Wzdęcie pęcherza moczowego wywołało reakcje trzewnomotoryczne jako model bólu pęcherza moczowego u myszy

Podsumowanie

Około 3-8 milionów ludzi w Stanach Zjednoczonych cierpi na śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego (IC/BPS), wyniszczający stan charakteryzujący się częściowo bólem miednicy. W celu zbadania udziału układu nerwowego w tym stanie, stosuje się fizjologiczny model bólu pęcherza moczowego u myszy i szczurów.

Streszczenie

Około 3-8 milionów ludzi w Stanach Zjednoczonych cierpi na śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego (IC/BPS), wyniszczający stan charakteryzujący się zwiększoną pilnością i częstotliwością oddawania moczu, a także nokturią i ogólnym bólem miednicy, zwłaszcza po wypełnieniu pęcherza moczowego lub oddaniu moczu. Pomimo wieloletnich badań, przyczyna IC/BPS pozostaje nieuchwytna, a strategie leczenia nie są w stanie zapewnić pacjentom całkowitej ulgi. W celu zbadania wpływu układu nerwowego na ten stan, opracowano wiele modeli zwierzęcych, które naśladują ból i objawy związane z IC/BPS. Jednym z takich mysich modeli jest wzdęcie pęcherza moczowego (UBD). W tym modelu sprężone powietrze o określonym ciśnieniu jest dostarczane do pęcherza lekko znieczulonego zwierzęcia przez określony czas. Przez cały czas trwania zabiegu przewody w mięśniach skośnych górnych brzucha rejestrują aktywność elektryczną mięśnia. Ta aktywność jest znana jako odpowiedź trzewnoruchowa (VMR) i jest wiarygodną i powtarzalną miarą nocycepcji. Tutaj opisujemy kroki niezbędne do wykonania tej techniki u myszy, w tym manipulacje chirurgiczne, rejestrację fizjologiczną i analizę danych. Za pomocą tego modelu można rozwikłać koordynację między pierwotnymi neuronami czuciowymi, wtórnymi aferentami rdzenia kręgowego i wyższymi obszarami ośrodkowego układu nerwowego zaangażowanymi w ból pęcherza. Ta podstawowa wiedza naukowa może być następnie klinicznie przełożona na leczenie pacjentów cierpiących na IC/BPS.

Wprowadzenie

Przewlekły ból jest oficjalnie definiowany jako ból, który utrzymuje się przez około trzy miesiące, lub dłużej niż normalny czas gojenia się tkanek¹. Ten rodzaj bólu jest jednym z głównych powodów, dla których ludzie są zmuszeni do szukania pomocy medycznej² i może kosztować nawet 635 miliardów dolarów rocznie³. Obecne strategie radzenia sobie z przewlekłym bólem są uważane za archaiczne; Po dziesięcioleciach postępu w medycynie NLPZ (niesteroidowe leki przeciwzapalne) i opioidy są nadal podstawowymi metodami leczenia przepisywanymi przez lekarzy. Jednak zabiegi te są ukierunkowane na wszystkie rodzaje bólu w ten sam sposób, zapewniając efekty przeciwbólowe na całym ciele, w przeciwieństwie do skupiania się na przyczynie tego konkretnego incydentu bólowego. Aby lepiej pomagać osobom cierpiącym na przewlekły ból, należy skupić uwagę badań na etiologii i możliwych metodach leczenia specyficznego dla bólu związanych z najczęstszymi przyczynami bólu przewlekłego. Celem tego manuskryptu jest opisanie modelu używanego do lepszego zrozumienia stanu znanego jako śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bolesnego pęcherza moczowego (IC/BPS).

IC/BPS to wyniszczająca choroba, która dotyka miliony ludzi, głównie kobiety powyżej 40 roku życia ⁴. Dokładne przyczyny IC/BPS nie są znane, jednak rozpowszechnienie powiązano z^genetyką5, specyficzną dietą i^{wysokim poziomem} stresu6. Objawy IC/BPS obejmują między innymi: zwiększoną parcie na mocz, zwiększoną częstotliwość oddawania moczu, ból, przekłuwający lub piekący ból podczas napełniania pęcherza i oddawania moczu oraz nokturię⁷. Pacjenci doświadczający tych schorzeń mają wyższy poziom stresu i są bardziej niespokojni⁸. Ten zwiększony stres powoduje zwiększony ból, który zwiększa pierwotny poziom stresu. Badania wykazały, że poziom depresji i lęku zmniejsza się po zabiegach, które łagodzą ból moczu, skutecznie przerywając w ten sposób cykl pozytywnego sprzężenia zwrotnego⁹. Jednym z wyzwań związanych z odkrywaniem nowych metod leczenia IC/BPS jest niedostatek podstawowej wiedzy naukowej na temat bólu pęcherza.

W celu zbadania wpływu układu nerwowego na ten stan, stworzono wiele modeli zwierzęcych, które naśladują ból i objawy związane z IC/BPS. Tradycyjnie, zapalenie pęcherza moczowego zostało odtworzone u zwierząt po wprowadzeniu do pęcherza różnych substancji chemicznych, takich jak olej musztardowy, aceton, lipopolisacharyd, kwas solny i cyklofosfamid . Jednak w sterylnym moczu pacjentów z IC/BPS nie ma żadnych obcych czynników, co kwestionuje wiarygodność tych modeli. Innym mysim modelem bólu urologicznego jest wzdęcie pęcherza moczowego (UBD)¹⁰. W tym modelu sprężone powietrze o określonym ciśnieniu jest dostarczane do pęcherza moczowego wybudzonego lub lekko znieczulonego zwierzęcia przez określony czas. Przez cały czas trwania zabiegu przewody w mięśniach skośnych górnych brzucha rejestrują aktywność elektryczną mięśnia (za pomocą elektromiogramu (EMG)). Aktywność ta jest znana jako odpowiedź trzewnoruchowa (VMR) i jest wiarygodną, powtarzalną miarą nocycepcji¹⁰. Podobne wzdęcie pustych narządów (np. pęcherza moczowego, odbytnicy) u zdrowych ochotników powoduje uczucie dyskomfortu i znaczny wzrost zgłaszanego bólu^11,12, cechy, które są często wykorzystywane do diagnozowania IC/BPS. Tak więc, w połączeniu z elektrycznymi, farmakologicznymi i optogenetycznymi metodami stymulacji lub hamowania, UBD jest użytecznym i ważnym modelem do zrozumienia zarówno obwodowych, jak i ośrodkowych składników nocycepcji pęcherza moczowego i bólu.

Tutaj opisujemy procedurę dla UBD, która jest obecnie stosowana w naszym laboratorium u samic pospolitego szczepu myszy, C57Bl/6J. Ze względu na trudności w procesie cewnikowania u samców, procedura ta jest wykonywana głównie u samic myszy. Protokół ten został zaadaptowany z protokołu opracowanego przez Nessa i wsp.¹⁰ i wcześniej opublikowane w naszym laboratorium¹³. Poniższy protokół opisuje cztery podstawowe elementy tego modelu u znieczulonych zwierząt: (1) cewnik pęcherza moczowego i chirurgia elektrody rejestrującej, (2) częściowa indukcja znieczulenia, (3) rozdęcie pęcherza moczowego i zapis VMR oraz (4) analiza danych surowych śladów VMR/EMG. Subtelne różnice w procedurze UBD-VMR wynikające z wyboru organizmu, głębokości i indukcji znieczulenia oraz temperatury ciała omówiono poniżej.

Protokół

Poniższy protokół został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Duquesne i jest zgodny z wytycznymi Narodowych Instytutów Zdrowia.

1. Chirurgiczne wszczepienie elektrod drucianych i cewnika pęcherza moczowego przy użyciu sterylnych technik (całkowity czas 5-10 min)

1. Przed rozpoczęciem operacji należy przygotować następujące elementy:
   1. Aktywnie monitoruj i dostosuj temperaturę ciała do 37,5±0,5 °C za pomocą systemu monitorowania temperatury z zasilaną bateryjnie poduszką grzewczą i sondą temperatury ciała zwierzęcia (Lista materiałów) Podłącz automatyczny system do niskowatowej lampy grzewczej, aby uzyskać dodatkową kontrolę temperatury ciała.
   2. Sprzęt potrzebny do znieczulenia izofluranem obejmuje sprężone powietrze (np. 100%_O2), parownik izofluranu, izofluran, komorę indukcyjną izofluranu (do wstępnego knockdownu), stożek nosowy i układ wydechowy.
   3. Złóż odpowiednie narzędzia chirurgiczne, cewnik dożylny i elektrody (lista materiałów)
2. Wywołać stan znieczulenia w komorze indukcyjnej przy 2-3% izofluranie. Wyjmij mysz z komory, gdy utracisz odruch prostowania (0-1 min).
3. Umieść mysz w stożku nosowym z 2-2,5% izofluranem. Ściśnij palec u nogi, aby sprawdzić, czy jest w pełni znieczulony. Nie powinno być żadnej reakcji ze strony zwierzęcia. Uruchom timer.
4. Umieść 1 kroplę maści okulistycznej na każdym oku myszy.
5. Odwróć kursor myszy tak, aby strona grzbietowa była skierowana w dół.
6. Wprowadzić cewnik przez cewkę moczową i do pęcherza moczowego.
7. Zanurz cewnik w lubrykale chirurgicznym, aby nasmarować cewnik.
   1. Delikatnie przytrzymaj ujście cewki moczowej spiczastymi kleszczami prostopadle do ciała zwierzęcia. Trzymając cewnik z 2. zestawem kleszczy, delikatnie włóż koniec cewnika do cewki moczowej pod kątem prostopadłym do ciała zwierzęcia.
   2. Gdy cewnik wejdzie do cewki moczowej ~1-2 mm, delikatnie wyreguluj cewnik tak, aby był teraz równoległy do ciała, kierując się w stronę głowy. Ten ruch jest konieczny, aby ominąć kość łonową.
   3. Delikatnie popchnij cewnik w kierunku ciała myszy. Cewnik powinien wsuwać się do jamy ciała płynnie i bez oporu. Nie wciskaj cewnika na siłę. Jeśli cewnik nie wejdzie płynnie, wróć do pozycji prostopadłego cewnika i zacznij od nowa.
   4. Po całkowitym włożeniu cewnika do pęcherza delikatnie dociśnij brzuch myszy, aby usunąć zawartość pęcherza. Usuń cały mocz z cewnika, wciskając mały kawałek ręcznika papierowego do otworu cewnika. Gdy ręcznik papierowy zostanie nasączony moczem, wymień. Usuwanie moczu w sposób ciągły przez cały pozostały protokół, w tym podczas eksperymentów z wzdęciem pęcherza moczowego (patrz Protokół 3 poniżej).
8. Włóż dwa srebrne druty do lewych mięśni brzucha i jeden srebrny drut do klatki piersiowej (jako uziemienie).
   1. Użyj alkoholu lub jodu do dezynfekcji obszaru po prawej stronie cewnika (lewa strona ciała zwierzęcia).
   2. Odsłoń lewy mięsień brzucha.
      1. Przytrzymaj skórę w pobliżu lewego mięśnia brzucha za pomocą kleszczy. Wykonaj małe 1-2 cm nacięcie średnimi nożyczkami chirurgicznymi.
      2. Włóż końcówkę nożyczek w nacięcie i delikatnie rozszerz nacięcie do 2 cm.
      3. Użyj kleszczy, aby przesunąć leżącą powięź, aby odsłonić górny skośny mięsień brzucha. Uważaj, aby nie przeciąć/nie rozerwać żadnego z głównych naczyń krwionośnych, które znajdują się w tym regionie.
   3. Zegnij trzy srebrne druty na pół. Użyj ostrej igły 21 G, aby ugryźć mały kęs mięśnia. Następnie wbij igłę przez mięsień. Podczas wkładania do mięśnia należy uważać, aby nie przebić żadnych narządów wewnętrznych ani nie spowodować niepotrzebnego uszkodzenia mięśnia.
   4. Wbić wolny koniec jednego srebrnego drutu w otwór igły 21 G. Delikatnie przeciągnij igłę z powrotem przez mięsień, aby przeciągnąć srebrny drut przez ugryzienie mięśnia. Gdy igła jest wolna od mięśni, delikatnie przeciągnij srebrny drut przez mięśnie, aż pętla w drucie zrówna się ze zgryzem mięśniowym.
   5. Powtórz kroki 1.7.3-1.7.4 dla drugiego drutu mięśniowego. Drut ten należy umieścić w odległości ~0,5 cm od pierwszego drutu mięśniowego. Ważne jest, aby dwa przewody nie stykały się po włożeniu.
   6. Włóż trzeci srebrny drut (uziemienie) do klatki piersiowej poniżej serca.
      1. Użyj ostrej igły 21 G, aby pobrać mały kęs skóry (nie jest konieczne wykonywanie nacięcia ani golenie skóry) i wbić igłę w skórę.
      2. Włóż srebrny drut zgodnie z powyższym opisem i przeciągnij przez skórę.
9. Umieść niewielką ilość sterylnego oleju mineralnego o temperaturze 37,5 °C na odsłoniętych mięśniach, aby utrzymać je wilgotne i naciągnąć skórę na jak najwięcej odsłoniętych mięśni.
10. Wstrzyknij podskórnie 0,5 ml soli fizjologicznej, aby pomóc utrzymać poziom płynów podczas kolejnych etapów.
11. Delikatnie przewróć zwierzę na bok, aby łatwo utrzymać temperaturę ciała.

2. Procedura częściowego znieczulenia (całkowity czas ~75 min)

Poniższy protokół anestezjologiczny został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Duquesne i jest zgodny z wytycznymi National Institutes of Health.

1. Natychmiast po zakończeniu sekcji I (powyżej) należy obniżyć poziom izofluranu do 1,5%. Przytrzymaj na tym poziomie przez 15 minut.
2. Niższy poziom izofluranu tak, aby zwierzę było częściowo znieczulone.
   1. Obniżaj izofluran o 0,125% co 15 minut, aż zwierzę wykaże reakcję zgięciową na uszczypnięcie palca, ale nie wokalizuje ani nie porusza się w inny sposób.
   2. Zazwyczaj poziom 0,8-1,0% izofluranu jest optymalny, jednak poziomy mogą się różnić ze względu na różnice w ustawieniach znieczulenia. Wokalizacja i/lub poruszanie się są niezwykle rzadkimi zdarzeniami, gdy znieczulenie jest na odpowiednim poziomie.

3. Zapis elektromiogramu (EMG) podczas rozdęcia pęcherza moczowego ze stopniowanym ciśnieniem (15-75 mmHg) (całkowity czas - zmienny w zależności od eksperymentu)

1. Ustaw następujące elementy do zapisu EMG i wzdęcia pęcherza:
   1. Skonfiguruj wzmacniacz, digitizer i oprogramowanie do nagrywania. W tej konfiguracji digitizer ma jedno wejście dla wzmacniacza i dwa wejścia dla regulatora ciśnienia (wejścia znacznika ciśnienia i bodźca, patrz sekcja 3.1.2 poniżej). Dokładną konfigurację sprzętu i oprogramowania można dostosować (szczegółowe instrukcje można znaleźć na liście materiałów).
   2. Skonfiguruj system, aby dostarczać zwierzęciu określone impulsy ciśnienia powietrza. System ten jest określany jako "czasowy regulator ciśnienia" w poniższym protokole. Pozwala na automatyczne dostarczanie ciśnienia, w tym digitalizację ciśnienia powietrza, kontrolę długości próby, automatyzację interwałów między próbami, kontrolę liczby prób i sygnał cyfrowy początku bodźca (patrz Anderson i wsp.¹⁴ dla schematu czasowego regulatora ciśnienia).
2. Podłącz wszystkie przewody od myszy (2 przewody brzuszne + 1 przewód uziemiający) do amplifier i digitizera i rozpocznij nagrywanie sygnału EMG w oprogramowaniu digitizera. Zwróć uwagę, o której godzinie wybrano opcję "Zapisz" w oprogramowaniu digitizera.
3. Wyjmij ręcznik papierowy z cewnika pęcherza moczowego. Podłączyć cewnik do rury przewodzącej powietrze (z czasowego regulatora ciśnienia).
4. Przeprowadź pojedynczą 20-sekundową próbę przy ciśnieniu rozdęcia 60 mmHg.
   1. Ustaw regulator przepływu na 60 mmHg (sprawdź ciśnienie za pomocą analogowego ciśnieniomierza).
   2. Ustaw czasowy regulator ciśnienia tak, aby dostarczał 20-sekundowy interwał ciśnienia wstępnego (będzie to sygnał bodźca 2 V zapisany w oprogramowaniu digitizera), a następnie 20-sekundowy impuls rozprężania ciśnienia.
   3. Rozpocznij próbę (interwał ciśnienia wstępnego + próba rozdęcia ciśnienia). Kiedy rozpocznie się właściwa próba ciśnieniowa, dokładnie sprawdź ciśnienie za pomocą 3 ciśnieniomierzy podłączonych do systemu.
   4. Podczas próby rozdęcia ciśnienia należy zaobserwować silny sygnał EMG (>0,5 V) w trakcie i ewentualnie po 20-sekundowym rozdęciu. Zwierzę może wykazywać ruchy brzucha, ale zwierzę nie powinno wokalizować ani w inny sposób się poruszać. Chociaż rzadko, jeśli obserwuje się nieprawidłowe ruchy lub wokalizacje, należy zwiększyć poziom izofluranu.
5. Jeśli 1^st 60 mmHg rozdęcie wytwarza odpowiedni sygnał EMG, powtórz krok 3.4 jeszcze dwa razy w odstępie międzypróbnym 1-2 min.
6. Po otrzymaniu silnych sygnałów z trzech prób 60 mmHg, wykonaj eksperymentalne wzdęcia.
   1. W wielu badaniach stosuje się stopniowane rozciągnięcia, zaczynając od niskiego ciśnienia (10-15 mmHg) i przechodząc do szkodliwych ciśnień (75-80 mmHg) w krokach co 10-15 mmHg. Zobacz reprezentatywne wyniki poniżej, na przykład ślady przy różnych ciśnieniach.
   2. Typowe próby obejmują 20-sekundowy interwał przedciśnienia, 20-sekundowy interwał ciśnienia i 1-2 minutowy interwał międzypróbny.
   3. Wykonaj trzy rozdęcia przy każdym ciśnieniu, a następnie uśrednij z trzech prób (aby uzyskać pojedynczą reakcję trzewnoruchową dla każdego nacisku). W alternatywnej metodzie wykonaj pięć rozciągnięć przy każdym ciśnieniu, odrzuć próby wysokie i niskie, a następnie uśrednij pozostałe trzy odpowiedzi.
7. Po zakończeniu rozciągnięć eksperymentalnych przerwij nagrywanie, zapisz plik eksperymentu i uśmierc zwierzę przy użyciu zatwierdzonych metod.

4. Analiza surowych śladów EMG

1. Analiza reakcji trzewnomotorycznych (tj. zapisów EMG) jest łatwa do wykonania za pomocą wbudowanego oprogramowania digitizera lub programu innej firmy (Lista materiałów) Poniższe instrukcje są ogólnymi instrukcjami, które można wykorzystać do analizy tych danych za pomocą wielu programów lub przy użyciu analizy ręcznej.
2. Aby wyeksportować dane EMG, ciśnienia i sygnału bodźca z oprogramowania digitizera, wykonaj następujące czynności:
   1. Otwórz plik eksperymentalny.
   2. Kliknij "Plik" "Eksportuj jako".
   3. Zmień typ pliku na "tekst arkusza kalkulacyjnego (.txt)", nazwij plik i kliknij "Zapisz".
   4. W wyskakującym okienku zmień wyjściową częstotliwość próbkowania na "1000", zmień czas rozpoczęcia na moment rozpoczęcia zbierania danych i zmień czas zakończenia na "MaxTime()". Zaznacz pole wyboru "wyjście przesunięcia w czasie, więc pierwsza linia to 0,0 sekundy" i kliknij "OK".
   5. Dane zostaną teraz wyeksportowane jako plik tekstowy, który można otworzyć w różnych programach. Plik powinien zawierać cztery kolumny (Timer, VMR (EMG), Pressure, Stimulus).
3. Dla każdego badanego zwierzęcia doświadczalnego należy wykonać następujące operacje matematyczne.
   1. Popraw sygnał EMG dla całego zestawu danych, obliczając wartość bezwzględną każdego punktu czasowego.
   2. Określ średnią odpowiedź EMG podczas części tła eksperymentu.
   3. Odejmij tę średnią odpowiedź EMG tła od każdego skorygowanego punktu danych w eksperymencie, aby uzyskać zestaw danych skorygowanych w tle.
   4. Określ pole pod krzywą (AUC) dla każdego 20-sekundowego interwału ciśnienia wstępnego w zestawie danych skorygowanych w tle.
   5. Określ AUC dla każdej 20-sekundowej próby rozprężenia ciśnienia w skorygowanym zestawie danych w tle.
   6. Podzielić każdą wartość AUC próby rozprężenia ciśnienia (uzyskaną w kroku 4.3.5) przez najniższą wartość AUC w przedziale ciśnienia wstępnego z całego doświadczenia (uzyskaną w kroku 4.3.4). Jest to znormalizowane i skorygowane o tło AUC dla każdej pełnej próby rozdęcia ciśnienia.
4. Dla każdego zwierzęcia doświadczalnego należy uśrednić wiele znormalizowanych prób z jednego ciśnienia, aby uzyskać znormalizowany VMR w woltach * sekundach (Vsec).
5. Wykonaj odpowiednie statystyki na danych w zależności od projektu eksperymentu.

Wyniki

Ilustrację ogólnej konfiguracji UBD-VMR można zobaczyć na rysunku 1A. Zwiększanie ciśnienia powoduje wzrost surowego VMR (tj. EMG) (ryc. 1B.) Surowy sygnał VMR, ciśnienia i znacznika bodźca, który powinien być obserwowany podczas nagrywania za pomocą oprogramowania digitizera, można zobaczyć na rysunku 2. Górny kanał widoczny na rysunku 2 to ślad EMG (w V). Sygnał tła ścieżki EMG powinien być stały i mieć niską amplitudę (<0,2 V). Jeśli tło j...

Dyskusja

U ludzi śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego (IC/BPS) stanowi poważny problem kliniczny, ponieważ pacjenci odczuwają wyniszczający ból, który często nie reaguje na regularne leczenie bólu¹⁵. Jednym z głównych wyzwań w zrozumieniu i ostatecznym leczeniu przewlekłego bólu pęcherza moczowego jest zrozumienie normalnych procesów neuronalnych, które są zaangażowane w reakcję na szkodliwe wzdęcia pęcherza. Aby sprostać temu wyzwaniu, niezbędny jest zwierzęcy model bólu pęcherza. ...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Koc grzewczy na podczerwień i system monitorowania	Kent Scientific	Right-Temp System	Ten system jest skonfigurowany do monitorowania dwóch oddzielnych temperatur. Powinno to obejmować zwierzę i koc grzewczy.  Dodatkowo system może automatycznie dostosować temperaturę, aby utrzymać zadaną temperaturę. Jednak ta automatyczna funkcja powoduje zakłócenia elektryczne podczas zapisu EMG i musi być wyłączona. Kent może dostarczyć akumulator do poduszki grzewczej do użytku podczas części eksperymentu dotyczącej nagrywania riEMG.
Waporyzator izofluranowy	Draeger	Vapor 19.1	Każdy waporyzator izofuranowy będzie działał, ale warto mieć taki, który ma wiele nacięć między 0-2% izofluranu.
Izofluran	z wielu źródeł	n/a
100% zbiornik tlenu	wielu źródeł	nie dotyczy	Do wentylacji zwierząt
Stopień oddychania powietrzem	wiele źródeł	nie dotyczy	Do rozdęcia pęcherza
moczowego 24 G 0,56 cala Cewnik dożylny	BD Biosciences	381411	Do cewnikowania pęcherza moczowego
Surgilube (sterylne)	Savage Laboratories	0281-0205-02	Każdy smar klasy chirurgicznej będzie działał dobrze.
Olej mineralny (sterylny)	wiele źródeł	nie dotyczy
Sól fizjologiczna (sterylna)	wiele źródeł	nie dotyczy
AG8W Drut srebrny, 2 m, 0,20 mm (0,008 cala) D, L, bez izolacji	Warner Instruments	W4 64-1318	Każdy srebrny drut o tych specyfikacjach będzie działał.  Drut nie musi być "chlorowany"."
Maść okulistyczna	wiele źródeł	nie dotyczy
Małe nożyczki chirurgiczne	wiele źródeł	nie dotyczy
Ostre kleszcze	wiele źródeł	nie dotyczy
21 G Igła	z wielu źródeł	nie dotyczy
Wzmacniacz trawiasty P511 z 3-odprowadzeniowym wejściowym	Grass Instruments	P511 ( F-P5IC3/REV1)To	jest "wzmacniacz" używany w protokole.  Wzmacniacz z następującymi ustawieniami: Kalibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Wzmocnienie = 20; Hi freq = 10 kHz; Filtr liniowy = w.
Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (lub odpowiednik)	Cambridge Electronic Design	1401 Plus	Jest to "digitizer" używany w protokole.  Inne systemy digitizera od WINDAQ lub innych firm będą działać bez zarzutu; Potrzebne są wejścia dla sygnału ciśnienia, EMG i sygnału bodźca.
Oprogramowanie CED Spike2	Cambridge Electronic Design	Spike 2	Jest to "oprogramowanie digitizera" używane w protokole.  Powinien pochodzić od tego samego producenta co digitizer. Program powinien być skonfigurowany z 3 kanałami dla ciśnienia (skala 0-100 mmHg), sygnału EMG (typowo zakres od -5 do +5 V) i zakresu znacznika bodźca (0-2 V).
Schemat blokowy od zbiornika powietrza do cewnika pęcherza	moczowego nie	dotyczy Sekwencja	połączeń od zbiornika sprężonego powietrza do pęcherza moczowego zwierzęcia:  Zbiornik powietrza do 1/4 w rurce do przepływomierza Gilmont do złącza y.  Odgałęzienie 1 złącza y do ciśnieniomierza.  Odgałęzienie 2 do pojedynczego wejścia na zaworze 4-drogowym do wyjścia zaworu 4-drogowego do czasowego regulatora ciśnienia do rurki 3/32 od czasowego regulatora ciśnienia do złącza 2nd y (odgałęzienie 1 do ciśnieniomierza) z odgałęzieniem 2 do 3/32 rurki  do złącza 3rd Y.  Odgałęzienie 1 łącznika y do 3. ciśnieniomierza i odgałęzienie 2 do cewnika pęcherza moczowego zwierzęcia.
Przepływomierz Gilmont	Gilmont	GF8321-1401	Będzie działać wiele marek przepływomierzy.  W przypadku powietrza rozdętego pęcherza przepływomierz powinien być w stanie poradzić sobie z wysokimi ciśnieniami (takimi jak ten miernik Gilmonta).  W przypadku powietrza do oddychania natężenie przepływu powinno być regulowane do 100 ml/min (typowa szybkość dla myszy to 500-1 000 ml/min).
Zawór 4-drogowy Gang	Elite To		specyficzny element wyposażenia.  Zawór gangowy Elite jest przeznaczony do akwariów przy niskim ciśnieniu powietrza. W konfiguracji wzdęcia pęcherza zawór ten działa jak zawór bezpieczeństwa w przypadku skoków ciśnienia. Zbyt wysokie ciśnienie podczas początkowego włączania butli spowoduje zniszczenie przetwornika ciśnienia w regulatorze ciśnienia czasowego i/lub ciśnieniomierzach. Ponadto, zapewniając niewielką nieszczelność w układzie, zawór ten ułatwia regulację ciśnienia w zakresie 10-80 mmHg.
1/4 cala Rurki	z wieloma źródłami	n/a
3/32 cala Rurki	wieloma źródłami	bez
złączy "Y" (1/4 i 3/32 cala)	z wieloma źródłami	nie dotyczy
Ciśnieniomierz	CVS		Każdy analogowy ciśnieniomierz z apteki będzie działał w tym zastosowaniu.
Niestandardowy		regulator ciśnienia	czasowego Jest to niestandardowa maszyna zbudowana (warsztat mechaniczny Washington University w St. Louis), która pozwala na automatyczne dostarczanie ciśnienia, w tym digitalizację ciśnienia powietrza, kontrolę długości próby, automatyzację interwałów między próbami, kontrolę liczby prób i sygnał cyfrowy początku bodźca. Jednak podstawowe elementy systemu (włączanie i wyłączanie ciśnienia w danym okresie próbnym) mogą być kontrolowane za pomocą prostego przełącznika on/off w przewodzie.   Taka analogowa kontrola badania wymagałaby dodatkowych parametrów analizy (zob. Protokół 4).  Ponadto podczas analizy danych konieczne byłoby ręczne przypisanie ciśnienia na podstawie ciśnieniomierza analogowego.
IGOR Pro	Wavemetrics	n/a	Do analizy sygnału EMG. W tych eksperymentach można użyć wielu różnych typów oprogramowania do analizy danych.