Opisujemy system wielokątowego rotacyjnego obrazowania optycznego (MAROI) do ilościowego oznaczania in vivo markera fluorescencyjnego dostarczanego przez nanopęcherzyki saposyny C (SapC)-dioleoilofosfatydyloseryny (DOPS). Wykorzystując mysie modele raka i zapalenia stawów, pokazujemy, w jaki sposób analiza krzywej sygnału MAROI może być wykorzystana do precyzyjnego mapowania i biologicznej charakterystyki procesów chorobowych.
Artykuł metodologiczny
In vivo (in vivo) Obrazowanie optyczne guzów mózgu i zapalenia stawów za pomocą fluorescencyjnych nanopęcherzyków SapC-DOPS
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Opisujemy system wielokątowego rotacyjnego obrazowania optycznego (MAROI) do monitorowania in vivo procesów fizjopatologicznych oznaczonych markerem fluorescencyjnym. Do oceny przydatności tej metody wykorzystano modele mysie (guz mózgu i zapalenie stawów). Napęcherzyki saposyny C (SapC)-dioleoilofosfatydyloseryny (DOPS) oznaczone fluoroforem CellVue Maroon (CVM) podawano dożylnie. Zwierzęta umieszczono następnie w uchwycie rotacyjnym (MARS) systemu obrazowania in vivo. Obrazy zostały wykonane w krokach co 10° w zakresie 380°. Prostokątny obszar zainteresowania (ROI) umieszczono na całej szerokości obrazu w modelowym miejscu choroby. W ramach ROI i dla każdego obrazu obliczono średnią intensywność fluorescencji po odjęciu tła. W badanych modelach mysich znakowane nanopęcherzyki zostały wychwycone zarówno w ortotopowych, jak i transgenicznych guzach mózgu oraz w miejscach zapalenia stawów (palce u nóg i kostki). Analiza krzywej zwrotu z inwestycji obrazu pod wieloma kątami określiła kąt o najwyższym sygnale. W ten sposób scharakteryzowano optymalny kąt obrazowania każdego miejsca chorobowego. Metoda MAROI zastosowana do obrazowania związków fluorescencyjnych jest nieinwazyjnym, ekonomicznym i precyzyjnym narzędziem do ilościowej analizy in vivo stanów chorobowych w opisywanych modelach mysich.
Wprowadzenie
Obrazowanie całych zwierząt stało się potężnym narzędziem w badaniach nad fizjopatologią zwierząt. Wśród obecnych systemów obrazowania, MS FX PRO pozwala naukowcom na dokładną wizualizację znakowanych fluorescencyjnie (lub luminescencyjnych) związków i/lub tkanek u żywych myszy i jednoczesne uzyskiwanie obrazów rentgenowskich. Dzięki niedawno wprowadzonemu multimodalnemu systemowi rotacji zwierząt (MARS) uzyskuje się pełną, zautomatyzowaną rotację myszy w celu uchwycenia zarówno obrazów fluorescencyjnych/luminescencyjnych, jak i rentgenowskich pod określonymi kątami1. Akwizycję obrazu można zaprogramować w taki sposób, aby sekwencyjne serie obrazów mogły być rejestrowane pod określonymi, przyrostowymi kątami nawet 1°. Pozwala to na określenie optymalnej orientacji zwierzęcia, tj. taki, w którym odległość między wewnętrznie generowanym sygnałem fluorescencyjnym/luminescencyjnym a urządzeniem detekcyjnym systemu jest najkrótsza. To z kolei ułatwia precyzyjną zmianę pozycji zwierzęcia do kolejnych sesji obrazowania podczas badań podłużnych.
W tym raporcie opisujemy implementację systemu wielokątowego rotacyjnego obrazowania optycznego (MAROI) do ilościowego oznaczania intensywności markerów fluorescencyjnych in vivo. Analiza krzywej sygnału MAROI może być wykorzystana w badaniach podłużnych do bezpośredniej korelacji rozkładu sygnału fluorescencyjnego w celu precyzyjnego mapowania chorych miejsc lub procesów biologicznych będących przedmiotem zainteresowania.
Ten system był używany do monitorowania absorpcji fluorescencyjnie znakowanych nanopęcherzyków SapC-DOPS przez ortotopowe i spontaniczne nowotwory, a także przez ogniska artretyczne, u żywych myszy; dostarczył on wielospektralnych i multimodalnych zestawów danych pochodzących z pełnego rotacyjnego pokrycia zwierząt. Spośród licznych obecnie dostępnych sond fluorescencyjnych do obrazowania in vivo, te emitujące w obszarach widmowych bliskiej podczerwieni i dalekiej czerwieni zapewniają najniższą interferencję ze skórą i tkankami oraz zapewniają najwyższą penetrację i rozdzielczość obrazu. Użyliśmy CellVue Maroon (CVM)2,3, dalekoczerwonego fluorescencyjnego łącznika komórek (Ex 647/Em 667), do oznaczania SapC-DOPS (SapC-DOPS-CVM)4-12.
Protokół
Oświadczenie etyczne dotyczące wykorzystywania zwierząt. Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Użytkowania Uniwersytetu w Cincinnati (numer protokołu IACUC: 11-05-05-02) oraz Fundację Badawczą Szpitala Dziecięcego w Cincinnati (numer gwarancji dobrostanu zwierząt A3108-01). Wszystkie eksperymenty na myszach były zgodne z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami Uniwersytetu w Cincinnati i Fundacji Badawczej Szpitala Dziecięcego w Cincinnati.
1. Przygotuj modele zwierząt
Uwaga: Trzy różne modele zwierzęce opisane poniżej zostały użyte w naszych wcześniejszych badaniach:
- Ortotopowa mysz z guzem mózgu: Użyj samic myszy atymicznych Nu / Nu, którym wstrzyknięto doczaszkowo ludzkie komórki U87-ΔEGFR-Luc. U tych myszy rozwija się agresywny guz wykazujący typowe cechy ludzkiego glejaka.
- Genetycznie modyfikowane modele myszy z guzem mózgu13: Breed Mut3 (GFAP-cre; Nf1loxP/+; Trp53-/+) samce myszy z Trp53loxP/loxP; Samice PtenloxP/loxP do generowania myszy Mut6 (GFAP-cre; Nf1loxP/+; Trp53-/loxP; PtenloxP/+). Utrzymuj myszy Mut3 w szczepie B6CBAF1/J, krzyżując samce myszy Mut3 z samicami myszy B6CBAF1/J. Genotyp myszy między P9 a P12 i potwierdzenie genotypów po pobraniu ich tkanek.
- Zapalenie stawów K/BxN: Użyj myszy C57Bl/6J, którym podawano dootrzewnowo 150 μl surowicy od myszy KRN x NOD F1. U tych myszy rozwija się zapalenie stawów od 24 do 48 godzin po wstrzyknięciu surowicy. Obrazowanie myszy z artretyzmem wykonuje się w 7 dniu po podaniu surowicy, w momencie, w którym myszy wykazują jawne makroskopowe zapalenie stawów. Myszy powinny być oceniane przy użyciu kryteriów opisanych w następnym kroku.
- Ocena myszy pod kątem makroskopowego zapalenia stawów przy użyciu systemu makroskopowej punktacji wskaźnika stawów w następujący sposób: 0 = brak wykrywalnego zapalenia stawów, 1 = obrzęk i/lub zaczerwienienie łapy lub jeden palec, 2 = dwa zajęte stawy, 3 = zajęte trzy stawy i 4 = ciężkie zapalenie stawów całej łapy i palca. System punktacji artretycznej służy do określenia liczby dotkniętych stawów i nasilenia zapalenia stawów w łapach myszy. Nawet myszy z Najwyższy możliwy wynik artretyczny rzadko wykazuje oznaki bezruchu. Jednak zapalenie stawów jest monitorowane 3 razy w tygodniu, a myszy z nadmiernym bólem (takim jak poważny unieruchomienie z powodu spuchniętych łap, które hamuje spożywanie pokarmu i wody) są poświęcane.
- Uwaga: Płyny wstrzykiwane dożylnie do żyły ogonowej myszy utrzymują sterylność przez cały czas trwania eksperymentu. Czyste, sterylne, jednorazowe strzykawki i fiolki są używane do przygotowywania i podawania roztworu do badań.
2. Przygotowanie znakowanych fluorescencyjnie nanopęcherzyków SapC-DOPS
- Produkcja białka SapC: Rekombinowane białko SapC z dokładną ludzką sekwencją SapC zostało wytworzone w komórkach E. coli, jak opisano wcześniej z modyfikacjami4. SapC wytrącono etanolem, a następnie oczyszczano metodą wysokosprawnej chromatografii cieczowej. Po liofilizacji zastosowano suchy SapC, a jego stężenie określano na podstawie jego masy.
- Wymieszaj białko SapC, jak opisano wcześniej7,10,11. Zmieszać DOPS (0,18 mg) i CVM (0,03 mg) w szklanej probówce i użyć azotu do odparowania rozpuszczalników lipidowych.
- Dodać białko SapC w proszku (0,32 mg) do mieszaniny, zawiesić suchą mieszaninę w 1 ml buforu PBS i zanurzyć w kąpieli sonikacyjnej przez około 15 minut, jak opisano wcześniej7,10,11. Następnie przepuścić zawiesinę przez kolumnę Sephadex G25 (PD-10) w celu usunięcia wolnego barwnika CVM. Maksima wzbudzenia i emisji produktu końcowego, tj. nanopęcherzyków SapC-DOPS-CVM, wynoszą odpowiednio 653 nm i 677 nm.
3. Obrazowanie
- Użyj mysich modeli guza mózgu i zapalenia stawów (opisanych powyżej w kroku 1), aby przetestować system MAROI. Znieczulij myszy do efektu 2% izofluranem. 1-2% izofluranu utrzymuje się przez cały czas trwania procedury obrazowania. Ciepłe powietrze jest w sposób ciągły i delikatnie dostarczane do komory obrazowania na czas obrazowania. Na każde oko myszy nakłada się małą kulkę sterylnej maści na sztuczne łzy, aby pokryć i nasmarować oko. Umieść myszy w systemie MARS, ustawiając myszy w pozycji leżącej, z kręgosłupem początkowo skierowanym w stronę kamery (ryc. 1). Skalibruj folię nośną MARS 380° i ustaw mysz za pomocą oprogramowania do obracania w zakładce Protokół Bruker MI. Uzyskaj wyjściowe obrazy myszy przed podaniem SapC-DOPS-CVM w sposób opisany poniżej.
- Wstrzyknąć dożylnie 200 μl SapC-DOPS-CVM do żyły ogonowej myszy. Podawać w celu kontrolowania myszy i myszy z artretyzmem lub guzem mózgu.
- Obrazy myszy 24 godziny po wstrzyknięciu i ponownie po 7-9 dniach od wstrzyknięcia, wykonując obrazy fluorescencyjne (czas ekspozycji 25 sekund) i rentgenowskie (czas ekspozycji 10 sekund) w krokach co 10° w ciągu 380°, tworząc niewielkie nakładanie się, aby upewnić się, że nie ma luk w rotacyjnym zestawie danych. Korzystając z oprogramowania Bruker MI, nałóż fluorescencyjne obrazy rentgenowskie na obrazy rentgenowskie w celu lokalizacji anatomicznej.
4. Analiza obrazu
- Narysuj prostokątny zwrot z inwestycji obejmujący szerokość pola widzenia (FOV) miejsca choroby (guz i zapalenie stawów). Zwrot z inwestycji musi być wystarczająco duży, aby utrzymać cechę chorobową w polu widzenia, gdy zwierzę porusza się w trakcie obrotu o 380°. W przypadku myszy z guzem mózgu (modele ortotopowe i transgeniczne) użyj tego samego prostokątnego zwrotu z inwestycji na każdym modelu guza i jego trzech (3) odpowiednich myszach kontrolnych dla wszystkich punktów czasowych (linia wyjściowa, 24 godziny i 9 dni). Położenie prostokątnego zwrotu z inwestycji dla każdej myszy jest zachowywane we wszystkich punktach czasowych dzięki wykorzystaniu anatomicznych punktów orientacyjnych na odpowiednich zdjęciach rentgenowskich każdego zwierzęcia. Anatomiczne punkty orientacyjne zidentyfikowane na modelu guza muszą być również wykorzystane do umieszczenia identycznych prostokątnych wskaźników ROI na odpowiednich kontrolkach każdego modelu. Anatomiczne punkty orientacyjne zidentyfikowane na zdjęciach rentgenowskich, co pozwala na spójne rozmieszczenie ROI, obejmują podstawę czaszki i tylną część łuku jarzmowego. Są one uwidocznione na prawej i lewej bocznej czaszce w obrazie tylno-przednim (PA).
- Po automatycznym odjęciu tła określ średnią intensywność fluorescencji dla każdego obrazu. Konwertuj obrazy fluorescencyjne na fotony/s/mm2 za pomocą oprogramowania do obrazowania Bruker MI. Wykreślić wartości fluorescencji w funkcji kątów obrazowania i zastosować jako słupki błędów odchylenie standardowe uśrednionych wartości fluorescencji uzyskanych od myszy kontrolnych za pomocą programu Excel lub innego oprogramowania do tworzenia wykresów.
Wyniki
Wykazujemy tutaj, że nanonaczynka SapC-DOPS znakowane barwnikiem dalekiej czerwieni (CVM) specyficznie gromadzą się w ortotopicznych i spontanicznych guzach mózgu myszy, a także w stawach zapalnych myszy K/BxN. Seryjne obrazy fluorescencyjne/rentgenowskie, pozyskane z ROI umieszczonego nad każdym miejscem choroby podczas pełnych obrotów myszy, zostały poddane analizie krzywej MAROI, co pozwoliło określić optymalny kąt obrazowania z najwyższą intensywnością fluorescencji.
Głównym celem wykorzystania systemu MARS jest określenie optymalnego kąta fluorescencji w celu uzyskania najdokładniejszych pomiarów. Przedstawiono reprezentatywne wyniki trzech eksperymentów z wykorzystaniem myszy z guzami mózgu lub zapaleniem stawów. Przy użyciu SapC-DOPS-CVM oraz systemu MARS (Rysunek 1) wyznaczono najlepszy możliwy kąt obrazowania dla obserwacji guza lub stanu zapalnego wynikającego z zapalenia stawów. Obrazy fluorescencyjne, a następnie obraz rentgenowski, były pozyskiwane co 10° podczas obrotu myszy o 380°. Obrazy fluorescencyjne nałożono na odpowiadające im obrazy rentgenowskie w celu wyświetlenia obrazu i wygenerowania filmu z rotacji.
Wyniki z ortotopowego modelu guza mózgu przedstawiono na Ryc. 2. Obraz fluorescencyjny reprezentatywnej myszy z guzami ortotopowymi (Ortho1) pokazano na Ryc. 2A. Optymalny kąt obrazowania dla tego zwierzęcia wynosi 10°, co jest pozycją, w której intensywność fotonów fluorescencji jest największa (Ryc. 2B). Pomiary wykonano przed wstrzyknięciem SapC-DOPS-CVM (poziom bazowy) oraz 24 h po wstrzyknięciu. Myszy kontrolne (pozbawione guzów) otrzymały analogiczne traktowanie.
Rysunek 3 przedstawia porównywalne dane z genetycznie zmodyfikowanego mysiego modelu guza mózgu. Obrazy fluorescencyjne i pomiary fotonów wykonano przed wstrzyknięciem SapC-DOPS-CVM (poziom bazowy) oraz 24 h (Rysunki 3A i 3B) i 9 dni (Rysunek 3C) po wstrzyknięciu. Wykresy te pokazują, że optymalny kąt obrazowania u zwierzęcia z guzami (Tumor Mut49) wynosi 20° 24 h po wstrzyknięciu, lecz zmienia się na 10° 9 dni po wstrzyknięciu. Sugeruje to, że zmiana sygnału fluorescencyjnego była skorelowana ze zmianami morfologicznymi, co prawdopodobnie odzwierciedla wzrost guza.
Jak pokazano w Tabeli 1, metoda MAROI wyraźnie wykazuje, że sygnał fluorescencyjny maleje dla projekcji przy zwiększaniu kąta obrotu w stosunku do optymalnego kąta obrazowania. W przypadku guzów mózgu uzyskano średni spadek sygnału fluorescencyjnego o 7%, jeśli fizyczna orientacja zwierzęcia była przesunięta o ±10° względem optymalnego kąta obrazowania. Przy ±20° zmierzono średni spadek sygnału fluorescencyjnego o 21%. Zatem stosunkowo niewielkie odchylenia od kąta optymalnego mogą prowadzić do znacznego tłumienia sygnału. Wykorzystanie techniki MAROI do pozycjonowania obrazu pozwoli badaczom na uzyskanie bardziej spójnych i wiarygodnych danych.
Metodę MAROI wykorzystano ostatecznie do oceny ukierunkowania SapC-DOPS-CVM do stawów zapalnych 24 h po wstrzyknięciu SapC-DOPS-CVM. Zwierzę to otrzymało ocenę 3 przy trzech zapalonych stawach. Obrazy fluorescencyjne palca i kostki myszy z zapaleniem stawów przedstawiono na rycinach 4A i 4B. Odpowiadające im pomiary fotonów w odstępach rotacji 10° przedstawiono na wykresach na rycinach 4C i 4D. Optymalne kąty obrazowania wyznaczone dla palca i kostki wyniosły odpowiednio 140° i 120°.
Podsumowując, połączenie systemu MAROI z fluorescencyjnymi nanopęcherzykami SapC-DOPS stanowi nieinwazyjną, dokładną i wysoce czułą strategię obrazowania żywych organizmów, która umożliwia ilościowe badania progresji nowotworów oraz zapalenia stawów u małych zwierząt. Możliwość pozyskania multimodalnego zbioru danych obrazowych w zakresie 360° znacznie usprawnia analizę i interpretację danych w porównaniu z wynikami uzyskiwanymi przy użyciu technik obrazowania jednokątowego.
Tabela 1. Optymalne kąty obrazowania dla każdego modelu mysiego. Przedstawiono różnice pomiędzy kątem maksymalnej fluorescencji fotonów (optymalny kąt FLR) a standardowym kątem anatomicznym (RTG). Wraz ze wzrostem różnicy pomiędzy tymi dwoma kątami, mierzony sygnał zmienia się znacząco. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większy obraz.
Rysunek 1. Urządzenie do wielokątowego rotacyjnego obrazowania optycznego (MAROI). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększony obraz.
Rysunek 2. Sygnał fluorescencji w funkcji kąta obrazowania w ortotopowym modelu guza mózgu u myszy. (A). Obraz szczytowego sygnału fluorescencji przy optymalnym kącie obrazowania wynoszącym 10°. Niebieska ramka wskazuje ROI wykorzystaną do ilościowego oznaczenia emitowanych fotonów. (B). Wykres zależności kąta obrazowania od emisji fotonów. Reprezentatywna mysz z guzem ortotopowym (Ortho1) została przedstawiona na tle uśrednionych wartości fluorescencji z identycznych ROI u trzech myszy bez guza. Pomiary wykonano w punkcie wyjściowym (przed wstrzyknięciem) oraz 24 hr po wstrzyknięciu. Słupki błędu reprezentują odchylenie standardowe. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększony obraz.
Rycina 3. Sygnał fluorescencji w zależności od kąta obrazowania w spontanicznym guzie mózgu w genetycznie zmodyfikowanym modelu mysim. (A). Obraz szczytowego sygnału fluorescencji ROI 1 (górne niebieskie pole) przy optymalnym kącie obrazowania 20°. (B) i (C). Wykresy zależności kąta obrazowania od emisji fotonów z ROI 1. Wartości z reprezentatywnej myszy z spontanicznym guzem mózgu (Tumor-Mut 49) przedstawiono w zestawieniu z wartościami uśrednionymi z trzech myszy bez guza. Pomiary wykonano w punkcie wyjściowym (przed wtryskiwaniem) oraz 24 h (B) i 9 dni (C) po wtryskiwaniu. Słupki błędów reprezentują odchylenie standardowe. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększony obraz.
Rysunek 4. Sygnał fluorescencyjny w zależności od kąta obrazowania u myszy z zapaleniem stawów palców i stawów skokowych. (A) oraz (B). Obrazy przedstawiające szczytowy sygnał fluorescencyjny dla palców (A) i stawów skokowych (B), w obrębie ROI wskazanych w czerwonej ramce. (C). Wykres zależności kąta od średniej emisji fotonów dla palca. Szczytowa emisja fotonów widoczna jest pod kątem 140°. (D). Wykres zależności kąta od średniej emisji fotonów dla stawu skokowego; maksymalna intensywność występuje pod kątem 120°. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększony obraz.
Dyskusja
Dokładne określenie lokalizacji i wielkości guzów litych i ognisk zapalnych w stanach reumatycznych ma kluczowe znaczenie dla wdrożenia odpowiedniego leczenia i monitorowania progresji lub remisji choroby. Chociaż cenne, obecne strategie obrazowania (promieniowanie rentgenowskie; MRI; ultradźwięk; Rentgenowska tomografia komputerowa) dostarczają niepełnej oceny stanu choroby. Na przykład uszkodzenie stawów artretycznych jest zwykle oceniane za pomocą promieni rentgenowskich, które dostarczają informacji o strukturze kości, ale nie o stanie zapalnym i zniszczeniu tkanek miękkich, charakterystycznych dla wczesnych stadiów choroby. Przedstawiona tutaj metoda MAROI łączy zalety zarówno promieni rentgenowskich, jak i zaawansowanych metod obrazowania tkanek miękkich (np. rezonansu magnetycznego lub ultradźwięków) w zintegrowanej, nieinwazyjnej i prostszej platformie, która pozwala również na pełne mapowanie 3D i rekonstrukcję chorej tkanki lub narządu u małych zwierząt, takich jak myszy.
Metoda ta wykorzystuje selektywne powinowactwo nanopęcherzyków SapC-DOPS do odsłoniętych reszt fosfatydyloseryny, które występują obficie w błonach komórek nowotworowych i zapalnych. Wyznacznikiem tego wiązania jest SapC, fuzogenne białko lizosomalne o silnym powinowactwie do anionowych fosfolipidów, takich jak fosfatydyloseryna7,10,11. Po sprzężeniu z sondą fluorescencyjną (CVM), systemowo wstrzykiwany SapC-DOPS można prześledzić w miejscach guza i zapalenia stawów za pomocą obrazowania fluorescencyjnego.
Ograniczenia naszej metody związane są z jej czułością, która obecnie ogranicza jej zastosowanie do obrazowania małych zwierząt, takich jak myszy. Podobnie jak w przypadku innych metod obrazowania, optymalny stosunek sygnału fluorescencyjnego do szumu jest ograniczony wielkością guza lub rozległością zapalenia stawów i może być zagrożony podczas obrazowania tkanek lub narządów o wysokim tle (autofluorescencja), takich jak uszy (obrazowanie mózgu), jelita/kał (obrazowanie jamy brzusznej) i łapy (obrazowanie kończyn tylnych). W związku z tym stwierdziliśmy, że barwnik dalekiej czerwieni, taki jak CVM, zapewnia lepszą separację widmową i rozdzielczość w warunkach in vivo niż inne sondy fluorescencyjne w zakresie widzialnym.
Inne pułapki obejmują potencjalny ruch zwierzęcia podczas obrazowania, zarówno podczas znieczulenia, jak i pośmiertnie (rigor mortis). Szczególnie ustawienie kończyn tylnych jest często trudne do ustabilizowania, aby uniknąć ruchu podczas rotacji. W obecnym stanie technika jest również czasochłonna, a czas skanowania wynosi nawet 60 minut, aby wykonać pełny obrót i uzyskać obrazy wysokiej jakości.
Metoda MAROI ma szereg zalet w porównaniu z innymi metodami obrazowania. Możliwość obrazowania chorej tkanki pod 38 (lub więcej) różnymi kątami pozwala na wizualizację fluorescencji, która może być utrudniona podczas oceny jej z jednej płaszczyzny; Jest to cenne w badaniach na zwierzętach, ponieważ może pomóc zminimalizować liczbę wyników fałszywie ujemnych, które wynikają z obrazowania pod nieodpowiednimi kątami. Nakładając na siebie obrazy rentgenowskie i fluorescencyjne, można określić precyzyjną lokalizację anatomiczną chorego miejsca. Wreszcie, możliwość obrazowania na żywo (in vivo) pozwala na wykonywanie badań podłużnych.
Oświadczenia
Nie ma nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była częściowo wspierana przez NIH/NCI Granty o numerze 1R01CA158372-01 (do Qi) oraz Granty na Nowy Stan Narkotyków o numerze 009ZX09102-205 (do Qi). Pomoc w pisaniu została zapewniona przez dr Judy Racadio i została sfinansowana przez Wydział Hematologii i Onkologii Uniwersytetu w Cincinnati. Vontz Core Imaging Lab (VCIL) w College of Medicine na Uniwersytecie w Cincinnati.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Dulbecco's Modified Eagle Medium | Gibco (Grand Island, Nowy Jork) | 11965 | |
| Surowica bydlęca płodu | Gibco (Grand Island, Nowy Jork) | 16000077 | |
| Hyklon penicyliny-streptomycyny | (Logan, Utah) | SV30010 | |
| Dioleoylfosfatydyloseryna | Avanti Polarne lipidy (Alabaster, AL) | 840035C | |
| CellVue Maroon | Molecular Targeting Technologies, Inc. (Exton, PA) | C-1001 | |
| Sephadex G25 kolumna PD-10 | Amersham Pharmacia Biotech, (Piscataway, NJ) | 17-0851-01 | |
| Nowy standard stereotaktyki dla szczurów i myszy | Aparat Harvard (Holliston, MA) | 726335 | |
| Myjki ultradźwiękowe Bransonic Model 1510 | Branson Ultrasonics (Danbury, CT) | CPN-952-118 | |
| Wielospektralny system FX | Bruker Corporation (Billerica, MA) | ||
| Wielokątowe obrotowe urządzenie do obrazowania optycznego Bruker | Corporation (Billerica, MA) |
Bibliografia
- Pizzonia, J., et al. Multimodality animal rotation imaging system (Mars) for in vivo detection of intraperitoneal tumors. Am J Reprod Immunol. 67, 84-90 (2012).
- Al-Mehdi, A. B., et al. Increased depth of cellular imaging in the intact lung using far-red and near-infrared fluorescent probes. Int J Biomed Imaging. , (2006).
- Gertner-Dardenne, J., et al. Lipophilic fluorochrome trackers of membrane transfers between immune cells. Immunol Invest. 36, 665-685 (2007).
- Qi, X., et al. Functional human saposins expressed in Escherichia coli. Evidence for binding and activation properties of saposins C with acid beta-glucosidase. J Biol Chem. 269, 16746-16753 (1994).
- Wang, Y., Grabowski, G. A., Qi, X. Phospholipid vesicle fusion induced by saposin. C. Arch Biochem Biophys. 415, 43-53 (2003).
- Qi, X., Chu, Z. Fusogenic domain and lysines in saposin. C. Arch Biochem Biophys. 424, 210-218 (2004).
- Qi, X., et al. Cancer-selective targeting and cytotoxicity by liposomal-coupled lysosomal saposin C protein. Clin Cancer Res. 15, 5840-5851 (2009).
- Kaimal, V., et al. Saposin C coupled lipid nanovesicles enable cancer-selective optical and magnetic resonance imaging. Mol Imaging Biol. 13, 886-897 (2011).
- Lu, K., et al. Toll-like receptor 4 can recognize SapC-DOPS to stimulate macrophages to express several cytokines. Inflamm Res. 60, 153-161 (2011).
- Qi, X., et al. Saposin C coupled lipid nanovesicles specifically target arthritic mouse joints for optical imaging of disease severity. PLoS One. 7, (2012).
- Abu-Baker, S., Chu, Z., Stevens, A. M., Li, J., Qi, X. Cytotoxicity and selectivity in skin cancer by SapC-DOPS nanovesicles. Journal of Cancer Therapy. 3, 321-326 (2012).
- Wojton, J., et al. Systemic delivery of SapC-DOPS has antiangiogenic and antitumor effects against glioblastoma. Mol Ther. 21, 1517-1525 (2013).
- Kwon, C. H., et al. Pten haploinsufficiency accelerates formation of high-grade astrocytomas. Cancer Res. 68, 3286-3294 (2008).
Przedruki i uprawnienia
