Artykuł metodologiczny

Ocena hiperalgezji wywołanej morfiną i tolerancji przeciwbólowej u myszy przy użyciu termicznych i mechanicznych modalności nocyceptywnych

35.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51264

⸱

29 lipca 2014

 ,  ,  , 
1Biotechnology and Cellular Signalling, UMR 7242 CNRS, Université de Strasbourg

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy protokół do badania rozwoju hiperalgezji i tolerancji wywołanej opioidami u myszy. Opierając się na pomiarze termicznych i mechanicznych reakcji nocyceptywnych zwierząt nieleczonych morfiną i leczonych morfiną, pozwala na ilościowe określenie wzrostu wrażliwości na ból (hiperalgezja) i spadku analgezji (tolerancji) związanego z przewlekłym podawaniem opiatów.

Streszczenie

Hiperalgezja i tolerancja wywołana opioidami poważnie wpływają na skuteczność kliniczną opiatów jako środków przeciwbólowych u zwierząt i ludzi. Mechanizmy molekularne leżące u podstaw obu zjawisk nie są dobrze poznane, a ich wyjaśnienie powinno skorzystać z badań na modelach zwierzęcych i zaprojektowania odpowiednich protokołów eksperymentalnych.

Opisujemy tutaj metodologiczne podejście do wywoływania, rejestrowania i ilościowego określania hiperalgezji wywołanej morfiną, jak również do wykazywania tolerancji przeciwbólowej, za pomocą testów zanurzenia w ogonie i ciśnienia w ogonie u myszy typu dzikiego. Jak pokazano na filmie, protokół jest podzielony na pięć sekwencyjnych kroków. Fazy obchodzenia się z substancją i przyzwyczajania pozwalają na bezpieczne określenie podstawowej odpowiedzi nocyceptywnej zwierząt. Przewlekłe podawanie morfiny wywołuje znaczną hiperalgezję, o czym świadczy wzrost wrażliwości zarówno termicznej, jak i mechanicznej, podczas gdy porównanie przebiegów analgezji w czasie po ostrym lub wielokrotnym leczeniu morfiną wyraźnie wskazuje na rozwój tolerancji objawiający się spadkiem amplitudy odpowiedzi przeciwbólowej. Protokół ten może być podobnie dostosowany do genetycznie zmodyfikowanych myszy w celu oceny roli poszczególnych genów w modulacji nocycepcji i analgezji morfinowej. Dostarcza również modelowego systemu do badania skuteczności potencjalnych środków terapeutycznych w celu poprawy skuteczności przeciwbólowej opiatów.

Wprowadzenie

Hiperalgezja wywołana opioidami (OIH) i tolerancja przeciwbólowa ograniczają skuteczność kliniczną opiatów u zwierząt i ludzi1-3. Obecnie badane są hipotezy dotyczące udziału układów prozapalnych4,5 lub pro-nocyceptywnych (antyopioidowych)6,7. Wyjaśnienie mechanizmów leżących u podstaw OIH i tolerancji wymaga połączenia podejść in vivo i in vitro, z wykorzystaniem odpowiednich modeli zwierzęcych, protokołów eksperymentalnych i narzędzi molekularnych.

Farmakologia behawioralna jest dominującym paradygmatem do monitorowania i ilościowego określania stanów przeciwbólowych i hiperalgetycznych u zwierząt laboratoryjnych (szczury, myszy). Zastosowanie szkodliwego bodźca (termicznego, mechanicznego lub chemicznego) do wygodnej części ciała (tylna łapa, ogon) zwierzęcia prowadzi do nocnego wycofania, które można łatwo ocenić.

Proponujemy tutaj metodologiczne podejście do indukowania, rejestrowania i ilościowego określania OIH i tolerancji u myszy typu dzikiego, przy użyciu testów zanurzenia w ogonie i ciśnienia w ogonie. Procedura pozwala na łatwe, czułe i powtarzalne określenie wartości termicznej i mechanicznej odpowiedzi nocyceptywnej u myszy. Jak wykazano w protokole wideo, myszy C57BL/6 doświadczają znacznej hiperalgezji po przewlekłym podawaniu morfiny i utrzymują się przez kilka dni. Zarówno termiczne, jak i mechaniczne wartości nocyceptywności są znacznie zmniejszone w porównaniu z pomiarami wyjściowymi na zwierzętach nieleczonych. Co więcej, nasze warunki eksperymentalne pozwalają na monitorowanie, oprócz rozwoju OIH, spadku odpowiedzi przeciwbólowej na morfinę (tolerancji). Przedstawione dane potwierdzają pogląd, że hiperalgezja i tolerancja mogą obejmować wspólne mechanizmy komórkowe i molekularne8,9, choć jest to kwestionowane w literaturze1,10-12. Wreszcie, protokół ten może być podobnie dostosowany do genetycznie zmodyfikowanych myszy w celu oceny roli poszczególnych genów w modulacji bólu. Zapewnia również system modelowy do oceny skuteczności potencjalnych środków terapeutycznych w celu poprawy działania przeciwbólowego opiatów.

Protokół

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone w ścisłej zgodności z europejskimi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi (Dyrektywa Rady Wspólnot Europejskich 86/609/ECC) oraz etycznymi wytycznymi dotyczącymi badania eksperymentalnego bólu u przytomnych zwierząt13. Samce myszy C57BL6/N Tac (10 tygodni, 25 - 30 g) były trzymane w instytucjonalnym obiekcie dla zwierząt z personelem opiekuńczym odpowiedzialnym za obsługę obiektu zgodnie z normami środowiskowymi. Zwierzęta trzymano w grupach (maksymalnie pięć myszy w klatce) w 12-godzinnym / 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w stałej temperaturze (21 ± 1 °C) ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody. Wszystkie eksperymenty przeprowadzono o tej samej porze dnia (od 10:00 do 16:00) na kohorcie 16 myszy. Konkretne materiały i wyposażenie są wskazane w tabeli Materiały.

Pięcioetapowa procedura monitorowania hiperalgezji i tolerancji wywołanej morfiną

Protokół jest podzielony na pięć kolejnych kroków (A-E) na przestrzeni 15 dni Rysunek 1.

1. Obchodzenie się z myszami (Krok A; od d-7 do d-5)

  1. Dotykaj myszy i przyzwyczajaj je do swobodnego wchodzenia w ogranicznik. Ten wstępny krok zmniejsza stres - minimalizując w ten sposób wszelkie zamieszanie z analgezją wywołaną stresem - i pozwala zwierzętom przyzwyczaić się do badacza, obchodzenia się i manipulowania w unieruchomieniu myszy. Z każdą myszką obchodzimy się delikatnie przez 5 minut każdego dnia.

2. Podstawowa odpowiedź nocyceptywna (krok B; od d-4 do d-1)

  1. Zmierz opóźnienia wycofania ogona za pomocą testu zanurzenia w ogonie (TIT):
    1. Ustaw termostat na 48 °C.
    2. Delikatnie włóż mysz do ogranicznika. Zanurz wystający 2/3 koniec ogona w łaźni wodnej i uruchom chronometr.
    3. Zatrzymaj chronometr, gdy tylko mysz wyciągnie ogon z gorącej wody i zarejestruj czas opóźnienia (w sekundach). W przypadku braku jakiejkolwiek reakcji nocyceptywnej stosuje się 25-sekundowy punkt odcięcia, aby zapobiec uszkodzeniu tkanek.
    4. Umieść mysz w klatce i testuj następną do końca serii.
    5. Powtórz pomiary odpowiedzi nocyceptywnej jeszcze dwa razy, pobierając pomiary od zwierząt w tej samej kolejności. Opóźnienie odpowiedzi nocyceptywnej (s) dla każdej myszy określa się jako średnią wartość dla trzech kolejnych oznaczeń.
  2. Mierz reakcje mechaniczne za pomocą testu ciśnienia w ogonie (TPT)
    1. Delikatnie wprowadź mysz do ogranicznika i umieść jej ogon pod stożkową końcówką przeciwbólomierza.
    2. Naciśnij przełącznik nożny, aby równomiernie zwiększyć nacisk na proksymalną część ogona, aż wystąpi pierwsza reakcja nocyceptywna (szamotanie się, piszczenie). W momencie, gdy zwierzę zareaguje, zapisz aktualną siłę (w gramach), która wywołuje reakcję nocyceptywną. W przypadku braku jakiejkolwiek reakcji stosuje się wartość odcięcia 600 g, aby uniknąć uszkodzenia tkanki.
    3. Powtórz ten pomiar na środkowej i dalszej części ogona tej samej myszy. Obserwuje się odstęp co najmniej 30 sekund między pomiarami na danej myszy, aby uniknąć błędu adaptacyjnego lub stresu. Umieść mysz w klatce i testuj następne zwierzę do końca serii (tj. wszystkie myszy są testowane). Wartość nocyceptywną (w gramach) dla każdej myszy przyjmuje się jako średnią wartość dla trzech pomiarów (tj. bliższej, środkowej i dalszej części ogona każdego zwierzęcia).
  3. Powtórz testy nocyceptywne (wszystkie procedury opisane w kroku 2) w kolejnych dniach, od d-3 do d-1.

3. Pomiar analgezji morfinowej (Krok C; d0)

  1. Zdefiniuj najlepszą kombinację zwierząt, która pozwala na wybór dwóch grup (n = 8 na grupę) myszy o stabilnych i porównywalnych średnich wartościach nocyceptywnych, w zależności od tego, która modalność nocyceptywna (TIT lub TPT) jest brana pod uwagę. Wartość ta zostanie przyjęta jako podstawowa odpowiedź nocyceptywna jako odniesienie dla przyszłych grup "soli fizjologicznej" i "morfiny".
  2. Zmierz masę ciała każdego zwierzęcia.
  3. Przygotować roztwór morfiny (0,5 mg morfiny na ml) w sterylnym roztworze soli fizjologicznej (NaCl 0,9%) do podania podskórnego (5 mg morfiny na kg masy ciała zwierzęcia).
  4. Zmierz opóźnienie odpowiedzi nocyceptywnej (przyjęte jako punkt czasowy 0) dla każdej myszy zarówno z grupy "Sól fizjologiczna", jak i "Morfina" w TIT (wszystkie kroki poniżej 2.1 powyżej). Następnie zmierz nocycepcję w TPT (wszystkie kroki poniżej 2.2 powyżej).
  5. Wstrzyknąć podskórnie morfinę (zwykle 0,25 ml roztworu morfiny o stężeniu 0,5 mg/ml na 25 g masy myszy) i sól fizjologiczną (0,25 ml na 25 g masy myszy) odpowiednio do grupy "morfina" i "sól fizjologiczna".
  6. Zmierz wartości nocyceptywne na TIT i TPT (wszystkie procedury opisane powyżej odpowiednio w krokach 2.1 i 2.2) w ciągu czasu (w odstępie 30 minut) w celu oceny analgezji wywołanej morfiną (5 mg / kg):
    1. Po 30 minutach od wstrzyknięcia zmierz odpowiedź nocyceptywną (pojedyncze oznaczenie) dla każdej myszy z grupy "Sól fizjologiczna" i "Morfina", używając TIT, a następnie TPT.
    2. Następnie zmierz wartości odpowiedzi nocyceptywnej (TIT i TPT) u wszystkich myszy w punktach czasowych (w godzinach): 1-1,5-2-2,5-3 i 3,5 po wstrzyknięciu.

4. Przewlekłe leczenie morfiną - hiperalgezja wywołana morfiną (Krok D; d1 do d6)

  1. W dniu: d1
    1. Zmierz wartości odpowiedzi nocyceptywnej na TIT i TPT, jak opisano powyżej (kroki 2.1 i 2.2). Dokładnie opisz opóźnienia wypłaty i limity ciśnienia dla każdego zwierzęcia.
    2. Przygotować świeży roztwór morfiny zgodnie z opisem w kroku 3.2.
    3. Wstrzyknąć podskórnie morfinę (5 mg/kg m.c.) całej grupie "morfina" i sól fizjologiczną (0,25 ml na 25 g masy masy myszy) grupie "sól fizjologiczna". Pozwól zwierzętom odpocząć do następnego dnia.
  2. W dniach: d2, d3, d4, d5 i d6 powtórzyć czynności opisane w sekcji 4.1

5. Dowody na tolerancję przeciwbólową (Krok E; d7)

  1. Oceń analgezję wywołaną morfiną zgodnie z paradygmatem przebiegu czasowego szczegółowo opisanym w sekcji 3.

6. Akwizycja danych i analizy statystyczne

  1. Ocena podstawowych wartości odpowiedzi nocyceptywnej (etap B)
    1. Obliczyć dla każdego dnia (w okresie od d-4 do d-1) średnie wartości SEM (n=8) dla podstawowych odpowiedzi nocyceptywnych ± podstawie TIT i TPT w grupach "sól fizjologiczna" i "morfina".
    2. Wykreślić średnie podstawowe wartości nocyceptywne w funkcji czasu (dnia) dla obu grup Rysunek 2.
  2. Analiza przebiegu analgezji morfinowej w dniach d0 (krok C) i d7 (krok e)
    1. Oblicz, w każdym punkcie czasowym po wstrzyknięciu morfiny, średnie wartości SEM (n=8) dla odpowiedzi nocyceptywnych ± podstawie TIT (w sekundach) i TPT (w g) w każdej grupie.
    2. Wykreślić średnie wartości odpowiedzi nocyceptywnej w funkcji czasu dla grup "Sól fizjologiczna" i "Morfina" w dniu 0 Rysunek 3 i dniu 7 Rysunek 5.
  3. Rozwój hiperalgezji wywołanej morfiną (krok D)
    1. Obliczyć dla każdego dnia (w okresie leczenia d0-d7) średnie wartości SEM (n=8) dla wartości podstawowej odpowiedzi nocyceptywnej ± podstawie TIT i TPT w grupach "leczonych solą fizjologiczną" i "leczonych morfiną".
    2. Wykres średnich wartości podstawowej odpowiedzi nocyceptywnej w funkcji czasu (dnia) dla grup "leczonych solą fizjologiczną" i "leczonych morfiną" Rysunek 4.
  4. Dowody na tolerancję przeciwbólową (kroki C i E)
    1. Na podstawie eksperymentu z przebiegiem czasu morfiny przeprowadzonego na rysunku d0 3 określić wartość czasu (lub zakres czasu) wymagany, aby morfina indukowała maksymalną odpowiedź przeciwbólową.
    2. Przyjmij tę wartość (zwykle 30 minut) jako czas odniesienia do oszacowania na d7 Rysunek 5 wartości wyjściowej nocycepcji (grupa leczona solą fizjologiczną) i rzeczywistej odpowiedzi przeciwbólowej (grupa leczona morfiną) na ostrą morfinę.
    3. Wartości nocyceptywne uzyskane w punkcie czasowym 30 min z eksperymentów morfinowych przeprowadzonych w czasie d0 i d7 dla grup leczonych solą fizjologiczną i morfiną, przedstawiono jako histogramy Ryc. 6.
    4. Statystyki: Analizowanie danych przy użyciu jednokierunkowych powtarzanych miar ANOVA. Czynnikami zmienności były leczenie (między podmiotami) i czas (w obrębie podmiotu). Aby sprawdzić różnice osobno w każdej grupie, przeprowadzono powtarzane pomiary ANOVA. Porównania między dwiema grupami przeprowadzono przy użyciu niesparowanego testu t lub sparowanego testu t, gdy było to właściwe.
  5. Poziom istotności jest ustalony na P<0,05. Wszystkie analizy statystyczne są przeprowadzane za pomocą oprogramowania STATview.

Wyniki

Ocena podstawowych wartości nocyceptywnych u naiwnych myszy (Krok B)

Test inkubacji w cieczy (TIT) oraz test przyłożenia płyty grzejnej (TPT) zastosowano sekwencyjnie u całej kohorty myszy (n=16), co pozwoliło uzyskać średnie wartości odpowiedzi nocyceptywnej. Optymalny dobór zwierząt umożliwił a posteriori zdefiniowanie dwóch grup (n=8) myszy, określonych jako grupa solna i grupa morfinowa, które wykazują podobne i stabilne podstawowe wartości nocyceptywne Rysunek 2. Równoważność obu grup jest zachowana niezależnie od wybranego testu nocyceptywnego (TIT: Rysunek 2A; TPT: Rysunek 2B).

Przebieg czasowy analgezji po podaniu morfiny w dniu 0 (Krok C)

Analgezję po morfinie oceniono po pojedynczej iniekcji (s.c.) morfiny (5 mg/kg) u myszy naiwnych, stosując zarówno test TIT Rycina 3A, jak i TPT Rycina 3B. W obu testach analizy statystyczne z użyciem jednoczynnikowej analizy wariancji z powtarzanymi pomiarami (ANOVA) wykazały istotną interakcję między leczeniem a czasem dla TIT (F(7, 98) = 72, p<0.001) oraz TPT (F(7, 98) = 31, p<0.001). Analizy danych TIT i TPT z użyciem ANOVA z powtarzanymi pomiarami wskazują, że iniekcja soli fizjologicznej nie wywołuje efektu (odpowiednio F(7, 49) = 0,49, p>0,05 oraz F(7, 49) = 1,85, p>0,05 dla testów TIT i TPT), podczas gdy iniekcja morfiny indukuje silną analgezję u myszy (odpowiednio F (7, 49) = 92,46, p<0,001 oraz F(7, 49) = 34,37, p<0,001 dla testów TIT i TPT). Maksymalny efekt przeciwbólowy morfiny osiągnięto po 30 min w teście TIT i po 60 min w TPT w porównaniu z kontrolą po iniekcji soli fizjologicznej (p<0,001, nieparzysty test t).

Powtarzane podawanie morfiny indukuje hiperalgezję u myszy (Krok D)

Bazowe wartości nocyceptywne mierzono codziennie przed podaniem soli fizjologicznej lub morfiny (patrz protokół). Jak pokazano na Rysunku 4, jednorazowe codzienne podawanie morfiny w ciągu 6-dniowego okresu leczenia wywołało istotne i progresywne obniżenie bazowych wartości nocyceptywnych dla bodźców termicznych (F(7, 56) = 11.6, p<0.001, ANOVA z powtarzanymi pomiarami; Rysunek 4A) oraz mechanicznych (F(7,56) = 15,55, p<0.001, ANOVA z powtarzanymi pomiarami; Rysunek 4B). Hiperalgezja rozwijała się szybko, stając się istotna w 1. dniu w teście TIT (p<0.01, nieparzysty test t, w porównaniu do kontroli wstrzykniętej solą fizjologiczną) oraz w 2. dniu w teście TPT (p<0.05, nieparzysty test t, w porównaniu do kontroli wstrzykniętej solą fizjologiczną).

Przebieg czasowy działania przeciwbólowego morfiny w 7. dniu, po przewlekłym podawaniu morfiny (Krok E)

W dniu 7. myszy, które otrzymywały codzienne iniekcje morfiny lub soli fizjologicznej przez okres 7 dni (d0 do d6), zostały poddane badaniu TIT Rysunek 5A oraz TPT Rysunek 5B, najpierw w celu określenia ich bazowych wartości nocyceptywnych, a następnie w celu oceny odpowiedzi przeciwbólowej na ostre podanie morfiny (5 mg/kg, sc.). Zgodnie z rozwojem hiperalgezji pokazanym na Rysunku 4, bazowa wartość nocyceptywna (czas 0) myszy leczonych przewlekle morfiną była znacząco niższa niż u myszy kontrolnych otrzymujących sól fizjologiczną (p<0,001, nieparzysty test t). Po ostrym podaniu morfiny odpowiedź nocyceptywna w grupie leczonej przewlekle morfiną znacząco wzrosła, jednak jedynie nieznacznie przekroczyła bazową wartość nocyceptywną myszy kontrolnych otrzymujących sól fizjologiczną, mierzoną w 30 min w TIT i TPT (p<0,01 oraz p<0,05, odpowiednio, nieparzysty test t) oraz w 60 min w TIT (p<0,05; nieparzysty test t). Od 2 h po podaniu morfiny aż do końca eksperymentu odpowiedzi nocyceptywne powróciły do wartości niższych niż u myszy kontrolnych (p<0,001, nieparzysty test t).

Porównanie maksymalnych odpowiedzi przeciwbólowych myszy na morfinę przed (dzień 0) i po przewlekłym leczeniu morfiną (dzień 7).

Wartości progu nocyceptywnego przedstawione na Ryc. 6 pochodzą z testów TIT (A) i TPT (B) przeprowadzonych 30 min po wstrzyknięciu soli fizjologicznej lub morfiny, zgodnie z ilustracją na Ryc. 3 (dzień 0) i Ryc. 5 (dzień 7). U myszy po przewlekłym podawaniu morfiny przez 7 dni zaobserwowano znaczny spadek analgezji w porównaniu z ich początkową odpowiedzią przeciwbólową w dniu 0 w obu testach nocyceptywnych (p<0,001 test t dla prób zależnych). Dane te wykazują, że u zwierząt z nadwrażliwością na ból rozwinęła się tolerancja.

Oś czasu analgezji morfiny; schemat faz analgezji i hiperalgezji w badaniu odpowiedzi nocyceptywnej.
Rycina 1. Pięcioetapowa procedura monitorowania tolerancji i hiperalgezji indukowanej morfiną. Protokół podzielono na pięć następujących po sobie etapów (A-E) trwających łącznie 15 dni.

Wykresy czasu latencji wycofania ogona i odpowiedzi nocyceptywnej porównujące grupy solną i morfinową.
Rysunek 2. Określenie podstawowych wartości odpowiedzi nocyceptywnej (Krok B; d-4 do d-1). Testy zanurzenia ogona (TIT) (A) oraz nacisku na ogon (TPT) (B) są stosowane u całej serii zwierząt w celu oceny ich podstawowych wartości nocyceptywnych. Następnie definiuje się dwie grupy myszy (n=8), określane jako grupy „Solna” i „Morfinowa”, tak aby wykazywały one stabilne i porównywalne średnie wartości nocyceptywne, niezależnie od rozważanego rodzaju nocycepcji.

Wykres analizy reakcji bólowej porównujący sól fizjologiczną z morfiną; wycofanie ogona i odpowiedź nocyceptywna.
Rysunek 3. Przebieg czasowy analgezji po podaniu morfiny w dniu 0 (Krok C) w TIT (A) i TPT (B). Bazową wartość odpowiedzi nocyceptywnej myszy określano co 30 min po jednorazowym wstrzyknięciu morfiny (5 mg/kg, sc.) lub soli fizjologicznej. Dane przedstawiono jako średnie ± SEM, n=8 myszy na grupę.*P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, nieparzysty test t w porównaniu z grupą kontrolną.

Wykresy czasu utraty odruchu wycofania ogona i odpowiedzi nocyceptywnej przedstawiające wyniki leczenia solą fizjologiczną w porównaniu z morfiną.
Rysunek 4. Rozwój hiperalgezji po wielokrotnym podawaniu morfiny (Krok D; d1 do d6). Podstawowa wartość nocyceptywna u myszy była określana za pomocą TIT (A) i TPT (B) raz dziennie przed podaniem morfiny (5 mg/kg, sc.) lub soli fizjologicznej. Dane przedstawiono jako wartości średnie ± SEM, n=8 myszy na grupę. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001 w nieparzystym teście t w porównaniu z grupą kontrolną leczoną solą fizjologiczną.

Wykresy odpowiedzi bólowej: Latencja wycofania ogona i odpowiedź nocyceptywna w czasie po podaniu soli fizjologicznej i morfiny.
Rysunek 5. Przebieg czasowy analgezji indukowanej morfiną u myszy leczonych przewlekle morfiną w dniu 7 (Krok E) w testach TIT (A) i TPT (B). Myszy, które były leczone przewlekle morfiną (czarne kropki) lub solą fizjologiczną (białe trójkąty) od dnia 0 do dnia 6, otrzymały w dniu 7 pojedynczy wtrysk odpowiednio morfiny (5 mg/kg, sc.) lub soli fizjologicznej. Odpowiedź nocyceptywną myszy określano co 30 min po wstrzyknięciu morfiny lub soli fizjologicznej. Dane przedstawiono jako średnie ± SEM, n=8 myszy na grupę. *P < 0,05, **P < 0,01 w nieparzystym teście t w porównaniu z grupą kontrolną traktowaną solą fizjologiczną. Słupki błędów, które nie przekraczają rozmiaru symboli, zostały ukryte.

Przewlekła latencja morfiny, porównanie odpowiedzi nocyceptywnej; wykres słupkowy; analiza progu bólu.
Rycina 6. Porównanie maksymalnych odpowiedzi przeciwbólowych myszy na morfinę (5 mg/kg, sc.) przed (dzień 0) i po przewlekłym leczeniu morfiną (dzień 7). Przedstawione tutaj wartości pochodzą z eksperymentów ukazanych na Rycinie 3 oraz Rycinie 5. Wartości nocyceptywne mierzono za pomocą TIT (A) i TPT (B) 30 min po wstrzyknięciu morfiny lub soli fizjologicznej. Dane przedstawiono jako średnie ± SEM, n=8 myszy na grupę. ***P < 0.001 w teście t dla prób zależnych.

Dyskusja

Kroki krytyczne

Wybór modelu zwierzęcego do pomiarów nocycepcji

Zbadano zmienność wrażliwości nocyceptywnej i przeciwbólowej wśród szczepów myszy (recenzje 14-16) przy użyciu różnych modeli bólu różniących się etiologią (nocyceptywny, zapalny, neuropatyczny), modalnością (termiczną, chemiczną, mechaniczną), czasem trwania (ostry, tonizujący, przewlekły) i miejscem podania (skórny, podskórny, trzewny). W porównaniu z innymi szczepami, myszy C57BL/6J ("J" dla Jackson Laboratory) stały się popularnym modelem zwierzęcym do badań nad bólem, ponieważ wykazują wysoką podstawową wrażliwość nocyceptywną17,18 i umiarkowaną odpowiedź przeciwbólową na opiaty14,19. Po przewlekłym leczeniu morfiną rozwijają również znaczną tolerancję przeciwbólową20,21, hiperalgezję21,22 i uzależnienie20,23.

Tutaj eksperymenty przeprowadzono na myszach C57BL/6N Tac ("N" dla National Institute of Health i "Tac" dla farmy Taconics), które należą do odrębnej gałęzi linii B6. Chociaż myszy C57BL / 6 od dawna są uważane za wymienne, ostatnie badania wykazały znaczące różnice w zachowaniu między szczepami C57BL / 6J i C57BL / 6N24. W szczególności niższa wrażliwość trzech podszczepów C57BL/6N (w tym podszczepu Tac) na ostry ból termiczny może być uważana za zaletę w testowaniu tego fenotypu.

Samce myszy zostały wybrane, ponieważ zdecydowana większość badań bólu, wykorzystujących myszy jako model zwierzęcy, jest przeprowadzana na młodocianych samcach25. W naszych rękach dostarczyły one solidnych i powtarzalnych danych, gdy były badane z punktu widzenia analgezji lub hiperalgezji. Od czasu do czasu zauważyliśmy tendencję samic C57BL/6N do udzielania bardziej zróżnicowanych odpowiedzi, zarówno w testach TIT, jak i TPT. Chociaż obserwacja ta może odzwierciedlać naturalne zmiany związane ze statusem hormonalnym kobiet, ogólne mechanizmy leżące u podstaw różnic między płciami w bólu i analgezji nadal pozostają przedmiotem kontrowersji. Niektóre aspekty tej gorącej debaty zostaną pokrótce przedstawione w następnej sekcji "Ograniczenia techniki".

Habituacja zwierząt

Myszom po raz pierwszy pozwolono przyzwyczaić się do obiektu dla zwierząt w ciągu jednego tygodnia. Podobnie jak w przypadku każdego innego badania behawioralnego, testy przeprowadzono po 3-dniowym okresie aklimatyzacji (Figura 1, krok A). Ponieważ testy nocyceptywne są wrażliwe na stres, pierwsze pomiary mogą dawać dłuższe opóźnienia niż kolejne, szczególnie u myszy nieprzyzwyczajonych26,27. Etap habituacji pozwala również na uzyskanie bardziej stabilnych wartości odpowiedzi nocyceptywnej w ciągu tego samego dnia i między dniami (ryc. 2 i 4). Aby zmniejszyć okołodobowy wpływ na wrażliwość nocyceptywną i przeciwbólową28,29, wszystkie testy przeprowadzono w godzinach od 10:00 do 16:00.

Dobór testów nocyceptywnych

Testy nocyceptywne wykorzystują bodźce termiczne, mechaniczne, chemiczne lub elektryczne (przegląd 26,27,30. Ich wybór ma kluczowe znaczenie, ponieważ różne modalności nocyceptywne mogą być przetwarzane przez różne nocyceptory i włókna18,31,32.

Wybraliśmy test zanurzenia w ogonie (TIT)33, zmodyfikowaną wersję klasycznego testu machania ogonem opracowanego przez D'amour i Smitha34, oraz test nacisku na ogon (TPT), zaadaptowany z Randalla i Selitto35, jako przykłady modalności termicznych i mechanicznych do badania analgezji, hiperalgezji i tolerancji wywołanej morfiną u myszy. Oba testy są szeroko stosowane u szczurów. Systematycznie określano czas odcięcia, aby uniknąć lub ograniczyć ryzyko uszkodzenia tkanek.

Analgezja wywołana morfiną, hiperalgezja i tolerancja

Wybrano tutaj morfinę, prototypowego agonistę mu-opiatów, ponieważ jest ona silnym środkiem przeciwbólowym i induktorem OIH, zarówno u ludzi, jak i myszy1,2,36. Wiadomo, że siła działania przeciwbólowego morfiny różni się w zależności od szczepów myszy, dróg podawania i modalności nocyceptywnych. U myszy C57BL/6 niezawodną analgezję uzyskuje się zwykle po podskórnym wstrzyknięciu morfiny w zakresie dawek 1-20 mg/kg14,21. W związku z tym zdecydowaliśmy się na badanie ostrej analgezji po jednorazowym podaniu (s.c.) morfiny w dawce 5 mg / kg, bliskiej jej wartości ED50 (7-20 mg / kg) ocenianej na podstawie nocycepcji termicznej19,21.

Wielokrotnemu podawaniu morfiny często towarzyszy tolerancja przeciwbólowa (świadcząca albo o przesunięciu w prawo krzywej dawka-odpowiedź, albo o zmniejszeniu amplitudy lub czasu trwania odpowiedzi przeciwbólowej) i hiperalgezji (zaostrzonej wrażliwości na bodźce bolesne, o której świadczy spadek podstawowej wartości nocyceptywnej). Oba niekorzystne zjawiska zależą od szczepów gryzoni, od charakteru wybranego związku opiatowego i jego dawkowania, od czasu trwania leczenia i od modalności nocyceptywnej21. Na przykład eksperymentalne paradygmaty do badania tolerancji i hiperalgezji polegają na codziennym podawaniu wysokich i stałych (od 20 do 40 mg/kg dziennie)22 lub eskalacji (do 50 lub nawet 200 mg/kg)20,21 dawek morfiny. W związku z tym promowaliśmy rozwój hiperalgezji i tolerancji u myszy C57BL / 6 poprzez codzienne podawanie morfiny (5 mg / kg; s.c.) przez okres 8 dni. Ta umiarkowana dawka morfiny była preferowana w stosunku do wyższych, aby lepiej naśladować stosowanie w klinice.

Konfiguracja okna operacyjnego TIT

Możliwa pułapka w TIT może być związana z rolą ogona w termoregulacji gryzoni26,37. Ponieważ temperatura otoczenia jest kluczowym czynnikiem wpływającym na zmiany odpowiedzi nocyceptywnej, powinna być utrzymywana na stałym poziomie (w tym przypadku na poziomie 21 °C) przez cały czas trwania eksperymentów38. Natężenie ciepła jest zwykle ustawione tak, aby wykryć reakcję nocyceptywną w ciągu 5 do 10 sekund27. Rzeczywiście, większe opóźnienia mogą zwiększać ryzyko monitorowania ruchów zwierząt niezwiązanych z bodźcem nocyceptywnym, podczas gdy krótsze mogą zmniejszać różnicową moc testu. Przeprowadziliśmy pomiary TIT w stałej temperaturze 48 °C. Opóźnienia wycofania ogona były bliskie 9 sekund (podstawowa wartość nocyceptywna) i wahały się od 4 sekund (hiperalgezja) do 25 sekund (maksymalna analgezja; odcięcie). Oprócz względów praktycznych, pomiary wartości odpowiedzi nocyceptywnej w ustalonej temperaturze mogą a priori obejmować ten sam repertuar nocyceptorów i obwodów, ułatwiając w ten sposób interpretację danych.

Możliwe modyfikacje

Optymalizacja okna operacyjnego TIT dla pomiarów analgezji i OIH

Koncentrując się na odpowiedzi przeciwbólowej, niskie wartości wyjściowe (wyższa intensywność ciepła) mogą sprzyjać wykryciu opóźnienia w odpowiedzi. Z kolei, aby zaradzić konsekwencjom bolesnego bodźca lub rozwoju OIH, wyższe wartości wyjściowe (niższa intensywność ciepła; w tym przypadku 48 °C) mogą ułatwić wykrycie szybszych reakcji (ryc. 4).

Chociaż znaleźliśmy morfinę w dawce 5 mg / kg jako dogodną dawkę do wywołania silnej odpowiedzi przeciwbólowej (Ryc. 3) i do wywołania (po wielokrotnym podaniu) znacznej hiperalgezji (Ryc. 4), jej dawkowanie można dostosować, jak wspomniano wcześniej (etap krytyczny: analgezja wywołana morfiną, hiperalgezja i tolerancja). Na przykład niższe dawki mogą być stosowane w celu zmniejszenia amplitudy analgezji (unikając w ten sposób ograniczeń granicznych), podczas gdy wyższe dawki mogą być wybrane w celu przyspieszenia wystąpienia hiperalgezji i zwiększenia jej amplitudy.

Ogólnie rzecz biorąc, optymalizacja "okna nocyceptywnego" powinna być dostosowana do tła genetycznego badanych myszy i uwzględniać możliwość udziału odrębnych układów nocyceptorów i obwodów.

Alternatywni agoniści opiatów (fentanyl, remifentanyl)

Chociaż większość klinicznie stosowanych opiatów jest ukierunkowana na receptor opioidowy mu jako agonistów, różnią się one znacznie pod względem właściwości farmakologicznych zarówno in vitro , jak i in vivo. Na przykład remifentanyl i fentanyl, w wyraźnym kontraście z morfiną, zachowują się jak pełnoprawni agoniści i promują internalizację receptorów opioidowychmu39. Opiatowe leki przeciwbólowe, takie jak morfina i fentanyl, mają okres półtrwania w zakresiegodzin 40, podczas gdy remifentanyl ma bardzo krótki okres półtrwania wynoszący kilka minut41. U ludzi najlepsze dowody na OIH pochodzą od pacjentów, którzy otrzymywali opiaty podczas operacji, w tym związki krótko działające, takie jak remifentanyl2,42. W związku z tym fentanyl i remifentanyl mogą być również cennymi narzędziami do badania rozwoju hiperalgezji i tolerancji u myszy, w paradygmatach TIT i TPT.

Alternatywne sposoby indukcji OIH (przewlekłe i ostre podawanie)

OIH obserwuje się u ludzi i na modelach zwierzęcych jako konsekwencję podawania opiatów, zarówno w bardzo niskich, jak i bardzo wysokich dawkach1,2. Informujemy tutaj o rozwoju OIH po przewlekłym leczeniu myszy umiarkowanymi dawkami morfiny. Konieczne było kilkudniowe leczenie myszy C57BL / 6N, aby udowodnić wyraźny i powtarzalny stan hiperalgetyczny (ryc. 4). Codzienne zastrzyki z morfiny można by odpowiednio zastąpić wszczepionymi granulkami morfiny: po ich usunięciu zarówno hiperalgezja termiczna, jak i allodynia mechaniczna zostały już zgłoszone u myszy43. Inną możliwością jest infuzja opiatów za pomocą pompy mikroosmotycznej44. U gryzoni długotrwała hiperalgezja jest również osiągalna po ostrym podaniu fentanylu przy użyciu protokołu naśladującego stosowanie tego agonisty opioidów mu w chirurgii u ludzi36,45,46.

Ograniczenia techniki

Gatunki zwierząt i modele bólu

Badania porównawcze wielu szczepów myszy dostarczyły dowodów na duże różnice w reakcjach nocyceptywnych na bodźce bolesne17,31,47 oraz w poziomach OIH po 4-dniowym leczeniu morfiną22. To, czy mechanizmy leżące u podstaw przetwarzania i modulacji bólu w modelach zwierzęcych (myszy i szczury) są istotne dla pacjentów z bólem przewlekłym, pozostaje fundamentalnym i otwartym pytaniem. W związku z tym należy zwrócić dużą uwagę na interpretację danych na zwierzętach i ich trafność predykcyjną dla ludzi16.

Różnice płci w bólu i analgezji

Większość badań przedklinicznych na modelach zwierzęcych pod kątem bólu przeprowadzono na samcach gryzoni16,25,48. Pomimo tego błędu selekcji, wyłaniający się pogląd polegał na uznaniu mężczyzn za lepiej reagujących na opiatowe leki przeciwbólowe49,50, mniej podatnych na rozwój hiperalgezji wywołanej opioidami 51,52 i bardziej tolerancyjnych na analgezję morfinową53 niż ich żeńskie odpowiedniki (przegląd 54). Jednak różnice między płciami w odniesieniu do nocycepcji i skuteczności leków przeciwbólowych nie wracają do takiego paradygmatu "jednego rozmiaru dla wszystkich". Rzeczywiście, bogactwo danych wskazuje obecnie, że wiele zmiennych może wpływać na wielkość i kierunek różnic płciowych, takich jak skuteczność i selektywność leków opioidowych, test nocyceptywny, tło genetyczne, wiek, status gonadohormonalny lub interakcje społeczne48,54. U ludzi ból kliniczny jest bardziej powszechny u kobiet, ale to, czy fakt ten odzwierciedla rzeczywiste różnice między płciami, pozostaje kwestią dyskusyjną48,55,56. Na przykład globalna analiza pięćdziesięciu badań klinicznych nie wykazała istotnych różnic we właściwościach przeciwbólowych między płciami, podczas gdy metaanalizy przeprowadzone na osobach kontrolowanych przez pacjentów wykazały znacznie większą skuteczność opioidów u kobiet57. To ostatnie spostrzeżenie, które wyraźnie kontrastuje z tym, co znaleziono u gryzoni, ponownie rodzi kilka pytań dotyczących pochodzenia takich rozbieżności16,48,55,57. Ogólnie rzecz biorąc, różnice między płciami w analgezji istnieją i zasługują na dalsze skupienie się na mechanizmach leżących u ich podstaw i implikacjach klinicznych.

O testach nocyceptywnych

Test wycofania ogona jest odruchem rdzeniowym, ale może podlegać wpływom nadrdzeniowym58. TIT jest stosunkowo łatwy do wykonania na szczurach, ale wymaga większej wiedzy na myszach. Potencjalną trudnością jest utrzymanie myszy w prawidłowej pozycji bez wywoływania niepożądanego stresu. Proponowany protokół może być dostosowywany w zależności od wielkości kohorty. 16 zwierząt (8 kontrolnych i 8 leczonych) jest łatwo kontrolowanych, jeśli chodzi o pomiar ich podstawowych wartości odpowiedzi nocyceptywnej (najpierw przy użyciu TIT, a następnie TPT dla całej serii myszy). Monitorowanie przebiegów czasowych analgezji wymaga ustalenia precyzyjnego harmonogramu i oceny maksymalnej liczby zwierząt, które mogą być badane (najpierw TIT, a następnie TPT) w wyznaczonym przedziale czasowym (w tym przypadku 30 minut). Cała kohorta zwierząt może być zatem podzielona na podgrupy, aby umożliwić eksperymentatorowi respektowanie ograniczeń kinetycznych.

Znaczenie techniki w odniesieniu do istniejących/alternatywnych metod

OIH u szczurów i myszy

Szczury były szeroko wykorzystywane do badania analgezji opioidowej, hiperalgezji i tolerancji, po ostrym lub przewlekłym podaniu opiatów46,59-61. Rzeczywiście, z kilku praktycznych powodów, można je uznać za lepsze od myszy jako model zwierzęcy do eksperymentów z bólem16,61. Jednak do niedawna generowanie genetycznie zmodyfikowanych szczurów nie było prostą procedurą. Ponieważ dostępnych jest już wiele genetycznie modyfikowanych szczepów myszy, nasz model oferuje możliwość zbadania udziału wielu pojedynczych genów w rozwoju OIH i tolerancji u myszy.

TIT i TPT w porównaniu z innymi testami nocyceptywnymi

TIT jest wariantem testu machania ogonem, przy czym najbardziej oczywistą różnicą jest obszar stymulacji. W przeciwieństwie do promieniowania cieplnego, zanurzenie ogona w gorącej wodzie prowadzi do szybkiego i równomiernego wzrostu jej temperatury. W porównaniu z innymi formami testowania nocycepcji termicznej (testy z gorącą płytą lub testy Hargreavesa), TIT zapewnia dość powtarzalne wyniki zarówno wśród badanych, jak i w ich obrębie.

TPT jest bardzo popularnym testem do badania nocycepcji mechanicznej26,27,35 , który prawdopodobnie obejmuje odrębne włókna nocyceptywne i przetworniki molekularne niż TIT32. Zapewnia szybkie i wiarygodne pomiary59 , ale wymaga pewnej wiedzy specjalistycznej od eksperymentatora i dużych kohort zwierząt. Jako alternatywę dla analgezymetru zastosowanego w niniejszym badaniu, istnieją inne procedury lub aparatura opierająca się na tensometrycznych (przegląd 27). TPT najlepiej nadaje się do badania hiperalgezji mechanicznej, podczas gdy filamenty von Freya są zwykle brane pod uwagę do oceny allodynii mechanicznej (przegląd 27).

Przyszłe zastosowania lub wskazówki po opanowaniu tej techniki

Prezentowany przez nas eksperymentalny model OIH/tolerancji może być podobnie zaadaptowany do genetycznie zmodyfikowanych myszy w celu oceny roli poszczególnych genów w modulacji bólu. Stanowi również system modelowy do badania skuteczności potencjalnych środków terapeutycznych w łagodzeniu przewlekłego bólu.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Dziękujemy doktorowi J-L. Galzi (UMR7242 CNRS; Illkirch, Francja) za wsparcie.

Ta praca była wspierana przez CNRS, INSERM, Université de Strasbourg, Alsace BioValley oraz przez granty od Conectus, Agence National de la Recherche (ANR 08 EBIO 014.02), Conseil Régional d'Alsace (Pharmadol), Communauté Urbaine de Strasbourg (Pharmadol), ICFRC (Pharmadol), OSEO (Pharmadol), Direction Générale des Entreprises (Pharmadol).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
C57BL/6N Myszy taktyczneTaconic, Ry, DaniaC57BL/6N Tac B6-MSamce myszy (25-30 g)
Chlorowodorek morfinyFrancopia, Paryż, FrancjaNr CAS 52-26-6Dostarczane ze specjalną autoryzacją
Strzykawki (Terumo)Dutscher, Brumath, Francja050000Polipropylen, sterylny, objętość: 1 ml
Igły (Terumo)Dutscher, Brumath, Francja05010126 G ½ (Odniesienie do Terumo: NN2613RO1)
Ogranicznik myszyDomowej robotyDwie metalowe siatki (5 x 11 cm) połączone taśmą klejącą i zszywkami
Termostatyczna łaźnia wodna GR150Grant Instruments, Cambridge, Wielka BrytaniaGP 0540003
AnalgezymetrPanlab, Barcelona, HiszpaniaLE 7306
Oprogramowanie KaleidagraphOprogramowanie Synergy, Reading, PA, USAKaleidagraph 4.03 Wykresy naukowe
STATviewDarmowe pobieranie, statystyki
Oprogramowanie

Bibliografia

  1. Angst, M. S., Clark, J. D. Opioid-induced hyperalgesia. A qualitative systematic review. Anesthesiology. 104, 570-587 (2006).
  2. Chu, L. F., Angst, M. S., Clark, D. Opioid-induced hyperalgesia in humans. Molecular mechanisms and clinical considerations. Clin. J. Pain. 24, 479-496 (2008).
  3. Lee, M., Silverman, S., Hansen, H., Patel, V., Manchikanti, L. A comprehensive review of opioid-induced hyperalgesia. Pain Physician. 14, 145-161 (2011).
  4. Hutchinson, M. R., Shavit, Y., Grace, P. M., Rice, K. C., Maier, S. F., Watkins, L. R. Exploring the neuroimmunopharmacology of opioids: An integrative review of mechanisms of central immune signaling and their implications for opioid analgesia. Pharmacol. Rev. 63, 772-810 (2011).
  5. Wang, X., et al. Morphine activates neuroinflammation in a manner parallel to endotoxin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 109, 6325-6330 (2012).
  6. Colpaert, F. C. System theory of pain and of opiate analgesia: No tolerance to opiates. Pharmacol. Rev. 48, 355-402 (1996).
  7. Simonnet, G., Rivat, C. Opioid-induced hyperalgesia: abnormal or normal pain. NeuroReport. 14, 1-7 (2003).
  8. Mao, J., Sung, B., Ji, R. R., Lim, G. Chronic morphine induces downregulation of spinal glutamate transporters: implications in morphine tolerance and abnormal pain sensitivity. J. Neurosci. 22, 8312-8323 (2002).
  9. King, T., Ossipov, M. H., Vanderah, T. W., Porreca, F., Lai, J. Is paradoxical pain induced by sustained opioid exposure an underlying mechanism of opioid antinociceptive tolerance. Neurosignals. 14, 194-205 (2005).
  10. DuPen, A., Shen, D., Ersek, M. Mechanisms of opioid-induced tolerance and hyperalgesia. Pain Management Nursing. 8, 113-121 (2007).
  11. Chu, L. F., et al. Analgesic tolerance without demonstrable opioid-induced hyperalgesia : A double-blinded, randomized, placebo-controlled trial of sustained-release morphine for treatment of chronic nonradicular low-back. 153, 1583-1592 (2012).
  12. Ferrini, F., et al. Morphine hyperalgesia gated through microglia-mediated disruption of neuronal Cl- homeostasis. Nature Neurosci. 16, 183-192 (2013).
  13. Zimmermann, M. Ethical guidelines for investigation of experimental pain in conscious animals. Pain. 16, 109-110 (1983).
  14. Mogil, J. S. The genetic mediation of individual differences in sensitivity to pain and its inhibition. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96, 7744-7751 (1999).
  15. Mogil, J. S., et al. Screening for pain phenotypes : Analysis of three congenic mouse strains on a battery of nine nociceptive tests. Pain. 126, 24-34 (2006).
  16. Mogil, J. S. Animal models of pain : progress and challenges. Nature Rev. Neurosci. 10, 283-294 (2009).
  17. Mogil, J. S., et al. Heritability of nociception I : Responses of 11 inbred mouse strains on 12 measures of nociception. Pain. 80, 67-82 (1999).
  18. Larivière, W. R., et al. Heritability of nociception. III. Genetic relationships among commonly used assays of nociception and hypersensitivity. Pain. 97, 75-86 (2002).
  19. Elmer, G. I., Pieper, J. O., Negus, S. S., Woods, J. H. Genetic variance in nociception and its relationship to the potency of morphine-induced analgesia in thermal and chemical tests. Pain. 75, 129-140 (1998).
  20. Eidelberg, E., Erspamer, R., Kreinick, C. J., Harris, J. Genetically determined differences in the effects of morphine on mice. Eur. J. Pharmacol. 32, 329-336 (1975).
  21. Kest, B., Hopkins, E., Palmese, C. A., Adler, M., Mogil, J. S. Genetic variation in morphine analgesic tolerance: A survey of 11 inbred mouse strains. Pharmacol. Biochem. Behav. 73, 821-828 (2002).
  22. Liang, D. -Y., Liao, G., Wang, J., Usuka, J., Guo, Y., Peltz, G., Clark, J. D. A genetic analysis of opioid-induced hyperalgesia in mice. Anesthesiology. 104, 1054-1062 (2006).
  23. Kest, B., Palmese, C. A., Hopkins, E., Adler, M., Juni, A., Mogil, J. S. Naloxone-precipitated withdrawal jumping in 11 inbred mouse strains : Evidence for common genetic mechanisms in acute and chronic morphine physical dependence. Neurosci. 115, 463-469 (2002).
  24. Bryant, C. D., et al. Behavioral differences among C57BL/6 substrains: Implications for transgenic and knockout studies. J. Neurogenet. 22, 315-331 (2008).
  25. Mogil, J. S., Chanda, M. L. The case for the inclusion of female subjects in basic science studies of pain. Pain. 117, 1-5 (2005).
  26. Le Bars, D., Gozariu, M., Cadden, S. W. Animal models of nociception. Pharm. Rev. 53, 597-652 (2001).
  27. Barrot, M. Tests and models of nociception and pain in rodents. Neurosci. 211, 39-50 (2012).
  28. Kavaliers, M., Hirst, M. Daily rythms of analgesia in mice: effects of age and photoperiod. Brain Res. 279, 387-393 (1983).
  29. Castellano, C., Puglisi-Allegra, S., Renzi, P., Oliverio, A. Genetic differences in daily rhythms of pain sensivity in mice. Pharmacol. Biochem., and Behavior. 23, 91-92 (1985).
  30. Sandkühler, J. Models and mechanisms of hyperalgesia and allodynia. Physiol. Rev. 89, 707-758 (2009).
  31. Mogil, J. S., et al. Heritability of nociception II. ‘Types’ of nociception revealed by genetic correlation analysis. Pain. 80, 83-93 (1999).
  32. Scherrer, G., et al. Dissociation of the opioid receptor mechanisms that control mechanical and heat. 137, 1148-1159 (2009).
  33. Janssen, P. A. J., Niemegeers, C. J. E., Dony, J. G. H. The inhibitory effect of fentanyl and other morphine-like analgesics on the warm water induced tail withdrawal reflex. Arzneimittelforsch. 13, 502-507 (1963).
  34. Amour, F. E., Smith, D. L. A method for determining loss of pain sensation. J. Pharmacol. Exp. Ther. 72, 74-79 (1941).
  35. Randall, L. O., Selitto, J. J. A method for measurement of analgesic activity on inflamed tissue. Arch. Int. Pharmacodyn. Ther. 111, 409-419 (1957).
  36. Elhabazi, K., et al. Involvement of neuropeptides FF receptors in neuroadaptative responses to acute and chronic opiate treatments. Br. J. Pharmacol. 165, 424-435 (2012).
  37. Berge, O. -G., Garcia-Cabrera, I., Hole, K. Response latencies in the tail-flick test depend on tail skin temperature. Neurosci. Lett. 86, 284-288 (1988).
  38. Benoist, J. -M., Pincedé, I., Ballantyne, K., Plaghi, L., Le Bars, D. Peripheral and central determinants of a nociceptive reaction: An approach to psychophysics in the rat. PLoS ONE. 3, e3125(2008).
  39. Morgan, M. M., Christie, M. J. Analysis of opioid efficacy, tolerance, addiction and dependence from cell culture to human. Br. J. Pharmacol. 164, 1322-1334 (2011).
  40. Trescot, A. M., Datta, S., Lee, M., Hansen, H. Opioid pharmacology. Pain Physician. 11, S133-S153 (2008).
  41. Egan, T. D., et al. The pharmacokinetics of the new short-acting opioid remifentanil (GI87084B) in healthy adult male volunteers. Anesthesiology. 79, 881-892 (1993).
  42. Hansen, E. G., Duedahl, T. H., Rømsing, J., Hilsted, K. L., Dahl, J. B. Intra-operative remifentanil might influence pain levels in the immediate post-operative period after major abdominal surgery. Acta Anaesthesiol Scand. 49, 1464-1470 (2005).
  43. Li, X., Angst, M. S., Clark, J. D. A murine model of opioid-induced hyperalgesia. Mol. Brain Res. 86, 56-62 (2001).
  44. Varnado-Rhodes, Y., Gunther, J., Terman, G. W., Chavkin, C. Mu opioid analgesia and analgesic tolerance in two mouse strains. C57BL/6 and 129/SvJ. Proc. West Pharmacol. Soc. 43, 15-17 (2000).
  45. Celerier, E., et al. Long-lasting hyperalgesia induced by fentanyl in rats: preventive effect of ketamine. Anesthesiology. 92, 465-472 (2000).
  46. Celerier, E., Simonnet, G., Maldonado, R. Prevention of fentanyl-induced delayed pronociceptive effects in mice lacking the protein kinase C gamma gene. Neuropharmacol. 46, 264-272 (2004).
  47. Larivière, W. R., Chesler, E. J., Mogil, J. S. Transgenic studies of pain and analgesia: Mutation or background phenotype. J. Pharmacol. Exp. Ther. 297, 467-473 (2001).
  48. Mogil, J. S. Sex differences in pain and pain inhibition: multiple explanations of a controversial phenomenon. Nature Rev. Neurosci. 13, 859-866 (2012).
  49. Kest, B., Wilson, S. G., Mogil, J. S. Sex differences in supraspinal morphine analgesia are dependent on genotype. J. Pharmacol. Exp. Ther. 289, 1370-1375 (1999).
  50. Kest, B., Sarton, E., Dahan, A. Gender differences in opioid-mediated analgesia. Anesthesiology. 93, 539-547 (2000).
  51. Holtman, J. R., Wala, E. P. Characterization of morphine-induced hyperalgesia in male and female rats. Pain. 114, 62-70 (2005).
  52. Juni, A., et al. Sex differences in hyperalgesia during morphine infusion: effect of gonadectomy and estrogen treatment. Neuropharmacol. 54, 1264-1270 (2008).
  53. Craft, R. M., et al. Sex differences in development of morphine tolerance and dependence in the rat. Psychopharmacol. 143, 1-7 (1999).
  54. Bodnar, R. J., Kest, B. Sex differences in opioid analgesia, hyperalgesia, tolerance and withdrawal: central mechanisms of action and roles of gonadal hormones. Hormones Behav. 58, 72-81 (2010).
  55. Greenspan, J. D., et al. Studying sex and gender differences in pain and analgesia: A consensus report. Pain. 132, S26-S45 (2007).
  56. Fillingim, R. B., Ness, T. J. Sex-related hormonal influences on pain and analgesic responses. Neurosci. Biobehav. Rev. 24, 485-501 (2000).
  57. Niesters, M., et al. Do sex differences exist in opioid analgesia? A systematic review and meta-analysis of human experimental and clinical studies. Pain. 151, 61-68 (2010).
  58. Millan, M. J. Descending control of pain. Prog. Neurobiol. 66, 355-474 (2002).
  59. Celerier, E., Laulin, J. -P., Corcuff, J. -B., Le Moal, M., Simonnet, G. Progressive enhancement of delayed hyperalgesia induced by repeated heroin administration : A sensitization process. J. Neurosci. 21, 4074-4080 (2001).
  60. Simonin, F., et al. RF9, a potent and selective neuropeptide FF receptor antagonist, prevents opioid-induced tolerance associated with hyperalgesia. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 103, 466-471 (2006).
  61. Wilson, S. G., Mogil, J. S. Measuring pain in the (knockout) mouse: big challenges in a small mammal. Behav. Brain Res. 125, 65-73 (2001).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Test zanurzenia ogonaTest nacisku na ogonOdpowied nocyceptywnaPrzewlek e podawanie morfinyNocycepcja termicznaNocycepcja mechanicznaMyszy typu dzikiegoWra liwo na b l

Powiązane artykuły