Artykuł metodologiczny

Zastosowanie bezznacznikowych biosensorów optycznych do wykrywania modulacji kanałów potasowych przez receptory sprzężone z białkiem G

9.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51307

⸱

10 lutego 2014

 ,  , 
1Department of Pharmacology, Yale School of Medicine, 2Department of Cellular and Molecular Physiology, Yale School of Medicine, 3X-BODY Biosciences

W tym artykule

Podsumowanie

Techniki biosensorów optycznych mogą wykrywać zmiany w masie w pobliżu błony plazmatycznej w żywych komórkach i pozwalają śledzić reakcje komórkowe zarówno w pojedynczych komórkach, jak i populacjach komórek. Protokół ten będzie opisywał wykrywanie modulacji kanałów potasowych przez receptory sprzężone z białkiem G w nienaruszonych komórkach przy użyciu tego podejścia.

Streszczenie

Kanały jonowe kontrolują właściwości elektryczne neuronów i innych typów komórek pobudzających, selektywnie pozwalając jonom przepływać przez błonę plazmatyczną1. Aby regulować pobudliwość neuronów, biofizyczne właściwości kanałów jonowych są modyfikowane przez białka i cząsteczki sygnałowe, które często wiążą się z samymi kanałami, tworząc heteromeryczny kompleks kanałów2,3. Tradycyjne testy badające interakcję między kanałami a białkami regulatorowymi wymagają egzogennych znaczników, które mogą potencjalnie zmienić zachowanie białka i zmniejszyć fizjologiczne znaczenie celu, dostarczając jednocześnie niewiele informacji na temat przebiegu interakcji w żywych komórkach. Biosensory optyczne, takie jak system skanera X-BODY Biosciences BIND, wykorzystują nowatorską technologię bezznacznikową, optyczne biosensory z siatką rezonansową (RWG), do wykrywania zmian w rezonansowym świetle odbitym w pobliżu bioczujnika. Test ten umożliwia wykrycie względnej zmiany masy w dolnej części żywych komórek przylegających do powierzchni biosensora, wynikającej ze zmian w adhezji i rozprzestrzenianiu się komórek wywołanych ligandami, toksyczności, proliferacji i zmian w interakcjach białko-białko w pobliżu błony plazmatycznej. Biosensory optyczne RWG zostały wykorzystane do wykrywania zmian masy w pobliżu błony plazmatycznej komórek po aktywacji receptorów sprzężonych z białkiem G (GPCR), receptorowych kinaz tyrozynowych i innych receptorów na powierzchni komórki. Za pomocą tego testu można również badać zmiany indukowane ligandem w interakcjach kanał-białko. W tym artykule opiszemy procedurę eksperymentalną stosowaną do wykrywania modulacji kanałów potasowych aktywowanych sodem (KNa) Slack-B przez GPCR.

Wprowadzenie

Badanie żywych komórek w ich fizjologicznie istotnym kontekście jest kluczowe dla zrozumienia biologicznych funkcji celów komórkowych. Jednak testy badające interakcję między kanałami a regulatorowymi białkami cytoplazmatycznymi, takie jak testy koimmunoprecypitacji, na ogół dostarczają niewiele informacji na temat przebiegu interakcji w żywych komórkach w czasie. Większość obecnych testów komórkowych mierzy określone zdarzenie komórkowe, takie jak translokacja fluorescencyjnie znakowanego białka będącego przedmiotem zainteresowania. Testy te wymagają modyfikacji interesujących białek, które mogą potencjalnie zmienić zachowanie białka i zmniejszyć fizjologiczne znaczenie celu. Nieinwazyjne testy komórkowe, które nie wymagają manipulacji systemem, zapewniają ciągły pomiar aktywności komórkowej i umożliwiają badanie komórek w ich najbardziej fizjologicznie istotnym stanie4.

Optyczne biosensory są zaprojektowane tak, aby wytwarzać mierzalną zmianę w charakterystyce światła, które jest sprzężone z powierzchnią czujnika. Biosensory optyczne, które wykorzystują fale ulotne, w tym techniki rezonansu plazmonów powierzchniowych (SPR) i siatek rezonansowych długości fal (RWG), są wykorzystywane przede wszystkim do wykrywania powinowactwa i kinetyki cząsteczek wiążących się z ich receptorami biologicznymi unieruchomionymi na powierzchni czujnika. Niedawno opracowano dostępne na rynku biosensory RWG, które umożliwiają wykrywanie względnej zmiany masy w dolnej części komórek przylegających do powierzchni czujnika w wysokiej rozdzielczości przestrzennej (do 3,75 μm/piksel)5. Te bioczujniki mogą wykrywać zmiany masy w pobliżu błony plazmatycznej żywych komórek, które wynikają ze stymulacji, takie jak adhezja i rozprzestrzenianie się komórek, toksyczność, proliferacja i szlaki sygnałowe wywoływane przez różne receptory na powierzchni komórki, w tym receptory sprzężone z białkiem G (GPCR)6. Biosensory RWG wykrywają względną zmianę współczynnika załamania światła w funkcji względnej zmiany masy w promieniu 150 nm od biosensora7. Gdy komórki są siane do bioczujnika, ta zmiana współczynnika załamania odzwierciedla zmianę masy w pobliżu błony plazmatycznej komórki wynikającą ze zmiany przylegania komórek do bioczujnika. W protokole tym omówione zostanie wykrywanie interakcji kanał-białko za pomocą biosensorów RWG.

Systemy akwizycji danych RWG składają się z kilku komponentów. Ponieważ do tych eksperymentów użyto skanera X-BODY Biosciences BIND Scanner, będziemy odnosić się do komponentów tego konkretnego systemu, który składa się z czytnika płytek, powiązanych bioczujników, oprogramowania do akwizycji BIND Scan i oprogramowania analitycznego BIND View8. Biosensory kryształów fotonicznych, zwane dalej biosensorami optycznymi, składają się z okresowego układu dielektryka i materiału w 2 lub 3 wymiarach, co zapobiega propagacji światła przy określonych długościach fal i kierunkach. Fotoniczne struktury krystaliczne opierają się na zjawisku zwanym anomalią Wooda. Anomalie te, odkryte po raz pierwszy przez Wooda w 1902 roku, są efektami obserwowanymi w widmie światła odbitego przez optyczne siatki dyfrakcyjne, gdzie gwałtowne zmiany intensywności poszczególnych rzędów dyfrakcyjnych występują w pewnych wąskich pasmach częstotliwości. W 1962 roku Hessel i Oliner przedstawili nową teorię anomalii Wooda, w której siatka o skończonym okresie generuje stały rezonans o długościfali 9. W opisywanych tutaj biosensorach optycznych anomalie Wooda są wykorzystywane do wytworzenia biosensora RWG, który po stymulacji białym światłem odbija tylko bardzo wąskie pasmo długości fal (zwykle w zakresie 850-855 nm).

Indywidualne biosensory składają się z tworzywa sztucznego o niskim współczynniku załamania światła o okresowej strukturze powierzchni, które jest pokryte cienką warstwą wysokorefrakcjjnego materiału dielektrycznego dwutlenku tytanu (TiO2). Gdy bioczujnik jest oświetlony źródłem światła o szerokiej długości fali, siatka optyczna kryształów fotonicznych odbija wąski zakres długości fal światła, który jest mierzony przez spektrofotometr w skanerze BIND. Szczytowa intensywność odbitych długości fal (szczytowa wartość długości fali lub PWV) jest następnie obliczana na podstawie sygnału. PWV światła przesuwa się po zmianie współczynnika załamania w wyniku wzrostu lub spadku masy w pobliżu (~150 nm) powierzchni biosensora. Biosensory optyczne są włączone do standardowej 384-dołkowej mikropłytki Towarzystwa Nauk Biomolekularnych (SBS) do testów stosowanych w tych eksperymentach.

Biosensory RWV są używane do wykrywania zmian po dodaniu sygnałów egzogennych w żywych komórkach10. Komórki są hodowane bezpośrednio na powierzchni biosensora RWG, a zmiana lokalnego wskaźnika refrakcji jest monitorowana po leczeniu określonymi bodźcami. Można określić kierunek zmiany masy na biosensorze, ponieważ wzrost lokalnego współczynnika załamania wynika ze wzrostu masy w pobliżu biosensora i jest mierzony jako wzrost PWV. I odwrotnie, spadek masy powoduje spadek PWV. Zmiana wykrytego PWV może wynikać z wielu zdarzeń komórkowych, w tym zmian w adhezji komórek, rekrutacji/uwalnianiu białek, endocytozie i recyklingu, egzocytozie, apoptozie i przegrupowaniu cytoszkieletu. Na przykład test może wykrywać zmiany w interakcjach kanał-białko między kanałami potasowymi a innymi składnikami cytoplazmatycznymi lub cytoszkieletowymi. Zdarzenie musi jednak wystąpić w strefie detekcji ~150 nm w pobliżu biosensora, a w przypadku przyłączonej komórki w pobliżu błony plazmatycznej. Akwizycja odpowiedzi komórkowych odbywa się za pomocą oprogramowania BIND Scan i generowana jest reprezentacja obrazu każdego z 384 dołków w płytce SBS. System ten ma rozdzielczość do 3,75 μm/piksel, co pozwala na wykrywanie zdarzeń w pojedynczych komórkach i może być stosowany zarówno z liniami komórkowymi (takimi jak komórki HEK293 lub CHO), jak i z bardziej fizjologicznie istotnymi komórkami pierwotnymi. Analiza obrazu za pomocą oprogramowania BIND View pozwala na wykrycie odpowiedzi komórkowych zarówno u pojedynczych, jak i w populacjach komórek. Ponieważ biosensory są wbudowane w standardowe mikropłytki SBS 384-dołkowe, system można łatwo dostosować do wysokoprzepustowych badań przesiewowych (HTS).

Biosensory optyczne z siatką rezonansową o długości fali były wcześniej używane do wykrywania zmian masy w pobliżu błony plazmatycznej komórek po aktywacji GPCR11. Nasze laboratorium sklonowało dwa kanały potasowe aktywowane sodem (KNa), Slack-B i Slick12. Wykazano, że na aktywność zarówno kanałów Slack-B, jak i Slick bardzo silny wpływ ma bezpośrednia aktywacja kinazy białkowej C (PKC)13. Aktywacja receptorów sprzężonych z białkiem Gαq, takich jak receptor muskarynowy M1 i metabotropowy receptor glutaminianu mGluR1, silnie reguluje aktywność kanału poprzez aktywację PKC. Te kanały KNa przyczyniają się do adaptacji neuronów podczas długotrwałej stymulacji i regulują dokładność czasu potencjałów czynnościowych14. Wiadomo, że luźne kanały oddziałują z różnymi cytoplazmatycznymi cząsteczkami sygnałowymi, w tym FMRP, białkiem upośledzenia umysłowegoFragile X 15,16. Mutacje w Slack powodują wielokrotne migrujące częściowe napady padaczkowe w okresie niemowlęcym (MMPSI), wczesną postać padaczki, która powoduje poważne opóźnienie rozwoju17.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Hodowla komórkowa (na podstawie Fleminga i Kaczmarka18)

  1. Hodować komórki w odpowiednich pożywkach przez więcej niż 2, ale mniej niż 10 pasaży przed użyciem w tym teście. Nietransfekowane komórki HEK-293 i komórki HEK-293 ze stabilną ekspresją szczurzego białka Slack-B są hodowane w jednej połowie pożywki Modified Eagle firmy Dulbecco i połowie pożywki L-15 Leibovitz, uzupełnionej 10% inaktywowaną termicznie płodową surowicą bydlęcą i antybiotykami. 500 μg/ml Geneticin (G418) dodaje się do komórek HEK-293 stabilnie eksprymujących Slack-B w celu wybrania ekspresji kanału Slack. Pasaż komórek przy 70-90% konfluencji przez dysocjację z naczyń 0,25% roztworem trypsyny-EDTA.

2. Powłoka macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) płytki biosensora optycznego TiO2 384-well z fibronektyną i albuminą jaja kurzego

  1. Przygotowanie mieszaniny fibronektyny ECM i roztworu blokującego albuminę jaja kurzego
    1. Przygotować roztwór roboczy fibronektyny w buforowanym roztworze soli fizjologicznej (PBS) o końcowym stężeniu 5 μg/ml fibronektyny w 20,0 ml PBS. Ze stężenia podstawowego 1,0 mg/ml dodać 100 μl do 20,0 ml PBS w celu 200-krotnego rozcieńczenia. Roztwór roboczy fibronektyny można podzielić na porcje i przechowywać w temperaturze -20 °C po przygotowaniu.
    2. Przygotować 5% roztwór podstawowy inaktywowanej termicznie albuminy jaja kurzego w sterylnej wodzie. Rozcieńczyć albuminę jaja kurzego w sterylnej wodzie do hodowli tkankowej do uzyskania 5% roztworu i dezaktywować termicznie przez 30 minut w temperaturze 60 °C. Schłodzić roztwór do temperatury pokojowej i sterylnie przefiltrować roztwór. Podać 5% roztwór albuminy jaja kurzego i przechowywać w temperaturze 4 °C.
    3. Przygotować 2% roztwór roboczy albuminy jaja kurzego, rozcieńczając 5% roztwór podstawowy do PBS. Na przykład dodać 12,0 ml 5% roztworu podstawowego albuminy jaja kurzego do 18,0 ml PBS, aby uzyskać końcową objętość 30,0 ml.
  2. 384-dołkowa powłoka płytki biosensora optycznego
    1. Uwodnić płytkę TiO2 20,0 μl/studzienkę sterylnej wody do hodowli tkankowych przez 15 minut. Poniższe czynności należy wykonać za pomocą pipetora 16-kanałowego.
    2. Umyj płytę 1x z 50,0 μl PBS na studzienkę.
    3. Dodaj 20,0 μl roztworu roboczego fibronektyny do każdej studzienki i inkubuj przez 2 godziny w temperaturze pokojowej, aby utworzyć ECM.
    4. Umyj płytę 1x z 50,0 μl PBS na studzienkę.
    5. Dodać 40,0 μl roztworu roboczego albuminy jaja kurzego do każdego dołka i inkubować przez noc w temperaturze 4 °C w celu zablokowania płytki.
    6. Umyj płytę 3x z 50,0 μl PBS na dołek. Płytki z powłoką ECM można przechowywać w temperaturze 4 °C do 48 godzin.

3. Umieszczanie komórek na 384-dołkowej płytce optycznego biosensora

  1. Usuń pożywkę wzrostową z komórek i dodaj trypsynę, aby usunąć komórki z płytki. Zebrać komórki i odwirować przy 1 000 x g przez 1 minutę. Usuń pożywkę trypsynową i ponownie zawieś komórki w pożywce wzrostowej.
  2. Za pomocą hemocytometru lub automatycznego licznika komórek określ stężenie komórek.
  3. Aby zminimalizować skutki parowania podczas inkubacji, zostanie użyte 50,0 μl pożywki wzrostowej na studzienkę. Komórki należy rozcieńczyć, aby osiągnąć pożądaną liczbę komórek w studzience w objętości 50,0 μl pożywki wzrostowej. W tych eksperymentach 1000 komórek/studzienkę zostało posianych na bioczujniku.
  4. Pozostawić wysiane komórki do inkubacji przez noc w pożywce wzrostowej w temperaturze 37 °C pod powietrzem/5% CO2 .

4. Przygotowanie biosensora i płytek złożonych do testu biosensora optycznego RWG

  1. Wyjmij płytkę z inkubatora i usuń pożywkę wzrostową z komórek. Umyj komórki 1x zrównoważonym roztworem soli Hanksa (HBSS). Dodać 25,0 μl HBSS do każdego dołka.
  2. Umieść płytkę biosensora na skanerze BIND i pozwól komórkom zrównoważyć się do temperatury pokojowej przez 1-2 godziny.
  3. Przygotować oddzielną płytkę złożoną, z której podczas testu zostaną dodane do płytki biosensora interesujące nas ligandy. W przypadku tych testów do każdej studzienki na płytce biosensora dodano 25,0 μl roztworu zawierającego związek, co daje łączną objętość 50,0 μl. W związku z tym związki w roztworze przygotowano w 2-krotnym stężeniu końcowym.

5. Wykonaj test biosensora optycznego RWG

  1. Wykonaj pomiar linii podstawowej za pomocą systemu skanera dla studzienek A1-P12 (połowa płytki SBS 384-dołkowej) przy użyciu maksymalnej rozdzielczości 3,75 μm/piksel dla centralnych 1,5 mm każdego dołka za pomocą oprogramowania BIND Scan. Ten skan bazowy zajmie około 30 minut.
  2. Dodać 25,0 μl roztworów złożonych do każdej studzienki dla studzienek A1-P12.
  3. Wykonaj pomiar podstawowy studzienek A13-P24.
  4. Dodać 25,0 μl roztworów związków do każdej studzienki dla studzienek A13-P24.
  5. Wykonaj pomiar po dodaniu związku dla studzienek A1-P12 i powtórz dla studzienek A13-P24.

6. Analiza danych testowych za pomocą widoku BIND

  1. Otwórz dane testowe BIND dla pomiaru linii bazowej w systemie Windows i kliknij przycisk "Edytor siatki", aby włączyć wybór komórek. Oprogramowanie obliczy metryki zainteresowań zdefiniowane przez użytkownika.
  2. Otwórz "Wtyczki", które zawierają funkcję "Cell Finder" i "Baseliner". Ustaw parametry w "Cell Finder", aby komórki były rozpoznawalne z tła biosensora.
  3. Eksportuj plik mapy komórki, który zawiera dane "Wyszukiwarki komórek" dla pomiaru linii bazowej.
  4. Powtórz kroki 6.1-6.2 dla danych po dodaniu związku.
  5. Otwórz wtyczkę "Baseliner" i zaimportuj mapę komórek z pomiaru linii bazowej. Oprogramowanie obliczy przesunięcie PWV między danymi tła a danymi złożonymi.
  6. Wybierz "Δ Średnia komórki", aby uzyskać wynik średniego przesunięcia PWV dla komórek. Dane można następnie wyeksportować do programu Microsoft Excel w celu dalszej analizy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Komórki HEK-293 stabilnie transfekowane Slack-B oraz kontrolne komórki HEK-293 nietransfekowane wysiano w zagęszczeniu 1 000 komórek/dołek na płytkach biosensora RWG z 384 dołkami, powleczonych ECM. Obrazy z centralnego obszaru o powierzchni 1,5 mm2 biosensora rejestrowano w rozdzielczości 3,75 µm/pixel (Rysunek 1). Mapy gradientu gęstości masy wygenerowano przed oraz 30 min po dodaniu związku za pomocą oprogramowania BIND Scan. Oprogramowanie BIND View wykorzystano do określenia przesunięcia ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Czynnik pierwszy Z (Z') jest powszechną metodą statystyczną służącą do ilościowego określania jakości wysokoprzepustowego testu przesiewowego20, a ponieważ badanie przesiewowe agonistów GPCR w tym teście miało miejsce w teście 384-dołkowym zgodnym z SBS, stanowi doskonałą miarę solidności i ważności tego testu21. Wartość Z' równa 1 wskazuje teoretycznie idealny test z nieskończoną liczbą punktów danych z nieistniejącymi odchyleniami standardowymi. Wartość Z' wynosząca od 0,5 do 1 jest uważana za dos...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Steven M. Shamah jest pracownikiem X-BODY Biosciences.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni dr Yangyang Yan z laboratorium dr Freda Sigwortha na Uniwersytecie Yale za hojne przekazanie komórek HEK293 stabilnie wyrażający szczurze białko Slack-B. Dodatkowo autorzy są wdzięczni dr Sigworthowi za model homologii mikroskopii krioelektronowej Slacka pokazany we wstępie do filmu. Badania te były wspierane przez NIH Grants DH067517 i NS073943 dla L.K.K.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
DMEM, technologie życia o wysokiej zawartości glukozy11965-092
Leibovitz's L-15 MediumLife Technologies11415-064
Penicylina-Streptomycyna (10 000 U/ml)Life Technologies15140-122
Geneticin G-418 SiarczanAB05057bioanalityczny
HBSSLife Technologies14025-092
Fibronektyna z ludzkiego osoczaSigma-AldrichF0895
Albumina z białka jaja kurzegoSigma-AldrichA5378
DPBSLife Technologies14190-144
Hemocytometr fazowy Hausser Bright-LineFisher Scientific02-671-6
Chlorek karbamoylcholinySigma-AldrichC4382
SFLLR-NH2 sól trifluorooctanuSigma-AldrichS8701
Finnpipette (5-50 &mikro; l)Thermo Scientific4662090
BINDX-BODY BiosciencesN/A
384-dołkowe płytki powlekane TiO2X-BODY BiosciencesTiO-96-CM
Amerykański System skanerów

Bibliografia

  1. Hille, B. Ion Channels of Excitable Membranes. , Sinauer Associates. (1992).
  2. Kaczmarek, L. K. Non-conducting functions of voltage-gated ion channels. Nat. Rev. Neurosci. 7, 761-771 (2006).
  3. Levitan, I. B. Signaling protein complexes associated with neuronal ion channels. Nat. Neurosci. 9, 305-310 (2006).
  4. Shamah, S. M., Cunningham, B. T. Label-free cell-based assays using photonic crystal optical biosensors. Analyst. 136, 1090-1102 (2011).
  5. Cunningham, B. T., Laing, L. M. icroplate-based label-free detection of biomolecular interactions: applications in proteomics. Expert Rev. Proteomics. 3, 271-281 (2006).
  6. Peters, M. F., Vaillancourt, F., Heroux, M., Valiquette, M., Scott, C. W. Comparing label-free biosensors for pharmacological screening with cell-based functional assays. Assay Drug Dev. 8, 219-227 (2010).
  7. Fang, Y., Ferrie, A. M., Fontaine, N. H., Mauro, J., Balakrishnan, J. Resonant waveguide grating biosensor for living cell sensing. Biophys. J. 91, 1925-1940 (2006).
  8. Cunningham, B. T., et al. Label-free assays on the BIND system. J. Biomol. Screen. 9, 481-490 (2004).
  9. Hessel, A. aO., A, A. A New Theory of Wood's Anomalies on Optical Gratings. Appl. Optics. 4, 1275-1297 (1965).
  10. Cunningham, B. T., Laing, L. G. Advantages and application of label-free detection assays in drug screening. Expert Opin. Drug Discov. 3, 891-901 (2008).
  11. Lee, P. H. Label-free optical biosensor: a tool for G protein-coupled receptors pharmacology profiling and inverse agonists identification. J. Recept. Signal Transduct. Res. 29, 146-153 (2009).
  12. Bhattacharjee, A., Kaczmarek, L. K. For K+ channels, Na+ is the new Ca2. Trends Neurosci. 28, 422-428 (2005).
  13. Santi, C. M., et al. Opposite regulation of Slick and Slack K+ channels by neuromodulators. J. Neurosci. 26, 5059-5068 (2006).
  14. Yang, B., Desai, R., Kaczmarek, L. K. Slack and Slick K(Na) channels regulate the accuracy of timing of auditory neurons. J. Neurosci. 27, 2617-2627 (2007).
  15. Brown, M. R., et al. Fragile X mental retardation protein controls gating of the sodium-activated potassium channel. 13, 819-821 (2010).
  16. Zhang, Y., et al. Regulation of neuronal excitability by interaction of fragile X mental retardation protein with slack potassium channels. J. Neurosci. 32, 15318-15327 (2012).
  17. Barcia, G., et al. De novo gain-of-function KCNT1 channel mutations cause malignant migrating partial seizures of infancy. Nat. Genet. 44, 1255-1259 (2012).
  18. Fleming, M. R., Kaczmarek, L. K. Use of optical biosensors to detect modulation of Slack potassium channels by G protein-coupled receptors. J. Recept. Signal Transduct. Res. 29, 173-181 (2009).
  19. Nelson, C. D., et al. Targeting of diacylglycerol degradation to M1 muscarinic receptors by beta-arrestins. Science. 315, 663-666 (2007).
  20. Zhang, J. H. A Simple Statistical Parameter for Use in Evaluation and Validation of High Throughput Screening Assays. J. Biomol. Screen. 4, 67-73 (1999).
  21. Gribbon, P., et al. Evaluating real-life high-throughput screening data. J. Biomol. Screen. 10, 99-107 (2005).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Potasowe kana y GPCRgrating o d ugo ci fali rezonansowejkana y Slack Bkom rki HEK 293oddzia ywania bia ko bia kodetekcja przesuni cia masysygnalizacja w czasie rzeczywistymzmiany adhezji kom rkowejwysokoprzepustowe przesiewianie

Powiązane artykuły