Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Proste urządzenie stymulujące do wywoływania punktowych bodźców dotykowych: szperacz do przejść LFP do skoków

9.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50941

⸱

25 marca 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Molecular Bioimaging and Physiology (IBFM), Department of Biomedicine, National Research Council, 2Institute of Biomedical Technologies (ITB), Department of Biomedicine, National Research Council, 3Faculty of Life Sciences, University of Manchester

W tym artykule

Podsumowanie

Aby wyjaśnić skomplikowane przejście od lokalnych potencjałów pola (LFP) do skoków, zbudowano odpowiedni stymulator dla lekkich mechanicznych bodźców peryferyjnych. Jako zastosowanie, czynności związane z impulsami zarejestrowanymi przez korę somatosensoryczną zostały przeanalizowane za pomocą wielocelowej strategii optymalizacji. Wyniki pokazały, że proponowany stymulator był w stanie dostarczać bodźce dotykowe z dokładnością do milisekund i milimetrów.

Streszczenie

Obecne badania neurofizjologiczne mają na celu opracowanie metodologii badania trasy sygnału od neuronu do neuronu, a mianowicie w przejściach od impulsów do lokalnych potencjałów pola (LFP) i od LFP do skoków.

LFPs mają złożoną zależność od aktywności spike, a ich związek jest nadal słabopoznany1. Wyjaśnienie tych zależności sygnałowych byłoby pomocne zarówno w diagnostyce klinicznej (np. paradygmaty stymulacji dla Głębokiej Stymulacji Mózgu), jak i w głębszym zrozumieniu strategii kodowania neuronalnego w stanach normalnych i patologicznych (np. padaczka, choroba Parkinsona, ból przewlekły). W tym celu należy rozwiązać problemy techniczne związane z urządzeniami stymulacyjnymi, paradygmatami stymulacji i analizami obliczeniowymi. W związku z tym opracowano specjalne urządzenie stymulacyjne, aby dostarczać bodźce dobrze regulowane w przestrzeni i czasie, które nie podlegają rezonansowi mechanicznemu. Następnie, jako egzemplifikację, wyodrębniono zestaw wiarygodnych zależności LFP-spaczek.

Wydajność urządzenia została zbadana przez nagrania zewnątrzkomórkowe, łącznie skoki i reakcje LFP na zastosowane bodźce, z pierwotnej kory somatosensorycznej szczura. Następnie, za pomocą wielocelowej strategii optymalizacyjnej, oszacowano model predykcyjny występowania skoków w oparciu o LFP.

Zastosowanie tego paradygmatu pokazuje, że urządzenie jest odpowiednio przystosowane do dostarczania stymulacji dotykowej o wysokiej częstotliwości, przewyższając popularne siłowniki piezoelektryczne. Jako dowód skuteczności urządzenia przedstawiono następujące wyniki: 1) czas i wiarygodność odpowiedzi LFP dobrze pasują do odpowiedzi szczytowych, 2) LFP są wrażliwe na historię stymulacji i rejestrują nie tylko średnią odpowiedź, ale także wahania aktywności skoków między próbami i wreszcie, 3) przy użyciu sygnału LFP możliwe jest oszacowanie szeregu modeli predykcyjnych, które ujmują różne aspekty aktywność skokowa.

Wprowadzenie

W kontekście przetwarzania sygnału, odpowiedź impulsowa stanowi fundamentalną charakterystykę zachowania układu dynamicznego.

Chociaż idealny bodziec impulsowy jest praktycznie nieosiągalny, możliwe jest uzyskanie jego rozsądnego przybliżenia za pomocą elementu aktywującego, który generuje przemieszczenia o wysokiej częstotliwości. Wiadomo, że ten rodzaj lekkiej stymulacji dotykowo-wibracyjnej jest ukierunkowany zarówno na głęboką skórę (np. szybko reagujące, szybko adaptujące się ciałka Paciniana)2, jak i na receptory powierzchowne (np. niskoprogowe, wolno adaptujące się dyskoidalne struktury Merkla)2.

Urządzenia do stymulacji prądu, głównie siłowniki piezoelektryczne, mają wiele wad, nie tylko rezonanse i małe przemieszczenia. Aby przezwyciężyć te wady, zaproponowano alternatywną implementację stymulacji impulsowej za pomocą końcówki (w naszym przypadku końcówki wygładzonej kaktusem) zamontowanej pionowo na środku membrany stożka głośnika średniotonowego. Zapewnia to przewagę w postaci większych przemieszczeń i szerszego spektrum częstotliwości.

Skutecznym zastosowaniem takiego urządzenia było badanie istotnego problemu neurofizjologicznego zależności LFP od skoków. Ze względu na subtelny związek czasowy między tymi zdarzeniami elektrycznymi, potrzebne było precyzyjnie regulowane urządzenie do dostarczania bodźców obwodowych. Bodźce musiały być jak najszybsze i jak najbardziej selektywne przestrzennie, aby zredukować "szum tła" i wyostrzyć interesujące sygnały. W tym celu urządzenie stymulujące i protokół dostarczania bodźca zostały wspólnie zoptymalizowane pod kątem tego zadania. W niniejszym artykule opisujemy tę technikę i przedstawiamy reprezentatywne wyniki.

Protokół stymulacji oparty na randomizowanych, sparowanych impulsach został zaprojektowany i zoptymalizowany w celu uniknięcia przyzwyczajenia. Protokół ten oferował przewagę klasycznych sparowanych impulsów i zmniejszał możliwość fałszywego blokowania między bodźcami i spontanicznych okresowych wybuchów aktywności neuronalnej.

Korzystając z tego losowo sparowanego impulsu, można było uzyskać szybkie i niezawodne odpowiedzi LFP i skoki oraz uchwycić szczególną cechę tych odpowiedzi związaną z zależnością zarówno LFP, jak i skoków od historii stymulacji. Rzeczywiście, z surowych odpowiedzi LFP wyodrębniono również zestaw trzech cech LFP (sam LFP, pierwsza pochodna LFP i faza pierwszej pochodnej) silnie skorelowanych ze średnią odpowiedzią na skok.

Zaproponowano kilka metod dopasowania modeli przewidujących skoki na podstawie LFP3,4. Ogólnie rzecz biorąc, punktem krytycznym procesu dopasowania modelu, wspólnym również dla przewidywania zdarzenia skokowego na podstawie sygnału bodźca, jest odpowiedni wybór funkcji celu w celu maksymalizacji/minimalizacji. Chociaż zaproponowano szereg obiektywnych funkcji (np. korelacja i koherencja)5, żadna z nich nie oddaje łącznie całej złożoności reakcji skoków. W związku z tym wprowadzany jest nowatorski framework oparty na optymalizacji wielocelowej. Pokazujemy, że przy użyciu proponowanej, opracowanej i tej ramy obliczeniowej możliwe jest oszacowanie zestawu modeli predykcyjnych opartych na silnych relacjach LFP do skoków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Oświadczenie etyczne

Aby zbadać, w jaki sposób bodźce sensoryczne są reprezentowane przez aktywność neuronalną, nie ma alternatywy dla wykorzystania zwierząt oraz podejścia in vivo. Wszystkie zwierzęta były traktowane zgodnie z włoskimi i europejskimi przepisami dotyczącymi traktowania zwierząt w badaniach naukowych (Włoski Komitet Bioetyczny, Dekret prawny o traktowaniu zwierząt w badaniach, 27 stycznia 1992 r., nr 116). Narodowa Rada Badawcza, w której przeprowadzono eksperymenty, przestrzega wytycznych Międzynarodowego Komitetu Nauk o Zwierzętach Laboratoryjnych (ICLAS) w imieniu Organizacji Narodów Zjednoczonych do spraw Oświaty, Nauki i Kultury (UNESCO), Rady Międzynarodowych Organizacji Nauk Medycznych (CIOMS) oraz Międzynarodowej Unii Nauk Biologicznych (IUBS). W związku z tym nie było wymagane zatwierdzenie konkretnego protokołu. Zgoda Ministerstwa Zdrowia została zarejestrowana w aktach Komitetu Etycznego Uniwersytetu w Mediolanie pod numerem „Biella 1, 3/2011”.

1. Przygotowanie zwierząt doświadczalnych

  1. Wybierz samce szczurów o masie ciała około 300-400 g.
  2. Zanurz szczury w znieczuleniu w celu przygotowania do eksperymentu.
    1. Wstrzyknij dootrzewnowo roztwór barbituranów (pentobarbital, 50 mg/kg do indukcji, 10 mg/kg do podtrzymania znieczulenia).
    2. Sprawdź poziom znieczulenia za pomocą mechanicznych bodźców o niskim i wysokim progu na łapie, upewniając się, że nie występuje odruch cofania.
    3. Przygotuj skórę czaszki, dokładnie goląc sklepienie czaszki, a następnie wykonaj nacięcie, aby odsłonić powierzchnię czaszki.
    4. Kaniuluj tchawicę za pomocą kaniuli tchawiczej (średnica wewnętrzna 2 mm, średnica zewnętrzna 2.5 mm), mocując ją poprzez chirurgiczne podwiązanie wokół samej tchawicy.
    5. Bocznie od odcinka tchawicy odsłoń żyłę szyjną i zakaniuluj ją, wprowadzając kaniulę (PE10) połączoną ze strzykawką i mocując ją poprzez chirurgiczne podwiązanie wokół naczynia.
  3. Umieść szczura w aparacie stereotaktycznym.
    1. Zabezpiecz ciało szczura i ułóż go w pozycji grzbietowej.
    2. Ustabilizuj głowę za pomocą prętów usznych i zablokuj pysk. Przed założeniem prętów usznych zakropl do ucha szczura jedną lub dwie krople znieczulenia miejscowego (lidokaina).
  4. Reguluj temperaturę podkładki stereotaktycznej za pomocą elektronicznie sterowanej maty grzewczej, utrzymując temperaturę na poziomie 37.5 °C.
  5. Podłącz rurkę tchawiczą do urządzenia do znieczulenia oddechowego.
    1. Ustaw urządzenie do znieczulenia oddechowego na 1 cykl/s, podając izofluran (2.5% 0.4-0.8 L/min) oraz O2 (0.15-0.2 L/min).
  6. Starannie oczyść sklepienie czaszki za pomocą miejscowego środka antyseptycznego na bazie powidonu z jodem.
  7. Używając sterylnego skalpela, wykonaj nacięcie wzdłuż linii środkowej od nasady pyska do kąta kości potylicznej.
    1. Rozszerz brzegi rany za pomocą rozwieraka i utrwal je za pomocą dwóch małych kleszczyków chirurgicznych przyłożonych do brzegów rany.
    2. Zidentyfikuj okostną, kierując światło na sklepienie czaszki i obserwując powierzchnię półprzezroczystą. Ostrożnie zeskrob sklepienie kostne, usuwając okostną i odsłaniając powierzchnię kości.
    3. Zapewnij hemostazę za pomocą tamponu bawełnianego lub gąbki chirurgicznej na powierzchni kości, jeśli pojawią się ogniskowe krwawienia.
  8. Za pomocą cienkopisowego pisaka wyznacz punkt stereotaktyczny bregma w miejscu przecięcia szwów pośrodkowego strzałkowego i czołowego.
    1. Pod kontrolą mikroskopu chirurgicznego zidentyfikuj obszar stereotaktyczny (S1HL) nad korą somatosensoryczną po stronie przeciwnej do tylnej łapy wykorzystywanej w eksperymencie (Bregma, AP -0.5 do 1.2 mm, LL -2.3 do 2.5 mm).
  9. Za pomocą cienkopisowego pisaka narysuj kwadratowy obrys wyznaczający otwór do wywiercenia.
    1. Wywierć otwór o powierzchni 9 mm2 w wcześniej wyznaczonym niebieskim kwadracie, usuwając fragment kości.
    2. Oczyść i wchłoń ewentualne krwawienia z kości.
    3. Ostrożnie usuń dura mater i przykryj powierzchnię kory gąbką chirurgiczną nasączoną sztucznym płynem mózgowo-rdzeniowym utrzymywanym w temperaturze 37.5 °C.
  10. Zamocuj macierz elektrod w uchwycie połączonym z elektronicznym mikromanipulatorem.
    1. Podłącz głowicę macierzy do przedwzmacniacza za pomocą mikrołącznika.
    2. Ręcznie przesuń macierz elektrod (pod kontrolą mikroskopu chirurgicznego) do powierzchni kory (bez dotykania jej).
    3. Włącz wzmacniacze z sygnałem dźwiękowym.
    4. Za pomocą sterowania elektronicznego przesuń macierz elektrod tak, aby dotknęła powierzchni kory, aż do momentu uzyskania kontaktu, co zostanie zasygnalizowane wyraźną zmianą szumu.
    5. Wprowadź macierz elektrod w dół za pomocą elektronicznie sterowanych kroków (2 μm/krok), aż do osiągnięcia głębokości 350-400 μm (warstwa IV kory).
    6. Sprawdź reaktywność neuronów poprzez lekkie dotknięcia przeciwległej tylnej łapy.
    7. Dostosuj głębokość o kilka kolejnych kroków, aż zostanie zaobserwowana wyraźna odpowiedź w postaci impulsów (spiking response).
    8. Sparaliżuj szczura, podając dożylnie trietiodyk gallaminy (20 mg/kg/h). W trakcie eksperymentu stosuj dawki uzupełniające, aby utrzymać poziom kuraryzacji (0.2 ml/1 h).

2. Przetwarzanie sygnału

  1. Ustaw programowy filtr pasmowoprzepustowy na [0.1 6000] Hz.
    1. Zarejestruj sygnały neuronalne z 8-kanałowej macierzy mikroelektrod z częstotliwością próbkowania 32 kHz.
  2. Po zakończeniu akwizycji wyeksportuj zarejestrowane sygnały do formatu binarnego odpowiedniego do dalszego przetwarzania.
    1. Wykonaj procedurę sortowania impulsów (spike sorting) za pomocą narzędzi Wave_clus toolbox11.

3. Wykonanie i konfiguracja urządzenia stymulującego

  1. Zamocuj łodygę kaktusa (z zaokrągloną końcówką) prostopadle do powierzchni głośnika średniotonowego, przyklejając podstawę łodygi do membrany.
  2. Zaprogramuj mikrokontroler tak, aby wysyłał impulsy napięcia do układu sterującego głośnikiem.
    1. Zaprogramuj mikrokontroler do wysyłania dwóch par impulsów prądu w każdej sekundzie (patrz Rysunek 1C).
  3. Połącz głośnik i mikrokontroler za pomocą mostka H L293D z podstawowymi komponentami pasywnymi (patrz Rysunek 1A).
  4. Podłącz mikrokontroler do akumulatora 12 V.

4. Protokół stymulacji

  1. Przyklej grzbietową stronę tylnej łapy do sztywnej ramy, eksponując powierzchnię podeszwową i unikając skręceń stawowych.
  2. Umieść końcówkę urządzenia stymulującego w wybranym miejscu na kończynie/łapie.
  3. Włącz urządzenie stymulujące.

Kroki wykonywane poza linią:

5. Ocena odpowiedzi impulsowych

  1. Dla każdego zarejestrowanego neuronu oblicz wzajemną informację Shannona (MI) dla aktywności impulsowej wywołanej bodźcem (kategoria bodźca to albo 1 – obecność bodźca, albo 0 – brak bodźca).
    1. Oszacuj warunkowe prawdopodobieństwo odpowiedzi p(r | s), gdzie s reprezentuje kategorię bodźca, a r liczbę impulsów wygenerowanych w ustalonym oknie czasowym.
    2. Skoryguj szacowaną wartość MI, stosując procedurę tasowania (shuffling) opisaną w literaturze9.

6. Ocena odpowiedzi LFP

  1. Przefiltrować zarejestrowany sygnał w zakresie częstotliwości [0.1 100] Hz w celu uzyskania sygnału LFP
  2. Obliczyć LFPSNR, miarę responsywności LFP, zgodnie z wyjaśnieniami w materiale referencyjnym10.

7. Estymacja modelu

  1. Wygeneruj model postaci
    Równanie równowagi statycznej, \( r_{\text{est}} = \Theta(F(x_1, x_2, x_3)) \), formuła matematyczna.
    gdzie argumenty x reprezentują trzy różne cechy LFP (x1 samo LFP, x2 jego pochodną oraz x3 fazę Hilberta jego pochodnej), a F jest wyrażone w następujący sposób
    Równowaga statyczna, notacja Σ, równanie reprezentujące sumowanie funkcji, koncepcja matematyczna.
    współczynniki g są wagami kombinacji liniowej, a f to operator, który przyjmuje wartość bezwzględną, potęgę lub wartość oryginalną każdego xi.
  2. Użyj algorytmu NSGAII do oszacowania parametrów i operatorów modelu, wykorzystując następujące trzy obiekty: i) lokalną miarę dopasowania w ramach pojedynczych prób Schemat formuły równowagi statycznej; Σnr=1|rest(n)−r(n)|/2Nsp(Nr−Nsp)/Nr dla analizy danych., gdzie Nsp i Nr reprezentują odpowiednio całkowitą liczbę impulsów (spikes) oraz długość wektora odpowiedzi; ii) globalną miarę dopasowania opartą na średniej odpowiedzi Równanie równowagi statycznej dla czynnika wydajności, PF, zawierające wyrażenia PSTH(n), analiza matematyczna., gdzie Nresp reprezentuje długość średniej odpowiedzi; iii) miarę złożoności modelu (patrz również)10 Równanie chemiczne CO=1.5(1-∑^3_{i=1}g_i^2), formuła, reprezentacja matematyczna..

8. Potwierdzenie histologiczne

  1. Uśmiercenie szczura.
    1. Po zakończeniu rejestracji eksperymentalnej poddać zwierzę głębokiej narkozie gazowej (izofluran 2%, 4 L/min) i wstrzyknąć dożylnie dawkę barbituranów prowadzącą do przedawkowania (>50 mg/kg, pentobarbital).
    2. Odczekać do zatrzymania akcji serca.
    3. Zdjąć szczura z aparatu stereotaktycznego.
  2. Perfuzja.
    1. Umieścić szczura na kratce nad miednicą w celu zbierania krwi i płynów z perfuzji.
    2. Otworzyć klatkę piersiową, rozcinając mostek i oddzielając go od przyczepów żeber.
    3. Zacisnąć wyrostek mieczowaty mostka kleszczykami, odchylić mostek w stronę czaszki i rozszerzyć żebra nad sercem.
    4. Zidentyfikować lewą komorę i prawy przedsionek, wprowadzić igłę tępą o rozmiarze 9 gauge (połączoną z kaniulą do perfuzji) do komory i otworzyć prawy przedsionek za pomocą drobnych nożyczek chirurgicznych.
    5. Rozpocząć perfuzję zimnym (4 °C) heparynowanym roztworem fizjologicznym (250 ml), a następnie przeprowadzić perfuzję 4% roztworem formaliny (250 ml).
  3. Wyjąć mózg z czaszki, otwierając sklepienie czaszki odpowiednimi kleszczykami, i umieścić mózg w 10% roztworze formaliny.
  4. Po tygodniu przygotować skrawki histologiczne za pomocą mikrotomu (grubość 10 μm).
  5. Przebarwić koronalne i sagitalne przekroje mózgu roztworem fioletu krezylowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Charakterystyka wysuwu końcówki

W celu charakterystyki właściwości dynamicznych proponowanego urządzenia stymulującego przeprowadzono serię eksperymentów. Do oceny przemieszczenia końcówki, czasu trwania przemieszczenia oraz możliwych opóźnień przemieszczenia wykorzystano specjalistyczne urządzenie składające się z podczerwonej diody emitującej wykonanej z arsenku galu sprzężonej z fototranzystorem krzemowym. Za pomocą tego optycznego przełącznika przerywającego umieściliśmy końcówkę stymulatora ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W ramach tych prac po raz pierwszy zaprezentowano nowe, proste i tanie urządzenie umożliwiające szybkie i przestrzenne punktowe bodźce sensoryczne. Następnie zweryfikowano losowy protokół stymulacji impulsów w parach oraz zestaw analiz obliczeniowych. Ogólnym celem było stworzenie ram do oceny relacji LFP-spike w zapisach elektrofizjologicznych podczas stymulacji dotykowej.

Urządzenie, protokół i podejście analityczne wspólnie przyczyniły się do uzyskania wyniku, a mianowicie pierwszej demonst...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Podziękowania

SN i AGZ były wspierane przez fundusze PON 01-01297 VIRTUALAB.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
MicrostepperAB Transvertex (Sztokholm, Szwecja)Mikrostepper służący do ściągania matrycy elektrod
32-kanałowy systemChepard Neuralynx (MT, USA)Elektrofizjologiczny system zapisu
L293D h-bridgeRS Components (Cinisello Balsamo, Włochy)Mostek służący do połączenia mikrokontrolera z głośnikiem
H21A3 Optical Interrupter SwitchFairchild Semiconductor Corporation (San Jose, Kalifornia)Fototranzystor służący do ustalania przemieszczenia końcówki
Arduino UnoArduino (Duemilanove, Włochy)Mikrokontroler służący do dostarczania impulsu prądowego do głośnika Matryce
mikroelektrod GB1FHC 
IsofluraneRhodia Organique Fine Sp. z o.o.Środek znieczulający stosowany do przygotowania zwierząt
Aparat stereotaktycznyNarishighe (Tokio, Japonia) 
Samce szczurów Sprague-DawleyCharles River (Calco, LC, Włochy) 
Tryetiodyd galaminySigma-AldrichZwiązek stosowany do kuraryzacji zwierząt
Fiolet krezylowySigma-Aldrich 
Miejscowe środki antyseptyczne (Betadine 10%)Meda Pharma (Mediolan, Włochy) 
HeparynaSigma-Aldrich 
Odczynniki do formaldehyduCarlo Erba (Pomigliano Milanese, Mediolan, Włochy) 

Bibliografia

  1. Pesaran, B. Uncovering the Mysterious Origins of Local Field Potentials. Neuron. 61 (1-2), (2009).
  2. Delmas, P., Hao, J., Rodat-Despoix, L. Molecular Mechanisms of Mechanotrasduction in Mammalian Sensory Neurons. Nat. Rev. Neurosci. 12, 139-153 (2011).
  3. Rasch, M. J., Gretton, A., Murayama, Y., Maass, W., Logothetis, N. K. Inferring spike trains from local field potentials. J. Neurophys. 99 (3), 1461-1476 (2008).
  4. Galindo-Leon, E. E., Liu, R. C. Predicting stimulus-locked single unit spiking from cortical local field potentials. J. Comput. Neurosci. 29 (3), 581-597 (2010).
  5. Theunissen, F. E., David, S. V., Singh, N. C., Hsu, A., Vinje, W. E., Gallant, J. L. Estimating spatio-temporal receptive fields of auditory and visual neurons from their responses to natural stimuli. Network. 12 (3), 289 (2001).
  6. Victor, J. D., Purpura, K. Metric-space analysis of spike trains: theory, algorithms, and application. Network. 8, 127-164 (1997).
  7. Foffani, G., Chapin, J. K., Moxon, K. A. Computational Role of Large Receptive Fields in the Primary Somatosensory Cortex. J. Neurophysiol. 100 (1), 268-280 (2008).
  8. Microcontroller website. , Duemilanove, Italy. Available: http://arduino.cc (2014).
  9. Panzeri, S., Senatore, R., Montemurro, M. A., Petersen, R. S. Correcting for the sampling bias problem in spike train information measures. J. Neurophysiol. 98, 1064-1072 (2007).
  10. Storchi, R., Zippo, A. G., Caramenti, G. C., Valente, M., Biella, G. E. M. Predicting Spike Occurrence and Neuronal Responsiveness from LFPs in Primary Somatosensory Cortex. PLoS ONE. 7 (5), (2012).
  11. Quiroga, R. Q., Nadasdy, Z., Ben-Shaul, Y. Unsupervised Spike Detection and Sorting with Wavelets and Superparamagnetic Clustering. Neural Comput. 16, 1661-1687 (2004).
  12. Deb, K., Agrawal, A., Pratab, A., Meyarivan, T. A fast elitist non-dominated sorting genetic algorithm for multi-objective optimization: NSGA-II IEEE. Trans. Evol. Comput. 6 (2), 181-197 (2000).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Urz dzenie do stymulacji dotykowejlokalne potencja y poloweodpowiedzi impulsowerejestracje elektrofizjologicznekora somatosensorycznamacierz wieloelektrodowaprzygotowanie okna kostnegostymulacja sterowana mikrokontroleremprzej cia mi dzy LFP a impulsamimodelowanie predykcyjne
Proste urządzenie stymulujące do wywoływania punktowych bodźców dotykowych: szperacz do przejść LFP do skoków
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.