takich jak wzorzec ekspresji genów lub gradienty chemiczne. Aby osiągnąć postęp w kierunku opisu właściwości fizycznych biofilmu w mikroskali, potrzebne są nowe, dedykowane narzędzia.

Ten artykuł opisuje oryginalne podejście opracowane w celu osiągnięcia pomiaru lokalnych parametrów mechanicznych in situ, bez naruszania biofilmu i umożliwienia narysowania przestrzennego rozkładu właściwości materiału w mikroskali, a następnie mechanicznej niejednorodności. Zasada eksperymentu opiera się na domieszkowaniu rosnącego biofilmu mikrocząstkami magnetycznymi, a następnie ich zdalnym ładowaniu za pomocą pęsety magnetycznej do dojrzałego biofilmu. Przemieszczenie cząstek pod kontrolowanym przyłożeniem siły magnetycznej zobrazowane pod mikroskopem umożliwia lokalne wyprowadzenie parametrów lepkosprężystości, przy czym każda cząstka zgłasza swoje własne lokalne środowisko. Na podstawie tych danych można narysować trójwymiarowy profil mechaniczny biofilmu, ujawniając zależności od warunków przestrzennych i środowiskowych. Cały eksperyment zostanie pokazany na biofilmie E. coli wytworzonego przez genetycznie zmodyfikowany szczep przenoszący stłumiony plazmid podobny do F. Wyniki wyszczególnione w niedawno opublikowanym artykule18 dostarczają unikalnej wizji wnętrza nienaruszonej mechaniki biofilmu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Hodowla bakterii i przygotowanie zawiesiny

  1. Wybrać świeżo wyhodowaną kolonię z płytki z agarem LB (Lysogeny Broth), zaszczepić ją w 5 ml płynnej pożywki LB zawierającej 100 µg/ml ampicyliny i 7,5 µg/ml tetracykliny, a następnie inkubować przez 5 do 6 h w temperaturze 37 °C na platformie wytrząsowej.
  2. Następnie dodać 100 µl kultury bakteryjnej do 5 ml pożywki minimalnej (M63B1) uzupełnionej o 0,4% glukozy i te same stężenia antybiotyków. Tę świeżo rozcieńczoną kulturę inkubować przez noc w temperaturze 37 °C na platformie wytrząsowej.
  3. Po 16 h inkubacji dodać 100 μl kultury nocnej do 5 ml pożywki M63B1 z 0,4% glukozy. Przechowywać probówkę w temperaturze 37 °C na platformie wytrząsowej do momentu osiągnięcia wartości OD równej 0,5. Zawiesina jest następnie gotowa do wstrzyknięcia do kanału eksperymentalnego w celu formowania biofilmu.

2. Przygotowanie cząsteczek magnetycznych

  1. Pobrać 10 μl cząstek magnetycznych — o średnicy 2,8 µm — z roztworu zapasowego i przemyć je 3x w 190 μl medium minimalnego przy użyciu magnetycznego statywu do próbek.
  2. Dostosować stężenie cząstek do 5 x 106 kulek/ml. Zazwyczaj 50 μl przemytego roztworu kulek miesza się z dodatkowymi 950 µl M63B1 z 0,4% glukozy.

3. Przygotowanie kanałów i wzrost biofilmu

  1. Montaż kanału
    1. Odetnij dwa kwadratowe kapilary z borokrzemianowego szkła (o długości boku 800 µm) o długości 10 cm, aby uzyskać dwa odcinki o długości 8 cm.
    2. Przyklej dwa odcinki kapilar do dwóch szkiełek przedmiotowych — wcześniej przeciętych na pół — w odległości 2 cm od siebie, z 1 cm wystawaniem na obu końcach, jak pokazano na Rysunku 1, używając szybko utwardzalnego kleju cyjanoakrylowego (tzw. super-glue).
    3. Zautoklawuj cały zestaw oraz niezbędne rurki wymagane do dalszego połączenia kanałów.
    4. Przygotuj wszystkie sterylne materiały pod laminarnym przepływem powietrza: i) zamontowany kanał i pułapkę 1, ii) rurki i złączki, iii) dwie pułapki na pęcherzyki powietrza — filtr pęcherzykowy powszechnie stosowany do zabezpieczania kroplówek dziecięcych (pułapka 1) oraz domowej roboty pułapkę na pęcherzyki w postaci rurki o większej średnicy i długości 4 cm (pułapka 2), iv) zaciski, v) strzykawki 30 ml wypełnione pożywką M63B1 z 0,4% glukozy oraz vi) butelkę na odpady.
    5. Połącz cały układ za pomocą złączek Luer Lock lub połączeń w następującej kolejności: strzykawka 50 ml z M63B1 sterowana pompą strzykawkową, pediatryczny filtr pęcherzykowy, domowej roboty pułapka na pęcherzyki, kapilara (Rysunek 1, panel B) oraz rurka do butelki na odpady. Następnie wypełnij układ sterylną pożywką M63B1 z 0,4% glukozy, włączając pompę strzykawkową z prędkością około 10 ml/godz, czyli wyższą niż prędkości eksperymentalne. Uważnie śledź i usuwaj wszystkie pęcherzyki powietrza w obwodzie.
    6. Przepływaj pożywkę przez system przez 10-15 min; równocześnie wymieszaj 1 ml zawiesiny bakterii o OD 0,5 z Sekcji 1.3 z 1 ml roztworu przemytych kulek przygotowanego w Sekcji 2.2.
    7. Zamocuj (ale nie zamykaj) zaciski na rurkach w dwóch miejscach: przed i za kapilarami. Wyłącz przepływ.
    8. Wprowadź mieszaninę bakterii i kulek do kapilary za domową pułapką na pęcherzyki za pomocą strzykawki 1 ml, dbając o uniesienie końcówek rurek, aby zapobiec dostaniu się powietrza. Ponownie podłącz rurki, a następnie zamknij zaciski.
    9. Powtórz tę samą procedurę dla drugiej kapilary i sprawdź wszystkie rurki pod kątem obecności pęcherzyków powietrza.
    10. Przenieś aparat pod mikroskop i pozostaw go na 15-20 min, aby umożliwić bakteriom osiadanie i przyleganie do powierzchni kapilary. Zamontuj kapilarę na stoliku mikroskopu, umieszczając pojemnik na odpady nieco wyżej. Postaw pompę strzykawkową na blacie obok mikroskopu. Unieś pułapkę na pęcherzyki przed kapilarą nieco powyżej płaszczyzny kapilary, aby wychwytywać pęcherzyki powietrza.
  2. Wzrost biofilmu
    1. Ustaw prędkość przepływu na pompie strzykawkowej i uruchom przepływ; biofilm będzie teraz rozwijać się na powierzchni kapilary przez wymagany czas — zazwyczaj 24 lub 48 h w tych eksperymentach.
    2. Ustaw ostrość na dolnej płaszczyźnie kapilary i rozpocznij rejestrację obrazów próbki w trybie time-lapse — zazwyczaj częstotliwość akwizycji 2 obrazów/min będzie wystarczająca do monitorowania wzrostu biofilmu. To wideo monitoruje wzrost biofilmu po kontroli (zobacz fragmenty w Filmach 1, 2 i 3).

4. Instalacja pęsety magnetycznej

  1. Przykręć pęsetę magnetyczną do mikromanipulatorów X-Y-Z sterowanych ręcznie, a następnie przykręć mikromanipulatory do stolika mikroskopu, aby dostosować położenie pęsety względem kapilary. Umieść pęsetę zgodnie z Rysunkiem 2, aby zapewnić wytworzenie odpowiedniego gradientu pola magnetycznego w strefie obserwacji.
  2. Podłącz pęsetę do generatora funkcji za pomocą wzmacniacza mocy, aby wygenerować cykl o czasie trwania 40 s, składający się z 24 s sygnału zerowego i 16 s prądu stałego o natężeniu 4 A, z wyzwalaczem wysyłanym do migawki oświetlenia w jasnym polu po 20 s w celu synchronizacji sygnałów, zapewniając sekwencję zdarzeń przedstawioną na Rysunku 3.
    Uwaga: Te dwie operacje można przeprowadzić w dowolnym momencie między instalacją kapilary a rozpoczęciem pomiaru. Patrz schemat przebiegu eksperymentu na Rysunku 4.

5. Pozyskiwanie krzywej pełzania

  1. Za pomocą sterowania ruchem xy stolika mikroskopu ustaw krawędź lewego bieguna magnetycznego oraz lewą krawędź kapilary w tym samym polu widzenia. Przyjmij początek układu odniesienia do analizy w punkcie przecięcia osi x i y, zdefiniowanych odpowiednio przez krawędź kapilary i krawędź bieguna (patrz Rycina 2).
  2. Dostosuj pozycję pionową kapilary za pomocą pokrętła mikrometrycznego ostrości mikroskopu. Zazwyczaj pierwsza analizowana płaszczyzna znajduje się od 4 do 7 µm powyżej dna kapilary. Wideo 1 odpowiada polu xy, którego górny lewy róg znajduje się w początku układu odniesienia przestrzennego.
  3. Uruchom 40-sekundową sekwencję zdarzeń opisaną w sekcji 4.2 i na Rycynie 3 poprzez włączenie generatora prądu, a jednocześnie ręcznie uruchom sekwencję akwizycji obrazów dla Wideo 1.
  4. Przesuń kapilarę do sąsiedniego pola po prawej stronie, przesuwając stolik mikroskopu o 250 µm w lewo, a następnie postępuj zgodnie z sekcją 5.3, aby wygenerować Wideo 2 dla przekroju 2 i tak dalej, aż do uzyskania wymaganych nagrań. Zazwyczaj wzdłuż osi x zbiera się od 3 do 4 pól o wymiarach 250 x 250 µm2 przed zmianą płaszczyzny i powtórzeniem tych samych czynności dla nowej płaszczyzny.

6. Kalibracja siły

  1. Przygotuj roztwór glicerolu, mieszając 39,8 g glicerolu z 190 µl wody dwukrotnie destylowanej oraz 10 μl cząstek magnetycznych o stężeniu 2 x 109 cząstek/ml; wypełnij tym roztworem kanał eksperymentalny i umieść go na stoliku mikroskopu zgodnie z opisem dla próbki biofilmu.
  2. Po zainstalowaniu pęsety magnetycznej zgodnie z instrukcjami w sekcji 4, przyłóż siłę magnetyczną zgodnie z sekcją 5.4 i wykonaj zdjęcia w odstępach czasowych (time-lapse), aby wyznaczyć prędkość (v) każdej pojedynczej cząstki oraz jej pozycję w kapilarze w celu opracowania pliku kalibracyjnego. Plik ten powinien zawierać przyłożoną siłę jako funkcję jej pozycji w strefie analizy kapilary zgodnie z prawem Stokesa: F = 6πRηv (R: promień cząstki).

7. Analiza

  1. Użyj oprogramowania do śledzenia cząstek („particle tracker”), aby uzyskać pliki tekstowe z pozycjami cząstek w każdej klatce dla wszystkich stosów obrazów pozyskanych zgodnie z opisem w sekcji 5. Wykorzystując częstotliwość akwizycji stosu obrazów, oblicz przemieszczenie cząstek jako funkcję czasu (np. Rysunek 5 i Wideo 4).
  2. Korzystając z pliku kalibracji siły, przekształć krzywe przemieszczenia w krzywe podatności (całkowita podatność materiału — J(t)— jako funkcję czasu) zgodnie z wzorem na podatność:
    Równanie przedstawiające J(t)=d(t)(6πR/F); pomiar dynamiczny; wzór fizyczny.
    który określa zależność między odkształceniem materiału a przyłożonym naprężeniem dla cząstki sondy o promieniu R zanurzonej w nieściśliwym, jednorodnym medium wiskoelastycznym, zgodnie z ustaleniami Schnurra i współpracowników19.
  3. Dopasuj krzywe podatności pełzania do ogólnego modelu Burgersa dla materiałów wiskoelastycznych i wyznacz parametry wiskoelastyczne J0, J1, η0, η1 dla każdej cząstki (Rysunek 6) zgodnie z wzorem Burgersa:
    Równanie wiskoelastyczności, wzór J(t), modelowanie odpowiedzi materiału zależnej od czasu.
    Uwaga: Ta analiza fenomenologiczna była wcześniej stosowana dla szerokiego zakresu materiałów, w tym materiałów biologicznych takich jak biofilmy, w celu interpretacji makroskopowych danych reologicznych20-22.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Typowa analiza pozwala na określenie rozkładu przestrzennego parametrów wiskoelastycznych w skali mikronowej w obrębie żywego biofilmu, bez naruszania jego pierwotnej struktury. Typowe wyniki przedstawiono na Rysunku 7, gdzie wartości J0 — podatności sprężystej — podano jako funkcję osi z wzdłuż głębokości oraz osi y wzdłuż wymiaru poprzecznego biofilmu. Każdy punkt odpowiada kuleczce, dla której analiza krzywej pełzania dostarczyła wartości J0. Dane wykazały, że lokalna podatność z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ten eksperyment z zasiewaniem i ciągnięciem cząstek magnetycznych umożliwił mapowanie in situ 3D parametrów lepkosprężystych rosnącego biofilmu w jego pierwotnym stanie. Podejście to ujawniło mechaniczną niejednorodność wyhodowanego tu biofilmu E. coli i dało wskazówki do wskazania składników biofilmu wspierających właściwości fizyczne biofilmu, silnie sugerując fundamentalne implikacje macierzy zewnątrzkomórkowej, a dokładniej jej stopień usieciowania.

Rozpoznanie wzorców wł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie mamy nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była częściowo wspierana przez granty z Agence Nationale pour la Recherche, programu PIRIbio Dynabiofilm oraz z programu CNRS Interdisciplinary Risk. Dziękujemy Philippe'owi Thomenowi za krytyczną lekturę manuskryptu i Christophe'owi Beloinowi za dostarczenie szczepu E. coli użytego w tej pracy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Tabela 1: Odczynniki i komórki Cząstki
magnetyczne Technologieżyciowe14307DMikrometryczna cząstka magnetyczna, 2,8 i mikro; średnica m
Ampicylina (antybiotyk)Sigma-AldrichA9518
Tetracyklina (antybiotyk)Sigma-Aldrich87128
Szczep bakteryjny MG1655gfpFUGB, Instytut Pasteura, FrancjaWytwarza na swojej powierzchni F pilus, odporny na ampicylinę i tetracyklinę.
Tabela 2: Kapilary i rurki
Filtry do perfuzji pediatrycznejProdimed-plastimed6932002
Puste kwadratowe kapilaryKompozyt Metal Scientific8280-100Wyprodukowane ze szkła borokrzemianowego. Kwadrat 0,8 mm x 0,8 mm
Rurka peroksyd silikonowyVWR international228-0512Średnica 1 mm
Rurka nadtlenkowa silikonowaVWR international228-0700Średnica 3 mm
Tabela 3: Wzrost biofilmu
Roztwór bulionu lizogenicznego (LB)Amresco-VWRJ106-10PKStandardowe podłoże używane do hodowli bakterii.
Roztwór M63B1Domowestandardowe minimalne podłoże używane do hodowli bakterii.
GlukozaSigma-AldrichG8270Służy do wytwarzania pożywki M63B1 z 0,4% glukozy.
Tabela 4: Elektronika
Kamera EMCCD   HamamatsuC9100-02
Sterownik grzałkiŚwiatowe instrumenty precyzyjne300354
Generator funkcyjnyAgilent technologies33210A
Wzmacniacz mocyrobotyDaje sygnał prądowy o amplitudzie do 4 A.
Pompy strzykawkoweKd ScientificKDS-220
ShutterVincent AssociatesUniblitz T132
Pęseta magnetycznadomowej robotyDwa bieguny elektromagnetyczne, każdy wykonany z cewki miedzianej z 2,120 zwojami drutu miedzianego o średnicy 0,56 mm i rdzeniami ze stopu miękkiego magnetycznego (Supra50-Arcelor Mittal, Francja) w kształcie kwadratu zgodnie z planem pokazanym na Rysunek 10. Dwa rdzenie są zamontowane na biegunie północnym skierowanym w stronę bieguna południowego, w celu wytworzenia siły magnetycznej w jednym kierunku wzdłuż długości kapilary. Zobacz szczegóły okablowania cewki na Rysunek 11.
Tabela 5: Optyka
Mikroskop odwrócony NikonTE-300
S Fluor x40 Obiektyw (NA 0.9, WD0.3)NikonJest to obiektyw o dużej długości roboczej, umożliwiający obserwację biofilmu w głębi.
Filtry epifluorescencyjne: 1) dla zielonej fluorescencji: Exc 480/20 nm; DM 495; Em 510/20  2) dla czerwonej fluorescencji: Exc 540/25 nm; DM 565; Em 605/55Chroma1)#49020 2)#31002Przemieszczenie cząstek po przyłożeniu siły jest rejestrowane za pomocą czerwonego bloku filtra fluorescencyjnego.
Tabela 6: Analiza obrazu
ImageJNIH - wtyczka
domowej do śledzenia cząstek

Bibliografia

  1. Hall-Stoodley, L., Costerton, J. W., Stoodley, P. Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases. Nat Rev Microbiol. 2, 95-108 (2004).
  2. Donlan, R. M. Biofilms: microbial life on surfaces. Emerg Infect Dis. 8, 881-890 (2002).
  3. Costerton, J. W., Stewart, P. S. Battling biofilms. Scientific American. 285, 74-81 (2001).
  4. Branda, S. S., Vik, S., Friedman, L., Kolter, R. Biofilms: the matrix revisited. Trends Microbiol. 13, 20-26 (2005).
  5. Flemming, H. C., Wingender, J. The biofilm matrix. Nat Rev Microbiol. 8, 623-633 (2010).
  6. Costerton, J. W., Stewart, P. S., Greenberg, E. P. Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science. 284, 1318-1322 (1999).
  7. Stewart, P. S., Franklin, M. J. Physiological heterogeneity in biofilms. Nat Rev Microbiol. 6, 199-210 (2008).
  8. Stoodley, P., Lewandowski, Z., Boyle, J. D., Lappin-Scott, H. M. Structural deformation of bacterial biofilms caused by short-term fluctuations in fluid shear: an in situ investigation of biofilm rheology. Biotechnology and bioengineering. 65, 83-92 (1999).
  9. Klapper, I., Rupp, C. J., Cargo, R., Purvedorj, B., Stoodley, P. Viscoelastic fluid description of bacterial biofilm material properties. Biotechnol Bioeng. 80, 289-296 (2002).
  10. Korstgens, V., Flemming, H. C., Wingender, J., Borchard, W. Uniaxial compression measurement device for investigation of the mechanical stability of biofilms. Journal of microbiological. 46, 9-17 (2001).
  11. Cense, A. W., et al. Mechanical properties and failure of Streptococcus mutans biofilms, studied using a microindentation device. Journal of microbiological methods. 67, 463-472 (2006).
  12. Shaw, T., Winston, M., Rupp, C. J., Klapper, I., Stoodley, P. Commonality of elastic relaxation times in biofilms. Physical Review Letters. 93, (2004).
  13. Towler, B. W., Rupp, C. J., Cunningham, A. B., Stoodley, P. Viscoelastic properties of a mixed culture biofilm from rheometer creep analysis. Biofouling. 19, 279-285 (2003).
  14. Lau, P. C., Dutcher, J. R., Beveridge, T. J., Lam, J. S. Absolute quantitation of bacterial biofilm adhesion and viscoelasticity by microbead force spectroscopy. Biophysical journal. 96, 2935-2948 (2009).
  15. Poppele, E. H., Hozalski, R. M. Micro-cantilever method for measuring the tensile strength of biofilms and microbial flocs. Journal of microbiological methods. 55, 607-615 (2003).
  16. Aggarwal, S., Poppele, E. H., Hozalski, R. M. Development and testing of a novel microcantilever technique for measuring the cohesive strength of intact biofilms. Biotechnology and bioengineering. 105, 924-934 (2010).
  17. Guélon, T., Mathias, J. -D., Stoodley, P. Biofilm Highlights. Series on Biofilms (eds Hans-Curt Flemming, Jost Wingender, & Ulrich Szewzyk). 5, Springer. Berlin Heidelberg. (2011).
  18. Galy, O., et al. Mapping of Bacterial Biofilm Local Mechanics by Magnetic Microparticle Actuation. Biophysical journal. 103, 1-9 (2012).
  19. Schnurr, B., Gittes, F., MacKintosh, F. C., Schmidt, C. F. Determining Microscopic Viscoelasticity in Flexible and Semiflexible Polymer Networks from Thermal Fluctuations. Macromolecules. 30, 7781-7792 (1997).
  20. Aggarwal, S., Hozalski, R. M. Effect of Strain Rate on the Mechanical Properties of Staphylococcus epidermidis Biofilms. Langmuir. 28, 2812-2816 (2012).
  21. Towler, B. W., Cunningham, A., Stoodley, P., McKittrick, L. A model of fluid-biofilm interaction using a Burger material law. Biotechnol Bioeng. 96, 259-271 (2007).
  22. Jones, W. L., Sutton, M. P., McKittrick, L., Stewart, P. S. Chemical and antimicrobial treatments change the viscoelastic properties of bacterial biofilms. Biofouling. 27, 207-215 (2011).
  23. Apgar, J., et al. Multiple-particle tracking measurements of heterogeneities in solutions of actin filaments and actin bundles. Biophysical journal. 79, 1095-1106 (2000).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

pinceta magnetycznaw a ciwo ci mechaniczne biofilmumapowanie parametr w lepkospr ystychanaliza biofilmu bakteryjnegoledzenie przemieszczenia cz stekzewn trzkom rkowe substancje polimerowesondy z cz stek magnetycznych

Powiązane artykuły