Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Kolorymetryczne wykrywanie Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes na papierze w dużych ilościach wody rolniczej

14.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51414

⸱

9 czerwca 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Animal Science, University of Wyoming, 2Department of Chemistry, Colorado State University, 3Department of Environmental and Radiological Health Sciences, Colorado State University, 4Department of Animal Sciences, Colorado State University, 5Department of Plant Sciences, University of California, Davis, 6Department of Food Science and Human Nutrition, Citrus Research and Education Center, University of Florida, 7Department of Food Science and Agricultural Chemistry, McGill University

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół obejmujący zintegrowane zagęszczenie, wzbogacenie i kolorymetryczne wykrywanie patogenów przenoszonych przez żywność w dużych ilościach wody rolniczej jest tutaj przedstawiony. Woda jest filtrowana przez zmodyfikowane waciki Moore'a (MMS), wzbogacone o selektywne lub nieselektywne media, a detekcja odbywa się za pomocą papierowych urządzeń analitycznych (μPAD) osadzonych w bakteryjno-orientacyjnych podłożach kolorymetrycznych.

Streszczenie

Ten protokół opisuje szybkie wykrywanie kolorymetryczne Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes z dużych objętości (10 L) wód rolniczych. Tutaj woda jest filtrowana przez sterylne zmodyfikowane waciki Moore'a (MMS), które składają się z prostego filtra z gazy zamkniętego w plastikowym wkładzie, w celu koncentracji bakterii. Po filtracji w MMS przeprowadza się nieselektywne lub selektywne wzbogacanie bakterii docelowych. W celu kolorymetrycznego wykrywania bakterii docelowych, wzbogacenia są następnie oznaczane za pomocą papierowych urządzeń analitycznych (μPAD) osadzonych w substratach wskazujących na obecność bakterii. Każdy substrat reaguje z enzymami bakteryjnymi wskazującymi na cel, wytwarzając kolorowe produkty, które można wykryć wizualnie (detekcja jakościowa) na μPAD. Alternatywnie, cyfrowe obrazy przereagowanych μPAD mogą być generowane za pomocą zwykłych urządzeń skanujących lub fotograficznych i analizowane za pomocą oprogramowania ImageJ, co pozwala na bardziej obiektywną i ustandaryzowaną interpretację wyników. Chociaż biochemiczne procedury przesiewowe mają na celu identyfikację wyżej wymienionych patogenów bakteryjnych, w niektórych przypadkach enzymy wytwarzane przez mikrobiotę tła lub degradacja substratów kolorymetrycznych mogą dawać fałszywie dodatni wynik. W związku z tym potrzebne jest potwierdzenie za pomocą bardziej dyskryminującej diagnostyki. Niemniej jednak ta platforma koncentracji i wykrywania bakterii jest niedroga, czuła (granica wykrywalności 0,1 CFU/ml), łatwa do wykonania i szybka (zatężanie, wzbogacanie i wykrywanie odbywa się w ciągu około 24 godzin), co uzasadnia jej zastosowanie jako wstępnej metody przesiewowej pod kątem jakości mikrobiologicznej wody rolniczej.

Wprowadzenie

Ważne jest, aby czynniki chorobotwórcze przenoszone drogą pokarmową były wykrywane szybko i najlepiej w terenie, aby zmniejszyć obciążenie chorobami przenoszonymi drogą pokarmową. Typowe strategie wykrywania patogenów bakteryjnych przenoszonych przez żywność obejmują profilowanie biochemiczne, hodowlę selektywną i różnicową, izolację immunologiczną i wykrywanie oraz wykrywanie molekularne. Metody te są jednak utrudnione ze względu na sporadyczne zanieczyszczenie, małe rozmiary badanych próbek, często niskie stężenia bakterii chorobotwórczych przenoszonych przez żywność, wymagają długiego czasu przetwarzania i/lub nie mają zastosowania w warunkach polowych. Co więcej, związki zawarte w wielu matrycach spożywczych hamują wykrywanie i diagnostykę. W celu zwiększenia prawdopodobieństwa wykrycia drobnoustrojów, Amerykańska Agencja ds. Żywności i Leków zasugerowała, że badanie wody rolniczej (takiej jak woda do mycia i woda do nawadniania), która ma kontakt z dużą powierzchnią świeżych produktów lub służy jako nośnik zanieczyszczenia produktów, jest realną alternatywą dla bezpośredniego testowania żywności1. Mimo to często niskie naturalne obciążenie patogenami w połączeniu z efektem rozcieńczenia reprezentatywnej próbki wody rolniczej sprawia, że metody przygotowania próbki pod kątem stężenia patogenu mają zasadnicze znaczenie. Taka metoda wymagałaby pobierania próbek dużych ilości wody (≥10 l), odpowiedniego stężenia patogenów i zgodności z dalszymi strategiami wykrywania.

Zmodyfikowane waciki Moore'a (MMS) to niedrogie, proste i wytrzymałe urządzenia służące do koncentracji bakterii z dużych objętości (≥10 L) wody2-4. MMS składa się z plastikowej kasety wypełnionej gazą, która służy jako filtr zgrubny dla dużych ilości wody pompowanej przez kasetę za pomocą pompy perystaltycznej. MMS to niedyskryminująca metoda zagęszczania bakterii (stężenie ≥10-krotne), która wychwytuje organiczne i nieorganiczne cząstki stałe, w tym mikroorganizmy, w przetwarzanych próbkach cieczy. Jest prawdopodobne, że doskonałą skuteczność koncentracji docelowych mikroorganizmów przez MMS można wytłumaczyć faktem, że oczekuje się, iż mikroorganizmy zostaną przyłączone do frakcji mułowo-ilastej lub mikroagregatów organicznych zawiesiny3. Wytrzymała konstrukcja MMS pozwala na przezwyciężenie większości niedociągnięć związanych z innymi metodami filtracji w celu wychwytywania i koncentracji bakterii z wody, takich jak zatykanie filtrów, niemożność przetwarzania dużych objętości, filtrowanie próbek o wysokim zmętnieniu i wysokie koszty. Z tych powodów FDA zaleca, aby MMS zostały włączone do oficjalnych procedur pobierania próbek związanych z ochroną środowiska i produktami5.

Tutaj opisana jest metoda zagęszczania, wzbogacania i wykrywania Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes z wód rolniczych. MMS służy do koncentracji bakterii, a także służy jako naczynie do selektywnego lub nieselektywnego wzbogacania bakterii. Wykrywanie bakterii odbywa się biochemicznie za pomocą papierowych urządzeń analitycznych (μPADs)6. μPAD mogą być wytwarzane jako sieci fluidyczne lub testy punktowe przy użyciu różnych metod, w tym fotolitografii, druku atramentowego, tłoczenia i druku woskowego7-11. Przykładami projektów fluidycznych mogą być wzorce kanałów dendrytycznych, w których próbka jest osadzana w środku, a następnie przepływa do dystalnych zbiorników lub wzorce jednokanałowe, w których próbka lub substrat są wyciągane z zewnętrznych zbiorników kanału przez działanie kapilarne do środka12. W tym protokole zdecydowaliśmy się zastosować matryce punktowe z woskowanego papieru o średnicy 7 mm osadzone w podłożach chromogennych, które mogą być przetwarzane przez enzymy wskazujące na testowane tutaj mikroorganizmy: czerwony β-D-galaktopiranozyd chlorofenolu (CPRG) i 5-bromo-4-chloro-3-indolyl β-D-glukuronid (X-Gluc) do wykrywania β-galaktozydazy i β-glukuronidazy wytwarzanych przez E. coli; kaprylan 5-bromo-6-chloro-3-indolylu (kaprylan magenty) do wykrywania C8-esterazy wytwarzanej przez Salmonella spp.; i fosforan 5-bromo-4-chloro-3-indolilo-mio-inozytolu (X-InP) do wykrywania fosfolipazy C specyficznej dla fosfatydyloinozytolu C (PI-PLC) wytwarzanej przez L. monocytogenes6. W ten sposób obecność określonej bakterii można zaobserwować wizualnie bez konieczności stosowania skomplikowanego sprzętu lub interpretacji danych. Specyficzność i czułość kolorymetrycznej detekcji μPAD tych specyficznych bakterii docelowych była już wcześniej badana6. Ponadto oceniono czułość zintegrowanej metody wykrywania stężenia i detekcji tych docelowych bakterii poprzez nasycanie dużych objętości wody z wcześniej określonymi poziomami mikroorganizmów (dane niepublikowane oraz Bisha i wsp.13).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Koncentracja bakterii w dużych ilościach wody rolniczej za pomocą MMS

  1. Przygotowanie do wiadomości MMS
    1. Wytnij prostokątny odcinek 4-warstwowej gazy o wymiarach 40 x 12 cm.
    2. Złóż gazę wzdłuż obu osi, aby uzyskać prostokąt o wymiarach 20 x 6 cm.
    3. Zwiń gazę ciasno wzdłuż jej długiej osi, aby utworzyć cylindryczny wacik o wysokości około 6 cm i średnicy 3 cm.
    4. Autoklaw gazy w folii aluminiowej, nie autoklawuj kasety. Kasetę należy odkazić, mocząc ją przez 30 minut w 10% domowym wybielaczu, a resztkowy chlor dezaktywować, mocząc kasetę przez 15 minut w pięciowodnym roztworze pięciowodnego tiosiarczanu sodu (Na2S2O3·5H2O) (50 mg/l przygotowanym w sterylnej wodzie).
    5. Włóż wacik do kasety MMS.
      UWAGA: Jeśli używana jest jednorazowa wersja kasety MMS, zacznij od 4-warstwowego arkusza gazy o wymiarach 80 x 22 cm, złóż go do 40 x 11 cm i zwiń, aby utworzyć cylinder o wysokości około 11 cm i średnicy 6 cm.
    6. Zmontuj MMS.
    7. Przymocuj rurki winylowe do króćców po obu stronach MMS, upewniając się, że rurka całkowicie przylega do króćców, i zamocuj rurkę w pompie perystaltycznej. Upewnij się, że przewód przed pompą perystaltyczną ma wystarczającą długość do pobrania próbek.
  2. Koncentracja bakterii
    1. Pobrać próbkę z co najmniej 10 l wody rolniczej, uruchamiając pompę perystaltyczną z dużą prędkością.
    2. Po zakończeniu pobierania próbek należy wyjąć wlot pompy perystaltycznej z próbki wody i kontynuować pracę pompy, aż nie zaobserwuje się, że woda ściekowa wydostaje się z MMS.
    3. Jeśli kolektor jest używany do prowadzenia kilku próbek w tym samym czasie, należy zebrać ścieki z każdego MMS, a gdy 10 L zostanie przefiltrowane przez pojedynczy MMS, zamknij zawór dla tego konkretnego MMS i kontynuuj pracę pompy.
      1. Po zakończeniu pobierania próbek należy wyjąć wlot pompy perystaltycznej z wody rolniczej, otworzyć wszystkie zawory kolektora i kontynuować pracę pompy, aż nie zaobserwuje się, że woda ściekowa wydostaje się z MMS.
  3. Po zakończeniu koncentracji dla wszystkich MMS-ów, ostrożnie wyjmij rurki winylowe z króćców MMS i zakryj króćce po obu stronach MMS-ów. Ściśle zamknięte MMS-y można przechowywać do 12 godzin przed dodaniem nośnika wzbogacającego.

2. Wzbogacanie MMS i przygotowanie próbki

  1. wzbogacenie
    1. Odkręć pokrywkę MMS i aseptycznie dodaj 20 ml odpowiedniego sterylnego bulionu wzbogacającego. Użyj jednego MMS-a dla każdego selektywnego wzbogacenia. Alternatywnie należy przeprowadzić nieselektywne wzbogacanie w celu namnażania wszystkich trzech docelowych bakterii w tej samej próbce.
      UWAGA: W przypadku korzystania z jednorazowej wersji kasety MMS, należy aseptycznie wyjąć filtr z gazy z kasety i umieścić go w sterylnej torbie przed dodaniem 225 ml odpowiedniego środka wzbogacającego.
      1. W celu wzbogacenia E. coli dodać 20 ml buforowanej wody peptonowej (BPW) uzupełnionej 8 mg/l chlorowodorku wankomycyny.
      2. W celu wzbogacenia Salmonella spp., dodać 20 ml BPW uzupełnionego suplementem Salmonella (4 ml/l).
      3. W celu wzbogacenia L. monocytogenes dodać 20 ml bulionu VIDAS UP Listeria (LPT).
      4. Do jednoczesnego nieselektywnego wzbogacania wszystkich trzech mikroorganizmów za pomocą jednego MMS należy użyć uniwersalnego bulionu do wstępnego wzbogacania (UPB).
    2. Ponownie mocno przykręć pokrywę MMS-a. Upewnij się, że króćce są szczelnie zakręcone, aby uniknąć rozlania i ewentualnego zanieczyszczenia podczas wzbogacania.
    3. Inkubować MMS do 18-24 godzin w inkubatorze z wytrząsaniem przy 200 obr./min. Stosować temperaturę 42 °C dla selektywnego wzbogacania E. coli i Salmonella spp. Do selektywnego wzbogacania L. monocytogenes należy stosować 30 °C, a do wzbogacania nieselektywnego stosować 37 °C.
  2. Przygotowanie próbki
    1. Po zakończeniu inkubacji wyjąć MMS z inkubatora, odkręcić jeden z króćców i delikatnie dozować około 0,5 ml do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml. Alternatywnie, odkręcić MMS i odpipetować 0,5 ml nocnego wzbogacania.
      UWAGA: Jeśli używana jest jednorazowa wersja kasety MMS, odpipetuj 0,5 ml wzbogacenia z worka.
    2. Do analizy kolorymetrycznej selektywnego wzbogacania E. coli lub do analizy nieselektywnych wzbogaceń, należy sonikować 0,5 ml wzbogacenia przy 5 W, 22 kHz przez 20 sekund za pomocą sonikatora sondy.

3. Przygotowanie i osadzanie podłoży kolorymetrycznych w μPADach

  1. Przygotuj wystarczającą ilość μPAD dla każdej badanej próbki i celu. Do wykrywania E. coli należy przygotować μPAD CPRG i X-Gluc, do wykrywania Salmonella spp. przygotować MC μPADs, a do wykrywania L. monocytogenes przygotować μPAD X-InP.
    1. Przygotować bufor HEPES [0,1 M HEPES z 0,1% albuminą surowicy bydlęcej (BSA)] dla substratów kolorymetrycznych i dostosować pH buforu zgodnie z substratem, który ma być użyty: pH 7,5 do przygotowania CPRG lub X-Gluc, pH 9 dla MC i pH 7 dla X-InP.
    2. Przygotować roztwory podstawowe substratów w buforze HEPES o dostosowanym pH o stężeniach 3 mM (CPRG), 62,5 mM (X-Gluc), 15 mM (MC), 100 mM (X-InP). Roztwory podstawowe należy chronić przed światłem.
    3. Umieść μPAD w sterylnej szalce Petriego, a następnie zanurz mikroplamkę μPAD w 24 μl roztworu podstawowego każdego substratu.

4. Wykrywanie i analiza danych

  1. wykrywanie
    1. Dodać 6 μl wzbogaconej próbki do każdej odpowiedniej mikroplamki μPAD znajdującej się na szalce Petriego.
    2. Umieść pokrywę z powrotem na szalce Petriego i zamknij ją Parafilmem.
    3. Inkubować próbkę za pomocą μPAD w temperaturze 37 °C przez maksymalnie 3 godziny, aby umożliwić rozwój koloru i wysuszenie mikroplamek.
  2. Oględziny wyników
    1. Wykrywanie zmian koloru μPADs.
      za pomocą prostej kontroli wzrokowej UWAGA: Zazwyczaj po 18-24 godzinach wzbogacania spodziewane są silne reakcje, które powodują ostateczne zmiany koloru, co powinno wyeliminować potrzebę dalszego klarowania i należy je uznać za pozytywne.
    2. Określić obecność próbki dodatniej na obecność E. coli, obserwując, jak mikroplamki osadzone w CPRG zmieniają kolor z żółtego na czerwono-fioletowy, a mikroplamki z X-Gluc zmieniają kolor z bezbarwnego na niebiesko-zielony.
    3. Określić obecność próbki dodatniej L. monocytogenes, obserwując mikroplamki osadzone w X-InP, które zmieniają się z bezbarwnych na indygo.
    4. Określić obecność próbki dodatniej na obecność Salmonella spp., obserwując mikroplamki osadzone w MC zmieniające się z bezbarwnego na fioletowo-fioletowy
      5. .
  3. Oprogramowanie wspomagające analizę danych
    UWAGA: Przeprowadzane w celu jednoznacznego określenia, czy słabe reakcje są dodatnie czy ujemne oraz w celu umożliwienia półilościowej analizy wyników.
    1. Poczekaj, aż μPADy całkowicie wyschną.
    2. Zeskanuj μPAD za pomocą skanera płaskiego.
    3. Użyj oprogramowania ImageJ, aby przetworzyć obraz.
      1. "Otwórz" zeskanowany obraz do analizy w ImageJ znajdującym się w zakładce "Plik" w menu głównym (lub naciśnij "Clt+O").
      2. Odwróć obraz, wybierając opcję "Odwróć" znajdującą się w zakładce "Edycja" w menu głównym (lub naciśnij "Clt+Shift+I").
      3. Skorzystaj z zakładki "Analizuj" w menu głównym i wybierz "Ustaw pomiary...", aby wybrać raportowane pomiary do analizy.
      4. Upewnij się, że pola "Średnia intensywność szarości", "Ogranicz do progu" i "Wyświetl etykietę" są zaznaczone, a następnie naciśnij "OK". Określa to sposób, w jaki oprogramowanie analizuje każdy wybrany obszar i w jaki sposób go raportuje.
      5. Użyj narzędzia "Owal", aby narysować okrąg wyznaczający obszar, w którym chcesz zmierzyć.
      6. W zakładce "Analizuj" wybierz "Zmierz" (lub naciśnij "Clt+M"). Oprogramowanie zmierzy średnią intensywność szarości w zdefiniowanym obszarze i przedstawi ją na wyskakującym ekranie, który można skopiować i wkleić do programu Excel w celu dalszej analizy.
        UWAGA: W celu uzyskania dokładniejszych analiz należy przeprowadzić co najmniej dwie powtórzenia techniczne każdej próbki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zgodnie z opisanym protokołem, zagęszczanie bakterii przy użyciu MMS (Rycina 1) może zostać przeprowadzone w ciągu około 15-20 min. MMS jest wykonany z akrylonitrylo-butadien-styrenu (ABS) i składa się z dwóch oddzielnych elementów: pokrywki oraz wkładu, z których oba posiadają zintegrowany zespół kranika, w który wstawia się cylindryczny tampon z gazy (Rycina 1A). Oba komponenty są następnie skręcane, tworząc MMS (Rycina 1B). Procesowanie w systemie MMS jest napędzane p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten opisuje zintegrowaną metodę wykrywania E. coli, Salmonella spp. i L. monocytogenes w wodzie rolniczej. W tym przypadku stężenie MMS bakterii w dużych objętościach (10 l) wody rolniczej jest połączone ze wzbogacaniem bakteryjnym i bakteryjno-orientacyjną detekcją kolorymetryczną za pomocą μPADs. Procedura MMS radzi sobie z wysoką zawartością cząstek stałych w próbkach wody przy jednoczesnej 10-krotnej koncentracji bakterii, jest wystarczająco wytrzymała i prosta do zastosowań tereno...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Z wdzięcznością dziękujemy za dofinansowanie tego projektu z grantów Narodowego Instytutu Żywności i Rolnictwa USDA na lata 2009-01208 i 2009-01984.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
rolniczaWoda do nawadniania, woda do mycia, woda ze studni itp.
Rurki winyloweWilmarBN-CVT1005  1/4" średnica wewnętrzna,  Średnica zewnętrzna 3/8", dostępna w:  http://www.wilmar.com
Zmodyfikowany wkład Moore Swab Lumiere Diagnostics11 ½ cm długości i 4 ½ cm szerokości, dostępne pod adresem:  http://www.lumierediagnostics.com.  Alternatywnie można użyć jednorazowej wersji wkładu (patrz tekst)
GazaChesapeake Wiper & Dostawa, Inc.CC90Grade #90, splot 44 x 36, dostępny w:  www.raglady.com
Wybielacze domoweRóżneStężenie podchlorynu sodu ok. 6%
Tiosiarczan sodu 5-hydratMallinckrodt Baker Inc8100-04
Kolektorzbudowany we własnym zakresieOpcjonalnie, urządzenie może być zbudowane z rur PVC i odpowiednich kształtek
Pompa perystaltycznaMikrometryRPP1300Dostępne pod adresem:  http://www.micronmeters.com
Pipeta serologicznaRóżnejednorazowe, 10 ml
Uniwersalny bulion do wstępnego wzbogacaniaDifco223510
Buforowana woda peptonowaDifco218105
Suplement SalmonellaBiomé rieux Industry42650http://www.biomerieux-usa.com
VIDAS UP Listeria (LPT) RosółBiomé rieux Industry410848http://www.biomerieux-usa.com
VancomycinSigma-Aldrich861987http://www.sigmaaldrich.com
Pipet-AidRóżnetutaj używane Drummond DP-110
Inkubator wstrząsającyVariousExcella E25, New Brunswick Scientific używany tutaj
Mikropipeta Różne10 μ l, 1 ml
Końcówki do mikropipetRóżnebariery, 10 μ l, 1 ml
1,5 probówki do mikrowirówekRóżnesondy bez RNaz i DNaz
Sonikator QSonica LLCSeria
i mikro; Podkładki Avant Drukowane woskiem koła o średnicy 7 mm, o grubości linii 4 pkt. Skontaktuj się z dr Charlesem Henrym, aby uzyskać dodatkowe informacje
HEPES [N-(2-Hydroxyethyl)piperazyno-N′ -2-etanosulfonowy]Sigma-AldrichH3375
Albumina surowicy bydlęcejSigma-AldrichA8022
Chlorofenol czerwony-galaktopiranozyd (CPRG)Sigma-Aldrich59767
5-bromo-4-chloro-3-indolilo-β-D-glukuronid (X-Gluc)Sigma-AldrichB8174
5-bromo-6-chloro-3 indolylkaprylan (magenta kaprylate) Sigma-Aldrich53451
Fosforan 5-bromo-4-chloro-mio-inozytolu (X-InP) Sigma-Aldrich38896
Szalki Petriego, polistyren 100 mm na 15 mmRóżnesterylne
płaskie skanery Różneskanery USB Xerox
Oprogramowanie ImageJNarodowe Instytuty Zdrowiahttp://rsb.info.nih.gov/ij/
Woda XL-2000

Bibliografia

  1. Guidance for industry: Guide to minimize microbial food safety hazards for fresh fruits and vegetables. , U.S. Dept. of Health and Human Service, Food and Drug Administration, Center for Food Safety and Applied Nutrition (CFSAN). (1998).
  2. Bisha, B., Pérez-Méndez, A., Danyluk, M. D., Goodridge, L. D. Evaluation of Modified Moore swabs and continuous flow centrifugation for concentration of Salmonella and Escherichia coli O157:H7 from large volumes of water). J Food Prot. 74, 1934-1937 (2011).
  3. Sbodio, A., Maeda, S., Lopez-Velasco, G., Suslow, T. V. Modified Moore swab optimization and validation in capturing E. coli O157:H7 and Salmonella enterica in large volume field samples of irrigation water. Food Res Int. 51, 654-662 (2013).
  4. McEgan, R., et al. Detection of Salmonella spp. from large volumes of water by modified Moore swabs and tangential flow filtration. Lett Appl Microbiol. 56, 88-94 (2013).
  5. Solicitation Number: FDA-SS-1116253. , Administration USFaD. (2013).
  6. Jokerst, J. C., et al. Development of a paper-based analytical device for colorimetric detection of select foodborne pathogens. Analytical Chemistry. 84, 2900-2907 (1021).
  7. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Butte, M. J., Whitesides, G. M. Patterned paper as a platform for inexpensive, low-volume, portable bioassays. Angew Chem Int Edit. 46, 1318-1320 (2007).
  8. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Wiley, B. J., Gupta, M., Whitesides, G. M. FLASH: A rapid method for prototyping paper-based microfluidic devices. Lab on a Chip. 8, 2146-2150 (1039).
  9. Abe, K., Suzuki, K., Citterio, D. Inkjet-printed microfluidic multianalyte chemical sensing paper. Analytical Chemistry. 80, 6928-6934 (1021).
  10. Cheng, C. M., et al. Millimeter-scale contact printing of aqueous solutions using a stamp made out of paper and tape. Lab on a Chip. 10, 3201-3205 (1039).
  11. Lu, Y., Shi, W. W., Jiang, L., Qin, J. H., Lin, B. C. Rapid prototyping of paper-based microfluidics with wax for low-cost, portable bioassay. Electrophoresis. 30, 1497-1500 (2009).
  12. Jokerst Rapid detection of pathogens using paper devices. US patent. , WO2012125781 A3 (2012).
  13. T10-06 Colorimetric paper-based detection of Salmonella spp. and Escherichia coli from artificially contaminated irrigation river water. Bisha, B., et al. Internation Association for Food Protection Annual Meeting, Providence, RI, , (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Detekcja kolorymetrycznapapierowe urz dzenia analitycznezmodyfikowany wymaz Moore apompa perystaltycznabulion do namna aniaanaliza w programie ImageJ
Kolorymetryczne wykrywanie Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes na papierze w dużych ilościach wody rolniczej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.