Artykuł metodologiczny

Projektowanie i analiza zachowania preferencji temperaturowych i ich rytmu okołodobowego u Drosophila

DOI:

10.3791/51097

⸱

13 stycznia 2014

 ,  , 
1The Visual Systems Group, Division of Pediatric Ophthalmology, Cincinnati Childrens Hospital Medical Center, 2PRESTO, JST

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niedawno zidentyfikowaliśmy nową metodę rytmu preferencji temperatury (TPR) u Drosophila, w której preferowana temperatura u muszek wzrasta w ciągu dnia i spada w nocy. TPR jest regulowany niezależnie od innego okołodobowego wyjścia, aktywności lokomotorycznej. Tutaj opisujemy budowę i analizę TPR u Drosophila.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zegar okołodobowy reguluje wiele aspektów życia, w tym sen, aktywność lokomotoryczną i rytm temperatury ciała (BTR) 1,2. Niedawno zidentyfikowaliśmy nową produkcję okołodobową Drosophila, zwaną rytmem preferencji temperatury (TPR), w której preferowana temperatura u much wzrasta w ciągu dnia i spada w nocy 3. Co zaskakujące, TPR i aktywność lokomotoryczna są kontrolowane przez odrębne neurony okołodobowe3. Aktywność lokomotoryczna Drosophila jest dobrze znanym wynikiem zachowań okołodobowych i wniosła istotny wkład w odkrycie wielu konserwatywnych genów i mechanizmów zegara okołodobowego ssaków4. W związku z tym zrozumienie TPR doprowadzi do identyfikacji nieznanych dotąd molekularnych i komórkowych mechanizmów okołodobowych. Tutaj opisujemy, jak wykonać i przeanalizować test TPR. Technika ta nie tylko pozwala na analizę molekularnych i neuronalnych mechanizmów TPR, ale także dostarcza nowych informacji na temat podstawowych mechanizmów funkcji mózgu, które integrują różne sygnały środowiskowe i regulują zachowania zwierząt. Co więcej, nasze niedawno opublikowane dane sugerują, że mucha TPR ma cechy wspólne z BTR3 ssaków. Drosophila są ektotermami, w których temperatura ciała jest zazwyczaj regulowana behawioralnie. Dlatego TPR jest strategią stosowaną do generowania rytmicznej temperatury ciała u tych much5-8. Wierzymy, że dalsze badania Drosophila TPR ułatwią scharakteryzowanie mechanizmów leżących u podstaw kontroli temperatury ciała u zwierząt.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Temperatura jest wszechobecnym sygnałem środowiskowym. Zwierzęta wykazują różne zachowania, aby uniknąć szkodliwych temperatur i szukać komfortowych. Drosophila wykazuje silne zachowanie preferencji temperaturowej6,7. Kiedy muchy są wypuszczane do gradientu temperatury od 18 do 32 °C, muchy unikają zarówno ciepłych, jak i niskich temperatur i ostatecznie wybierają preferowaną temperaturę 25 °C rano3. Czujniki ciepłej temperatury to zestaw neuronów termosensorycznych, neuronów prądu przemiennego, które wyrażają kanał przejściowego potencjału receptora Drosophila (TPR), TRPA16,9. Czujniki niskiej temperatury znajdują się w 3. segmencie anteny, ponieważ ablacja 3. segmentów anteny powoduje brak unikania niskich temperatur6. Ostatnio zidentyfikowano białko TRPP Brivido (Brv)10. Ponieważ Brv ulega ekspresji w 3. segmencie anteny i pośredniczy w wykrywaniu zimna, Brv jest możliwą cząsteczką wykrywającą zimno, która ma kluczowe znaczenie dla zachowania preferencji temperatury. Podsumowując, muchy używają tych dwóch czujników temperatury, aby uniknąć ciepłych i niskich temperatur oraz znaleźć preferowaną temperaturę.

Podczas gdy ssaki wytwarzają ciepło, aby regulować temperaturę swojego ciała, ektotermy zazwyczaj dostosowują temperaturę swojego ciała do temperatury otoczenia11. Wiadomo, że niektóre ektotermy wykazują codzienne zachowanie TPR, które uważa się za strategię dla ektotermów w celu regulacji ich BTR12. Aby ustalić, czy muchy wykazywały TPR, powtórzyliśmy analizę behawioralną preferencji temperatury w różnych momentach w ciągu 24 godzin. Odkryliśmy, że Drosophila wykazuje dzienny TPR, który jest niski rano i wysoki wieczorem i podąża za wzorcem podobnym do BTR u ludzi13.

U Drosophila w mózgu znajduje się ~150 neuronów zegarowych. Neurony zegarowe, które regulują aktywność lokomotoryczną, nazywane są oscylatorami M i E. Jednak, co ciekawe, oscylatory M i E nie regulują TPR, zamiast tego wykazaliśmy, że neurony zegara DN2 w mózgu regulują TPR, ale nie aktywność lokomotoryczną. Dane te wskazują, że TPR jest regulowany niezależnie od aktywności lokomotorycznej. Warto zauważyć, że BTR ssaków jest również regulowany niezależnie od aktywności lokomotorycznej. Badania ablacji na szczurach pokazują, że BTR jest kontrolowany przez specyficzne neurony SCN, które celują w inny podzbiór neuronów strefy podkomorowej niż te, które kontrolują aktywność lokomotoryczną14. Dlatego nasze dane rozważają możliwość, że BTR ssaków i TPR muchy są ewolucyjnie konserwatywne3, ponieważ zarówno TPR much, jak i BTR ssaków wykazują rytmy temperaturowe zależne od zegara okołodobowego, które są regulowane niezależnie od aktywności lokomotorycznej.

Tutaj opisujemy szczegóły analizy testu behawioralnego TPR u Drosophila. Metoda ta pozwala na zbadanie nie tylko mechanizmu molekularnego i obwodów neuronalnych TPR, ale także tego, w jaki sposób mózg integruje różne sygnały środowiskowe i wewnętrzne zegary biologiczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie much

  1. Eksperymenty z jasnym ciemnym (LD)
    1. Wychowuj muchy w inkubatorach (25 °C/40-60% wilgotności względnej (RH)) w cyklach jasnych 12 godzin/ciemnych 12 godzin (LD). Natężenie światła w inkubatorach wynosi ~500-1,000 luksów.
    2. Dwa inkubatory są niezbędne do przeprowadzenia testów behawioralnych w ciągu 24 godzin. Oba inkubatory powinny być wyposażone w programowalne światło z funkcją ON OFF. Powinny mieć również drzwi pełne, które nie przepuszczają światła (tj. brak szkła lub pleksi).
      Uwaga: Jeden inkubator powinien być oznaczony jako inkubator "dzienny" i ustawiony na cykl LD trwający 12 godzin światła i 12 godzin ciemności. Drugi inkubator powinien być oznaczony jako inkubator "nocny" i ustawiony na odwrotność pierwszego, z 12-godzinną ciemnością, a następnie 12-godzinnym światłem. Inkubator nocny musi być umieszczony w pomieszczeniu, które jest dostępne w ciemności, w taki sposób, aby muchy doświadczające warunków nocnych były łatwo dostępne do eksperymentów.
    3. Umieścić fiolki z muchami w inkubatorach dziennych lub nocnych. Zebrać nowo wyklute muchy do świeżej fiolki, 20-30 na test i trzymać w tym samym inkubatorze przez 2-3 dni.
    4. Po 2-3 dniach użyj much do testu behawioralnego preferencji temperatury.
      1. W przypadku eksperymentów dziennych (czas Zeitgebera (ZT) 0-12) zbieraj muchy z inkubatora dziennego.
      2. Tuż przed eksperymentami behawioralnymi wyjmij zebrane fiolki z muchami z inkubatora dziennego.
      3. Do eksperymentów nocnych (ZT 13-24) zbieraj muchy z nocnego inkubatora.
      4. Tuż przed eksperymentami behawioralnymi wyjmij zebrane fiolki z muchami z nocnego inkubatora, zawiń je w folię aluminiową i umieść w pudełku w ciemnym pomieszczeniu pod czerwoną lampą.
        Uwaga: Ponieważ test behawioralny preferencji temperatury jest wykonywany w ciemności w przypadku eksperymentów nocnych, należy zapobiec ekspozycji much na światło do końca eksperymentów behawioralnych.
        Uwaga: Muchy nie powinny być wystawione na działanie dwutlenku węgla w dniu, w którym mają się odbyć eksperymenty.
  2. Eksperymenty z Ciągłą Ciemnością (DD)
    1. Dzień DD
      1. Dodatkowy inkubator jest niezbędny do eksperymentów dziennych DD, który nazywamy inkubatorem "przejściowym" przez resztę manuskryptu. Inkubator przejściowy musi być umieszczony w pomieszczeniu, które jest dostępne w ciemności, w taki sposób, aby muchy doświadczające warunków DD były łatwo dostępne w celu przeprowadzenia eksperymentów. Przykładowy harmonogram oświetlenia dla inkubatora przejściowego zakładałby, że światło jest włączone od 13:00 do 19:00, a światło wyłączone w godzinach 19:00-13:00 (rysunek 1).
      2. Zbierz muchy, które zostały wyhodowane w inkubatorze dziennym. Umieść fiolki z muchami w inkubatorze przejściowym między godziną 13 a 19, gdy światło jest włączone. W ten sposób muchy są odpowiednio wystawione na działanie światła do godziny 19, kiedy to światło się wyłącza.
      3. Następnego dnia, przed godziną 13, w ciemnościach wyjmij fiolki z muchami z inkubatora przejściowego, owiń je folią aluminiową i umieść w pudełku. Przechowuj pudełko w dowolnym inkubatorze jeszcze przez jeden dzień.
    2. DD Noc
      1. Zbierz muchy, które zostały wyhodowane w nocnym inkubatorze w ciemności pod czerwoną lampą. Lub dodatkowo zbieraj muchy, gdy światło nocnego inkubatora jest włączone.
      2. Owiń zebrane fiolki folią aluminiową w ciemności za każdym razem, gdy światła są wyłączone i umieść fiolki w pudełku. Pojemnik należy przechowywać w dowolnym inkubatorze jeszcze przez dwa dni (Rysunek 1B).
        Uwaga: Ponieważ test behawioralny preferencji temperatury jest przeprowadzany w ciemności w przypadku eksperymentów nocnych, należy zapobiec ekspozycji na światło much do końca eksperymentów behawioralnych.
  3. Eksperymenty ze stałym światłem (LL)
    1. Dzień LL
      1. Do eksperymentów dziennych LL niezbędny jest dodatkowy inkubator. Inkubator utrzymuje stan LL (25 °C, 800 luksów), przy stale włączonym świetle.
      2. Zbieraj muchy, które zostały wyhodowane w inkubatorze dziennym. Umieść fiolki z muchami w inkubatorze LL w dowolnym momencie ich "dnia".
    2. Noc LL
      1. Zbieraj muchy, które zostały wyhodowane w nocnym inkubatorze. Przenieść fiolki muchowe z inkubatora nocnego do inkubatora LL w czasie, gdy światło w inkubatorze nocnym jest włączone.
        Uwaga: Na przykład światło wyłącza się o 7 rano w nocnym inkubatorze. Przenieść fiolki z muchami z inkubatora nocnego do inkubatora LL przed godziną 7 rano i przechowywać fiolki w inkubatorze LL przez kolejne 4 dni.
        Uwaga: W 4 dniu w warunkach LL oscylacja aktywności lokomotorycznej zostaje zniesiona15,16, podczas gdy TPR jest nadal utrzymywany 3.

2. Aparatura do badania behawioralnego preferencji temperatury

  1. Umieść osłonę z pleksiglasu (29 cm x 19.2 cm) (Rysunek 4) na aluminiowej płycie.
  2. Monitoruj temperaturę powietrza między płytą a pokrywą. Sześć sond temperatury jest przymocowanych w różnych miejscach po wewnętrznej stronie pokrywy w obrębie jednego z pasów ruchu (rysunek 2).
    Uwaga: Upewnij się, że sondy nie dotykają ani aluminiowej płyty, ani osłony z pleksiglasu. Temperaturę powietrza należy ustawić na gradient od 18 do 32 °C.
  3. Umieść urządzenie w pomieszczeniu o temperaturze 25 °C/65-75% wilgotności względnej. To pomieszczenie musi być odizolowane od wszelkiego światła zewnętrznego. Pomieszczenie ekologiczne jest zwykle wyposażone w wentylatory, które utrzymują określoną temperaturę i wilgotność.
    Uwaga: Powietrze z wentylatora prawdopodobnie zakłóca stabilny gradient temperatury w urządzeniu. Aby temu zapobiec, używamy przezroczystego arkusza, który zakrywa obszar otaczający aparat.
  4. Przygotuj termometr i higrometr, aby sprawdzić temperaturę i wilgotność w pomieszczeniu środowiskowym.
    Uwaga: Światło wpływa na preferencje temperaturowe Drosophila3. To samo natężenie światła powinno być równomiernie dostarczane do aparatu. Natężenie naszych środowiskowych lamp pokojowych wynosi ~ 800 luksów.
    Uwaga: Po zakończeniu eksperymentów behawioralnych umieść rurkę podłączoną do zbiornika CO2 lub źródła w pobliżu otworu w górnej części aparatu, aby znieczulić i pozbyć się much.

3. Przygotowanie aparatury do użycia

  1. Włącz aparat na co najmniej 30 minut, aby prawidłowo ustalić gradient temperatury na powierzchni płytki (Rysunek 3).
  2. Pokryj pokrywę aparatu behawioralnego środkiem hydrofobowym, aby zapobiec wspinaniu się much po ścianach lub suficie pokrowca. Zetrzyj nadmiar środka hydrofobowego i pozostaw pokrowiec na 25-30 minut do wyschnięcia.
  3. Usuń kondensację z aluminiowej płyty. Umieść osłonę z pleksiglasu na aluminiowej płycie i zabezpiecz sześcioma zaciskami C (Rysunek 2).
    Uwaga: Bardzo ważne jest, aby pokrywa była dobrze uszczelniona, w razie potrzeby można użyć podwójnej taśmy klejącej.
  4. Pozostaw przykrycie na co najmniej 15 minut. Gradient temperatury powietrza między aluminiową płytą a pokrywą powstaje w zakresie 18-32 °C.

4. Test zachowania preferencji temperaturowych

  1. Załaduj muchy do przestrzeni między aluminiową płytą a osłoną z pleksiglasu urządzenia przez małe otwory pośrodku każdego pasa osłony (rysunki 2 i 4). Zakryj otwory szkiełkami nakrywkowymi, aby zapobiec ucieczce much.
  2. W przypadku ciemności wyłącz wszystkie światła w pomieszczeniu środowiskowym. Czerwona lampa może być używana, gdy muchy są umieszczane w aparacie. Upewnij się, że muchy nie są wystawione na żadne światła z wyjątkiem czerwonej lampy, dopóki eksperymenty behawioralne nie zostaną zakończone.
  3. Do każdej próby należy użyć 20-25 dorosłych much, które nie mogą być ponownie wykorzystane w kolejnych próbach. Test behawioralny jest wykonywany przez 30 minut. Zrób kilka zdjęć z lampą błyskową lub bez. Uważaj, aby nie robić dużo hałasu ani żadnych gwałtownych ruchów podczas eksperymentów.
  4. Zapisz temperaturę wszystkich sześciu sond na urządzeniu. Zwróć uwagę na temperaturę w pomieszczeniu, a także wilgotność.
  5. Znieczulić muchy w aparacie gazowym dwutlenkiem węgla, poluzować zaciski, zdjąć osłonę z pleksi i usunąć muchy z płytki. Po każdym eksperymencie muchy są odrzucane. Wytrzyj kondensację lub wilgoć z płyty. Załóż pokrywę na płytkę i dokręć zaciskami, przygotowując się do następnego eksperymentu.
  6. Aby odzwierciedlić preferencje dotyczące temperatury przez cały dzień, okres 24 godzin jest podzielony na osiem stref czasowych, cztery w dzień i cztery w nocy. Na przykład używamy tych ZT lub CT 1-3, 4-6, 7-9, 10-12, 13-15, 16-18, 19-21 i 22-24.
    Uwaga: Ponieważ zmiany fenotypu spowodowane efektami maskowania są oczekiwane zaraz po włączeniu lub wyłączeniu światła (ZT0) lub wyłączeniu (ZT12), nie badamy zachowania preferencji temperaturowych w tych okresach (ZT lub CT 0-1, 11,5-13 i 23,5-24). Aby wyniki były statystycznie prawidłowe, należy przeprowadzić co najmniej pięć prób w każdej strefie czasowej.

5. Analiza danych

  1. Oblicz gradient temperatury w następujący sposób: Określ miejsce umieszczenia sond temperatury na podstawie dwóch linijek, które są umieszczone na górnej i dolnej stronie osłony z pleksiglasu wzdłuż krawędzi (Rysunek 2A).
  2. Szacuje się, że gradient temperatury między sondami temperatury jest liniowy. Na podstawie lokalizacji sond temperatury, a także odpowiadających im zarejestrowanych temperatur, narysuj linie reprezentujące każdy stopień temperatury w odpowiedniej pozycji na zdjęciach. Policz liczbę much znajdujących się w każdym przedziale stopni. Wyklucz wszelkie muchy na ścianach lub suficie okładki.
  3. Oblicz procent much w każdym zakresie temperatur na każdym torze. Średnia preferowana temperatura jest obliczana przez zsumowanie iloczynów procentowej liczby much i temperatury w każdym przedziale, jak pokazano poniżej:
    % much x 18,5 °C + % much x 19,5 °C + % much x 20,5 °C ....+ % much x 31,5 °C + % much x 32,5 °C.
  4. Obliczanie średniej preferowanej temperatury w każdej strefie czasowej: Zachowanie preferencji temperatury jest wykonywane >5 razy w każdej strefie czasowej (ZT 1-3, 4-6, 7-9, 10-12, 13-15, 16-18, 19-21 i 22-24). Aby obliczyć średnią preferowaną temperaturę w każdej strefie czasowej, średnia preferowana temperatura z każdej próby jest uśredniana razem. Słupki błędów s.e.m. są równe błędowi między próbami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przykład rytmu preferencji temperatury jest pokazany na rysunku 5. Jeśli procedura zachowania zostanie pomyślnie wykonana, muchy powinny wykazywać TPR, w którym preferują niską temperaturę rano i wyższą temperaturę wieczorem. Wzrost preferencji temperatury o ~1-1,5 °C w ciągu dnia należy zaobserwować w ciągu dnia, niezależnie od tła genetycznego, ponieważ wykazaliśmy, że muchy w1118, yw i Canton S wykazują podobną preferencję temperaturową w ciągu dnia3.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu ilustrujemy szczegóły aparatu behawioralnego preferencji temperatury i analizę zachowania TPR. Drosophila wykazuje istotne, solidne i powtarzalne cechy TPR sterowanego zegarem. Jednak nasze dane sugerują, że co najmniej dwa czynniki, światło otoczenia i wiek, znacząco zaburzają fenotypy behawioralne TPR.

Obserwujemy, że światło znacząco wpływa na preferencję temperaturową u Drosophila. Jest to zgodne z faktem, że muchy w1118 trzymane w LD pre...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie ma nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jesteśmy wdzięczni doktorom Aravinthanowi Samuelowi i Marcowi Gershowowi, którzy pomogli opracować wstępną wersję aparatu behawioralnego oraz Matthew Batie, który zmodyfikował aparat behawioralny. Badania te były wspierane przez Trustee Grant z Cincinnati Children's Hospital, JST/PRESTO, March of Dimes i NIH R01 GM107582 do F.N.H.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Bright Lab Jr. SafelightAmazon#B00013J8UYCzerwone światło do ciemnych pomieszczeń
ProduktyRain XWodoodporny: Zastosuj osłonę z pleksi
C-ClampHome Depot
Temperatura/higrometrFisher15-077-963
Urządzenia PeltieraTE Technology, Inc.HP-127-1.4-1.15-71P
TermometrFlukeFluke 52II
Sterownik laboratoryjnyOven Industries5R6-570-15R i 5R6-570-24R
Sonda czujnika temperaturyOven IndustriesTR67-32
Ogólny zasilaczKomputerowy system chłodzenia
MCR220-QP-RES Podwójny grzejnik 120 mm ze zbiornikiem Komputerowy system chłodzeniaSwiftech
MCP350 In-Line 12V DCUkład chłodzenia komputeraSwiftech
Grafika MCW50 Karta cieczy Układchłodzenia komputeraSwiftech
Wentylator SY1225SL12SH Scythe Kaze-Jyunisystem chłodzenia komputeraPC
SOPUS ATX 480 W Szalony

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Krauchi, K. The thermophysiological cascade leading to sleep initiation in relation to phase of entrainment. Sleep Med. Rev. 11, 439-451 (2007).
  2. Krauchi, K. The human sleep-wake cycle reconsidered from a thermoregulatory point of view. Physiol. Behav. 90, 236-245 (2007).
  3. Kaneko, H., et al. Circadian Rhythm of Temperature Preference and Its Neural Control in Drosophila. Curr. Biol. 22, 1851-1857 (2012).
  4. Allada, R., Chung, B. Y. Circadian organization of behavior and physiology in Drosophila. Annu. Rev. Physiol. 72, 605-624 (2010).
  5. Garrity, P. A., Goodman, M. B., Samuel, A. D., Sengupta, P. Running hot and cold: behavioral strategies, neural circuits, and the molecular machinery for thermotaxis in C. elegans and Drosophila. Genes Dev. 24, 2365-2382 (2010).
  6. Hamada, F. N., et al. An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila. Nature. 454, 217-220 (2008).
  7. Hong, S. T., et al. cAMP signalling in mushroom bodies modulates temperature preference behaviour in Drosophila. Nature. 454, 771-775 (2008).
  8. Dillon, M. E., Wang, G., Garrity, P. A., Huey, R. B. Review: Thermal preference in Drosophila. J. Therm. Biol. 34, 109-119 (2009).
  9. Viswanath, V., et al. Opposite thermosensor in fruitfly and. Nature. 423, 822-823 (2003).
  10. Gallio, M., Ofstad, T. A., Macpherson, L. J., Wang, J. W., Zuker, C. S. The coding of temperature in the Drosophila brain. Cell. 144, 614-624 (2011).
  11. Stevenson, R. D. The relative importance of behavioral and physiological adjustments controlling body temperature in terrestrial ectotherms. Am. Nat. 126 (3), (1985).
  12. Refinetti, R., Menaker, M. The circadian rhythm of body temperature. Physiol. Behav. 51, 613-637 (1992).
  13. Duffy, J. F., Dijk, D. J., Klerman, E. B., Czeisler, C. A. Later endogenous circadian temperature nadir relative to an earlier wake time in older people. Am. J. Physiol. 275, 1478-1487 (1998).
  14. Saper, C. B., Lu, J., Chou, T. C., Gooley, J. The hypothalamic integrator for circadian rhythms. Trends Neurosci. 28, 152-157 (2005).
  15. Konopka, R. J., Pittendrigh, C., Orr, D. Reciprocal behaviour associated with altered homeostasis and photosensitivity of Drosophila clock mutants. J. Neurogenet. 6, 1-10 (1989).
  16. Qiu, J., Hardin, P. E. per mRNA cycling is locked to lights-off under photoperiodic conditions that support circadian feedback loop function. Mol. Cell Biol. 16, 4182-4188 (1996).
  17. Crocker, A., Sehgal, A. Genetic analysis of sleep. Genes Dev. 24, 1220-1235 (1220).
  18. Hendricks, J. C., et al. Rest in Drosophila is a sleep-like state. Neuron. 25, 129-138 (2000).
  19. Shaw, P. J., Cirelli, C., Greenspan, R. J., Tononi, G. Correlates of sleep and waking in Drosophila melanogaster. Science. 287, 1834-1837 (2000).
  20. Parisky, K. M., et al. PDF cells are a GABA-responsive wake-promoting component of the Drosophila sleep circuit. Neuron. 60, 672-682 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Rytm preferencji temperaturyzegar oko odobowy Drosophilatest gradientu temperaturykonfiguracja urz dzenia Peltieraanaliza behawioralna muchmapowanie neuron w oko odobowychpomiar preferencji temperaturyprotok kontroli rodowiskowejmetoda gromadzenia danychbadanie obwod w neuronalnych

Powiązane artykuły