Złośliwe glejaki stanowią niejednorodną grupę wysoce naciekających nowotworów glejowych o wyraźnych cechach klinicznych i molekularnych. Pierwszorzędowe ksenoprzeszczepy ortotopowe podsumowują histopopatologiczne i molekularne cechy podtypów glejaka złośliwego w przedklinicznych modelach zwierzęcych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Pierwotne ksenoprzeszczepy glejaka ortotopowego podsumowują wzrost naciekowy i mutację dehydrogenazy izocytrynianowej I
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Złośliwe glejaki stanowią niejednorodną grupę wysoce naciekających nowotworów glejowych o wyraźnych cechach klinicznych i molekularnych. Pierwszorzędowe ksenoprzeszczepy ortotopowe podsumowują histopopatologiczne i molekularne cechy podtypów glejaka złośliwego w przedklinicznych modelach zwierzęcych. Aby modelować glejaki złośliwe stopnia III i IV WHO w testach transplantacyjnych, ludzkie komórki nowotworowe są ksenoprzeszczepowane do miejsca ortotopowego, mózgu, myszy z obniżoną odpornością. W przeciwieństwie do wtórnych ksenoprzeszczepów, które wykorzystują hodowane komórki nowotworowe, ludzkie komórki glejaka są oddzielane od wyciętych próbek i przeszczepiane bez wcześniejszego przejścia w hodowli tkankowej w celu wytworzenia pierwotnych ksenoprzeszczepów. Procedura opisana w tym raporcie szczegółowo opisuje przygotowanie próbki guza, przeszczep wewnątrzczaszkowy myszom z obniżoną odpornością, monitorowanie wszczepienia guza i pobranie guza w celu późniejszego przejścia do zwierząt biorców lub analizy. Przygotowanie komórek nowotworowych wymaga 2 godzin, a zabieg chirurgiczny wymaga 20 minut na zwierzę.
Wprowadzenie
Złośliwe glejaki to pierwotne nowotwory glejowe ośrodkowego układu nerwowego, które występują w mózgu, a czasami w rdzeniu kręgowym. Glejaki są klasyfikowane przez Światową Organizację Zdrowia (WHO) według histologicznego podobieństwa do astrocytów, oligodendrocytów lub komórek wyściółki, a następnie klasyfikowane numerycznie (od I do IV) pod względem patologicznych cech nowotworu. Najczęstszymi podtypami histologicznymi są gwiaździaki, skąpodrzewiaki i mieszane skąpogwiaki. Glejaki złośliwe o stopniu od II do IV wg WHO charakteryzują się inwazyjnym wzrostem i opornością na obecne terapie. Każdego roku w Stanach Zjednoczonych u około 15 750 osób diagnozuje się glejaka złośliwego, a szacuje się, że 12 740 pacjentów zapada na tę chorobę. Statystyki te podkreślają szczególnie śmiertelny charakter glejaków złośliwych i ważną potrzebę zwiększenia skuteczności terapeutycznej.
Modele nowotworowe są niezbędne do badania biologii nowotworów i terapii. Ludzkie linie komórkowe nowotworów stanowią ważny pierwszy krok w manipulacjach in vitro i badaniach ksenoprzeszczepów in vivo (ksenoprzeszczepy wtórne)1. Jednak standardowe hodowle komórek nowotworowych ulegają transformacji fenotypowej i genotypowej2-4, która może nie zostać przywrócona w ksenoprzeszczepach wtórnych5. Co więcej, zmiany genetyczne, takie jak mutacje dehydrogenazy izocytrynianowej (IDH) 6, odrębne populacje komórek macierzystych7 i zależność od kluczowych szlaków sygnałowych8 mogą zostać utracone w hodowlach komórek nowotworowych. Profile genomowe mogą być w lepszym stopniu utrzymane w hodowli nowotworów, choć nadal nie odzwierciedlają w pełni genotypu guzów pierwotnych2,3. Bezpośrednia transplantacja ortotopowa niweluje wpływy hodowli in vitro, zapewnia odpowiednie mikrośrodowisko i zachowuje integralność komórek inicjujących nowotwór9,10. W związku z tym pierwotne ksenoprzeszczepy stanowią potężny i istotny model przedkliniczny do rygorystycznego testowania środków celowanych, aby pomóc w racjonalnym projektowaniu przyszłych badań klinicznych5,11,12.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Przygotowanie zawiesiny komórek nowotworowych
Uwaga: Odpowiednie zgody instytucjonalne na wykorzystanie materiału pacjenta i zwierząt są wymagane do założenia i utrzymania pierwotnych ksenoprzeszczepów glejaka ortotopowego. W Vanderbilt University Medical Center wycięty materiał nowotworowy, który wykracza poza wymagany do celów diagnostycznych, jest pobierany za zgodą pacjenta do repozytorium tkanek badawczych. Próbki są oznaczane losowym 5-cyfrowym numerem bazy danych REDcap, a wszystkie identyfikatory specyficzne dla pacjenta są usuwane. Baza danych REDcap zawiera zanonimizowane dane kliniczne dla każdej próbki w repozytorium tkanek, w tym płeć, wiek (w latach), rasę, status przeżycia, patologię, leczenie raka, rok resekcji i czas do progresji. Aby zachować sterylność i zoptymalizować skuteczność metody pierwotnego ksenoprzeszczepu, wszystkie odczynniki, autoklawowane parowo narzędzia chirurgiczne oraz miejsce operacyjne powinny być wcześniej zebrane lub przygotowane
.Uwaga: Próbki glejaka często zawierają duże ilości mieliny i zanieczyszczeń. W zależności od wielkości próbki może być konieczne użycie więcej niż 4 nieciągłych rurek gradientowych w celu odpowiedniego usunięcia mieliny i zanieczyszczeń.
Uwaga: Proces jest zakończony, gdy nie ma żadnej lub pozostało niewiele wyraźnie widocznej niezdysocjowanej tkanki. Unikaj wprowadzania pęcherzyków podczas procesu rozcierania.
>Uwaga: Żywotność komórek po dysocjacji wynosi zazwyczaj >90%. Niższa żywotność może odzwierciedlać wiele zmiennych, w tym nieoptymalne obchodzenie się z tkankami lub czas transportu z sali operacyjnej, metodę kriokonserwacji lub technikę dysocjacji papainy. Niższa żywotność komórek może być jednak nadal wystarczająca, o ile wystarczająca liczba żywotnych komórek może zostać przeszczepiona w odpowiedniej objętości. Na każdą mysz wszczepia się 50 000-200 000 żywotnych komórek o objętości 2 μl. Ze względu na ściętą końcówkę igły strzykawki, do końcowej objętości należy dodać dodatkowe 5 μl zawiesiny komórek, aby zapewnić możliwość pobrania do strzykawki odpowiedniego materiału do każdego wstrzyknięcia. Na przykład, aby wstrzyknąć 2 μl/mysz dla 5 myszy, końcowa objętość powinna wynosić 15 μl (15 μl = (5 x 2 μl) + 5 μl).
- Umieść świeżo wycięty, pozbawiony elementów identyfikujących materiał pacjenta w sterylnym, zamkniętym pojemniku na lodzie w celu transportu do laboratorium. Próbkę należy przetworzyć bezpośrednio do przeszczepu lub poddać ją kriokonserwacji w ciekłym azocie (patrz poniżej) w celu przechowywania w ciekłym azocie i późniejszego wykorzystania.
- Przygotuj roztwory dysocjacji papainy (roztwór papainy, roztwór inhibitora przemywki/proteazy i roztwór o nieciągłym gradicy) w sterylnym kapturze z elementami zestawu i instrukcjami dostarczonymi przez producenta. Oznaczyć sterylne probówki stożkowe z polistyrenu o pojemności 15 ml i rozprowadzić roztwory w następujący sposób:
- Probówka 1: 5 ml roztworu papainy
- Probówka 2: 3 ml roztworu do przemywania / inhibitora proteazy
- Probówki 3-6: po 5 ml roztworu o nieciągłym gradinie
- Umieścić próbkę glejaka w probówce 1 z 5 ml roztworu papainy i rozcierać pipetą o pojemności 5 ml przez 10-20 minut.
- Pipetować materiał w górę i w dół 10 razy, a następnie inkubować materiał przez 2-3 minuty w temperaturze pokojowej przed rozpoczęciem kolejnego cyklu rozcierania.
- Umieścić końcówkę pipety o pojemności 5 ml bliżej dna stożkowej probówki przy każdym cyklu rozcierania w taki sposób, aby końcówka dotykała dna probówki przez ostatnie 2 cykle.
- Wirować przy 300 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Usunąć supernatant i odpipetować osad w górę i w dół 10 razy w 3 ml roztworu do przemywania / inhibitora proteazy.
- Ostrożnie nałożyć równą objętość zawiesiny na każdy z 5 ml roztworów o nieciągłym gradinie (probówki 3-6), za pomocą pipetora ustawionego na "grawitacyjną" prędkość dozowania.
- Umieścić probówki w wirówce wyposażonej w wirnik z wahliwym kubełkiem, przy prędkości przyspieszenia zmniejszonej do najniższego ustawienia i wyłączonym hamulcu. Wirować przy 76 x g przez 12 minut w temperaturze pokojowej. Przy wyłączonym hamulcu wirowanie jest zazwyczaj zakończone po 20 minutach.
- Usunąć sklarowany osad, ponownie zawiesić i połączyć każdą osadkę w 5 ml sterylnie zbilansowanego roztworu soli i umieścić komórki na lodzie.
- Usunąć część (10-100 μl) zawiesiny komórek i określić gęstość żywotnych komórek przez wykluczenie błękitu trypanowego za pomocą hemocytometru.
- Wirować przy 300 x g przez 5 minut. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić osad komórkowy w gęstości 25 000-125 000 żywych komórek na μl.
- Przenieść odpowiednią objętość zawiesiny komórek do probówki mikrowirówkowej o pojemności 200 μl (probówka do PCR) i umieścić na lodzie.
2. Przygotowanie pola operacyjnego i narzędzi
Uwaga: Podczas zabiegu noszone są sterylne rękawiczki chirurgiczne. W zależności od wymagań każdej instytucji mogą być wymagane fartuchy chirurgiczne, czepki i osłony twarzy.
- Przygotuj zdezynfekowany blat do operacji gryzoni z wydzielonymi przylegającymi obszarami do przygotowania zwierząt, pola operacyjnego i odzyskiwania zwierząt.
- Sterylizuj narzędzia chirurgiczne w autoklawie parowym. Następnie użyj sterylizatora z gorącymi kulkami, aby wysterylizować narzędzia podczas przechodzenia z jednego zwierzęcia na drugie.
3. Indukcja, znieczulenie i analgezja
Uwaga: Operacje trwające dłużej niż 15 minut od momentu znieczulenia myszy wymagają kontaktowego źródła ciepła. Aby zapobiec hipotermii, myszy są wyposażone w źródło ciepła (krążący koc z gorącą wodą) w okresie przed- i pooperacyjnym.
- Przygotować koktajl ketamina/ksylazyna do znieczulenia indukcyjnego w taki sposób, aby każda mysz otrzymywała ketaminę w dawce 100 mg/kg i ksylazynę w dawce 10 mg/kg poprzez wstrzyknięcie 10 μl koktajlu na gram masy ciała.
- Tabela 1. Koktajl znieczulający.
Koncentracja zapasów Wolumin do przygotowania Jedna mysz Pięć myszy dziesięć myszy Ketamina 100 mg/ml 25 μl 125 μl 250 μl Ksylazyna 100 mg/ml 2,5 μl 12,5 μl 25 μl Sól fizjologiczna 223 μl 1,113 μl 2,225 μl Razem 250 ul 1 250 μl 2 500 μl - Przygotować roztwór ketoprofenu do analgezji, rozcieńczając roztwór podstawowy (10 mg/ml) w stosunku 1:20 w sterylnej, wolnej od ropy naftowej wodzie, tak aby każda mysz otrzymała dawkę 5 mg/kg poprzez wstrzyknięcie 10 μl roztworu na gram masy ciała.
- Zważ i zapisz wagę przedoperacyjną. Waga poszczególnych myszy jest różna, ale zazwyczaj waha się od 18 do 22 g.
- Wstrzyknąć 10 μl koktajlu ketamina/ksylazyna na gram masy ciała myszy do przestrzeni dootrzewnowej za pomocą strzykawki insulinowej. Na przykład wstrzyknij 200 μl na 20 g myszy.
- Określ, czy mysz jest w pełni znieczulona przez uszczypnięcie palca tylnej nogi. Zwykle potrzeba 3-5 minut, aby mysz przestała się wycofywać z uszczypnięcia.
- Wstrzyknąć 10 μl roztworu ketoprofenu na gram masy ciała myszy podskórnie w luźną skórę boku za pomocą strzykawki insulinowej. Na przykład wstrzyknij 200 μl na 20 g myszy.
- Ogolić włosy nad czaszką maszynką do strzyżenia, wyszorować odsłoniętą skórę głowy powidonem za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką, a następnie przetrzeć wacik nasączony alkoholem. Powtórz te kroki, peeling powidonowo-jodowy i wacik nasączony alkoholem, jeszcze dwa razy.
- Nałóż maść okulistyczną na oczy myszy.
- Wykonaj 1 cm nacięcie w linii środkowej rozciągające się od tyłu uszu do tuż przed oczami za pomocą sterylnego ostrza skalpela.
- Umieść mysz pod lunetą sekcyjną i odsłoń czaszkę, aby zidentyfikować linie szwów. Wykonując okrężne ruchy wiertłem, wyśrodkuj otwór w kształcie zadzioru 2,5 mm po bokach od bregmy i 1 mm za szwem koronalnym.
4. Przeszczep wewnątrzczaszkowy
Uwaga: Objętości iniekcji przekraczające 2,5 μl mogą być śmiertelne dla myszy.
- Umieść mysz na ramie stereotaktycznej, zaczepiając górne siekacze o pręt siekacza i zakładając zacisk na nos tak, aby czaszka była mocno trzymana w neutralnej pozycji.
- Kilkakrotnie pobrać 5-10 μl komórek w probówce mikrowirówki w górę iw dół do 10 μl strzykawki Hamiltona zaciśniętej w uchwycie sondy manipulatora stereotaktycznego, aby wymieszać zawiesinę i wyeliminować pęcherzyki. Nacisnąć tłok w taki sposób, aby do strzykawki napełnić się 2 μl (objętość wystarczająca do wstrzyknięcia jednego zwierzęcia).
- Pociągnij boczną krawędź nacięcia skóry, aby odsłonić otwór zadzioru i za pomocą mikromanipulatora wprowadź igłę do otworu zadziorów tak, aby ścięta część znajdowała się tuż pod powierzchnią czaszki.
- Przesunąć igłę o 3 mm, a następnie wycofać igłę o 0,5 mm, aby zrobić miejsce do wstrzyknięcia.
- Przesuwać tłok powoli przez 30 sekund, a następnie pozostawić igłę w mózgu przez dodatkowe 2 minuty. Stopniowo wyjmować igłę, wznosząc się o 0,5 mm i czekając dodatkowe 30 sekund przed wyjęciem igły z mózgu.
- Wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej i zamknij ranę za pomocą automatycznego klipsa.
- Umieść mysz na podkładce rozgrzewającej, aby utrzymać temperaturę ciała i stale monitorować wzorzec oddychania i kolor błon śluzowych i odsłoniętych tkanek (podeszew stóp).
- Umieść mysz w sterylnej klatce z mikroizolatorem, gdy w pełni wyzdrowieje ze znieczulenia (mostkowego i ambulatoryjnego) i zwróć ją do pomieszczenia dla zwierząt.
5. Opieka i obserwacja zwierząt po implantacji
Uwaga: Najbardziej wiarygodnym wskaźnikiem wszczepienia guza i naciekającego wzrostu jest stopniowa, trwała utrata wagi, której towarzyszy rozwój zgarbionej postawy i szorstkiej sierści. W rzadkich przypadkach obserwuje się deficyty neurologiczne, które obejmują ataksję, niedowład i drgawki. Ortotopowe ksenoprzeszczepy pierwotne są wysoce inwazyjne i rozwijają się przez długi okres czasu. Myszy zazwyczaj wykazują objawy wzrostu guza 3-6 miesięcy po przeszczepie.
- Codziennie obserwuj myszy z ksenoprzeszczepami ortotopowymi pod kątem przyjmowania pokarmu i wody, zachowania, pielęgnacji i oznak infekcji w miejscu nacięcia.
- Podawać ketoprofen (5 mg/kg podskórnie, 1-2 razy dziennie), jeśli po operacji obserwuje się ból lub niepokój.
- Usuń autoclipy 8-10 dni po zabiegu.
- Waż myszy co tydzień.
- Monitoruj oznaki i objawy wszczepienia guza.
6. Zbieranie nowotworów
Uwaga: Dzięki tej metodzie, pierwszy wycinek koronalny zawiera tylną część opuszki węchowej i przednią część płatów czołowych. Wszczepiony guz jest najliczniej występujący w prawej półkuli kolejnych 3 wycinków koronalnych (plasterek #2, #3 i #4), a celownik iniekcyjny jest rutynowo zawarty w wycinku koronalnym #3. W zależności od potrzeb eksperymentalnych, materiał może być stosowany do pasażu guza, zamrożonych skrawków tkanek, skrawków tkanek zatopionych w parafinie utrwalonej w formalinie, cytometrii przepływowej zdysocjowanej tkanki, hodowli komórkowej lub lizatów do analizy DNA, RNA lub białek. Fragmenty guza mogą być kriokonserwowane na przyszłe potrzeby z żywotnością komórek w zakresie 80-95%.
- Eutanazja myszy przez długotrwałą ekspozycję na dwutlenek węgla, a następnie zwichnięcie szyjki macicy.
- Zdekapituj głowy uśpionym myszom u podstawy mózgu (poziom otworu wielkiego) za pomocą większej pary nożyczek chirurgicznych i pociągnij skórę od nacięcia do przodu, aby całkowicie odsłonić czaszkę.
- Usuń mózg.
- Włóż jedną końcówkę cienkich nożyczek chirurgicznych w boczną stronę otworu wielkiego, aby wypoziomować lewy zewnętrzny przewód słuchowy, aby przeciąć kość potyliczną wzdłuż lewej strony czaszki. Wykonaj to samo cięcie po prawej stronie.
- Przetnij kość potyliczną wzdłuż płaszczyzny koronalnej od jednego zewnętrznego przewodu słuchowego do drugiego i usuń kość, aby odsłonić móżdżek.
- Przetnij płytki kostne nosa między oczami.
- Przeciąć szew strzałkowy, przecinając z tyłu wzdłuż szwu strzałkowego od płytek kości nosowej do bregmy. Wykonaj nacięcie w linii środkowej wzdłuż szwu strzałkowego, przecinając z przodu od lambdy do bregmy.
- Ostrożnie włóż końcówkę cienkiej pary kleszczy wzdłuż otworu strzałkowego z każdej strony, aby rozerwać zrost opony twardej czaszki do mózgu, a następnie oderwij dwie połówki czaszki z boku, aby odsłonić grzbietowo mózg i opuszki węchowe.
- Wsuń kleszcze między brzuszną część opuszki węchowej a czaszkę, aby uwolnić wszelkie zrosty.
- Przechyl czaszkę do tyłu, aby umożliwić cofnięcie mózgu, tak aby nerwy wzrokowe i inne nerwy czaszkowe były odsłonięte. Przeciąć nerwy czaszkowe, aby uwolnić mózg do naczynia zawierającego sterylny PBS.
- Przenieś mózg za pomocą szpatułki do ważenia do krajalnicy matrycowej i wygeneruj 2 mm plastry koronalne za pomocą żyletek.
- Ułóż plastry koronalne w naczyniu zawierającym sterylny PBS do dalszej kontroli wzrokowej i dalszego przetwarzania tkanek.
7. Kriokonserwacja nowotworów
- Przygotować roztwór podstawowy pożywki do kriokonserwacji.
- Dodać 50 ml suplementu proliferacyjnego, 5 ml 100x roztworu penicyliny i streptomycyny oraz 450 μl 0,2% heparyny do 450 ml podłoża podstawowego.
- Przechowywać roztwór podstawowy w temperaturze 4 °C z dala od światła.
- Przygotuj roztwór roboczy pożywki do krioprezerwacji.
- Połączyć 47,5 ml pożywki do kriokonserwacji i 2,5 ml sterylnego DMSO w stożkowej probówce polipropylenowej o pojemności 50 ml i dobrze wymieszać.
- Podaniec 1,0 ml roztworu roboczego do każdego kriowialu i przechowywać w temperaturze 4 °C, chronić przed światłem.
- Umieść jeden 2-milimetrowy wycinek koronalny ksenoprzeszczepowanego mózgu w kriowialnym pożywce zawierającej kriokonserwację na lodzie.
- Szczelnie zakręcić fiolkę i umieścić ją w pojemniku do zamrażania w temperaturze -80 °C. Następnego dnia przenieść kriowial do zbiornika z ciekłym azotem w celu dłuższego przechowywania.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Rozdzielone komórki glejaka są przeszczepiane bezpośrednio do mózgów myszy z niedoborem odporności w celu uzyskania pierwotnych linii ksenoprzeszczepów ortotopowych. Każdemu preparatowi nowotworowemu przed przeszczepieniem przypisuje się zrandomizowany numer w ramach procesu deidentyfikacji w celu usunięcia chronionych informacji zdrowotnych. W tym celu stosujemy 5-cyfrowy numer bazy danych REDcap. Rysunek 1 ilustruje proces i nazewnictwo tworzenia linii ksenoprzeszczepu z glejaka wielopostaciowego (GBM ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Hodowane linie komórkowe, ksenoprzeszczepy i genetycznie modyfikowane myszy są najczęstszymi metodami modelowania glejaków, akażdy system modelowy ma wyraźne korzyści i ograniczenia. Istotne korzyści płynące z pierwotnych ksenoprzeszczepów glejaka ortotopowego obejmują wzrost naciekający, który jest typowy dla rozlanych glejaków, oraz zatrzymywanie zmian genetycznych i ważnych mechanizmów sygnalizacyjnych, które mogą być niezwykle trudne do utrzymania w hodowanych komórkach glejaka. Na przykład mutacje dehydro...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.
Podziękowania
Jesteśmy szczególnie wdzięczni pacjentom z Vanderbilt University Medical Center, którzy dostarczyli bezcenny materiał badawczy dla Molekularnego Banku Tkanek Neurochirurgicznych. Dziękujemy tym, którzy założyli i utrzymują Bank Tkanek, dr Reidowi C. Thompsonowi (głównemu badaczowi), Cherryl Kinnard RN (pielęgniarce badawczej) i Larry'emu A. Pierce'owi MS (kierownikowi). Usługi histologiczne zostały częściowo wykonane przez Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Translational Pathology Shared Resource (wspierany przez nagrodę 5P30 CA068485 dla Vanderbilt-Ingram Cancer Center). Prace te były wspierane przez granty dla MKC z NINDS (1R21NS070139), Burroughs Wellcome Fund i funduszy rozwoju VMC. MKC jest wspierane przez Departament ds. Weteranów, Administrację Zdrowia Weteranów, Biuro Badań i Rozwoju, Laboratorium Biomedyczne Badań i Rozwoju poprzez grant 1 I01 BX000744-01. Treść nie reprezentuje poglądów Departamentu ds. Weteranów ani rządu Stanów Zjednoczonych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
Hamilton 0,6 mm
LK003150zajmującej się zaopatrzeniem weterynaryjnym<< pięknej
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Sól fizjologiczna buforowana fosforanami | Life Technologies | 14040-133 | |
| System dysocjacji papainy | Worthington Biochemical Corp. | ||
| Roztwór błękitu trypanowego 0,4% | Life Technologies | 15250061 | |
| Ketamina HCl | Otrzymywany z apteki instytucjonalnej lub lokalnej firmy | ||
| Ksylazyna HCl | |||
| Ketoprofen | |||
| Maść okulistyczna | |||
| jod powidonu | Fisher Scientific | 190061617 | |
| Pożywka kriokonserwacyjna i suplement proliferacyjny | StemCell Technologies | 05751 | |
| 0,2% Sól sodowa heparyny w PBS | StemCell Technologies | 07980 | < p> |
| Penicylina-streptomycyna | Technologie życia | 15140-122 | |
| dimetylosulfotlenek | Sigma-Aldrich | D6250-5X10ML | |
| NOD. Cg-Prkdcscid I/2rgtm1Wjl/SzJ myszy | The Jackson Laboratory | 005557 | myszy NSG |
| Przeciwciało anty-ludzkiej wimentyny | Dako | M7020 | Użyj 1:200 do 1:800 |
| < p>Przeciwciało przeciw ludzkiemu IDH1 R132H | Dianova | DIA-H09 | Użyj 1:100 do 1:400 |
| Wirówka z wahadłowym wirnikiem kubełkowym | p> | ||
| Pipeter z regulacją prędkości dozowania | |||
| Jednorazowy hemocytometr | Fisher Scientific | 22-600-100 | |
| Sterylne rękawiczki chirurgiczne | Fisher Scientific | 11-388128 | |
| Fartuch jednorazowy | Fisher Scientific | 18-567 | |
| Chirurgiczny maska | Fisher Scientific | 19-120-1256 | |
| strzykawka tuberkulinowa | BD | p>305620 | |
| Podkładki nasączone alkoholem | Fisher Scientific | 22-246-073 | |
| Przenośna waga elektroniczna | Fisher Naukowy | 01-919-33 | |
| mikroskop stereoskopowy z zoomem | |||
| Maszynka do strzyżenia chirurgicznego | Stoelting | 51465 | |
| Rękojeść skalpela | Narzędzia Fine Science | 10003-12 | |
| Ostrza skalpela, #10 | |||
| Przyrząd stereotaktyczny | Stoelting | 51730 | |
| Wiertarka szybkoobrotowa | Stoelting | 51449 | |
| Wiertło, S | Stoelting | 514552 | |
| p > | Hamilton | 80336 | |
| Autoclip, 9 mm | BD | p>427630 | |
| Podkładka rozgrzewająca wodę obiegową | Kent Scientific | TP-700 TP-1215EA | |
| Suchy sterylizator z gorącymi kulkami | Kent Scientific | INS300850 | |
| Nożyczki chirurgiczne | Narzędzia do nauki | 14101-14 | |
| Drobne nożyczki | Narzędzia naukowe | 14094-11 | |
| Nożyczki sprężynowe | Narzędzia naukowe | 15018-10 | |
| Kleszcze Dumonta | Narzędzia naukowe | 11251-30 | |
| Szpatułki półmikro | Fisher Scientific | 14374 | |
| Matryca krajalnicy mózgu myszy | Zivic Instruments | BSMAS002-1 | |
| Fiolki do przechowywania kriogenicznego | Fisher Scientific | 12-567-501 |
Bibliografia
- Johnson, J. I., et al. Relationships between drug activity in NCI preclinical in vitro and in vivo models and early clinical trials. Br. J. 84, 1424-1431 (2001).
- Witt Hamer, D. e, C, P., et al. The genomic profile of human malignant glioma is altered early in primary cell culture and preserved in spheroids. Oncogene. 27, 2091-2096 (2008).
- Lee, J., et al. Tumor stem cells derived from glioblastomas cultured in bFGF and EGF more closely mirror the phenotype and genotype of primary tumors than do serum-cultured cell lines. Cancer Cell. 9, 391-403 (2006).
- Pandita, A., Aldape, K. D., Zadeh, G., Guha, A., James, C. D. Contrasting in vivo and in vitro fates of glioblastoma cell subpopulations with amplified EGFR. Genes Chromosomes Cancer. 39, 29-36 (2004).
- Daniel, V. C., et al. A primary xenograft model of small-cell lung cancer reveals irreversible changes in gene expression imposed by culture in vitro. Cancer Res. 69, 3364-3373 (2009).
- Piaskowski, S., et al. Glioma cells showing IDH1 mutation cannot be propagated in standard cell culture conditions. Br. J. Cancer. 104, 968-970 (2011).
- Vescovi, A. L., Galli, R., Reynolds, B. A. Brain tumour stem cells. Nat. Rev. 6, 425-436 (2006).
- Sasai, K., et al. Shh pathway activity is down-regulated in cultured medulloblastoma cells: implications for preclinical studies. Cancer Res. 66, 4215-4222 (2006).
- Shu, Q., et al. Direct orthotopic transplantation of fresh surgical specimen preserves CD133+ tumor cells in clinically relevant mouse models of medulloblastoma and glioma. Stem Cells. 26, 1414-1424 (2008).
- Suggitt, M., Bibby, M. C. 50 years of preclinical anticancer drug screening: empirical to target-driven approaches. Clin. Cancer Res. 11, 971-981 (2005).
- Kerbel, R. S. Human tumor xenografts as predictive preclinical models for anticancer drug activity in humans: better than commonly perceived-but they can be improved. Cancer Biol. Ther. 2, 134-139 (2003).
- Park, C. Y., Tseng, D., Weissman, I. L. Cancer stem cell-directed therapies: recent data from the laboratory and clinic. Mol. Ther. 17, 219-230 (2009).
- Carlson, B. L., Pokorny, J. L., Schroeder, M. A., Sarkaria, J. N. Establishment, maintenance and in vitro and in vivo applications of primary human glioblastoma multiforme (GBM) xenograft models for translational biology studies and drug discovery. Curr. Protoc. Pharmacol. Chapter. 14, (2011).
- Hambardzumyan, D., Parada, L. F., Holland, E. C., Charest, A. Genetic modeling of gliomas in mice: new tools to tackle old problems. Glia. 59, 1155-1168 (2011).
- Sarangi, A., et al. Targeted inhibition of the Hedgehog pathway in established malignant glioma xenografts enhances survival. Oncogene. 28, 3468-3476 (2009).
- Valadez, J. G., et al. Identification of Hedgehog pathway responsive glioblastomas by isocitrate dehydrogenase mutation. Cancer Lett. 328, 297-306 (2013).
- Bar, E. E., et al. Cyclopamine-mediated hedgehog pathway inhibition depletes stem-like cancer cells in glioblastoma. Stem Cells. 25, 2524-2533 (2007).
- Ehtesham, M., et al. Ligand-dependent activation of the hedgehog pathway in glioma progenitor cells. Oncogene. 26, 5752-5761 (2007).
- Kelly, J. J., et al. Oligodendroglioma cell lines containing t(1;19)(q10;p10. Neuro-oncology. 12, 745-755 (2010).
- Quintana, E., et al. Efficient tumour formation by single human melanoma cells. Nature. 456, 593-598 (2008).
- Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. J. Immunol. 174, 6477-6489 (2005).
- Singh, S. K., et al. Identification of human brain tumour initiating cells. Nature. 432, 396-401 (2004).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
Przeglądaj więcej artykułów
