Artykuł metodologiczny

Oznaczanie spontanicznej aktywności lokomotorycznej u Drosophila melanogaster

12.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51449

⸱

10 kwietnia 2014

 ,  , 
1Genetics and Developmental Biology, School of Medicine, University of Connecticut Health Center

W tym artykule

Podsumowanie

Drosophila melanogaster są przydatne w badaniu manipulacji genetycznych lub środowiskowych, które wpływają na zachowania takie jak spontaniczna aktywność lokomotoryczna. Tutaj opisujemy protokół, który wykorzystuje monitory z wiązkami podczerwieni i oprogramowanie do analizy danych do ilościowego określania spontanicznej aktywności lokomotorycznej.

Streszczenie

Drosophila melanogaster została wykorzystana jako doskonały organizm modelowy do badania środowiskowych i genetycznych manipulacji, które wpływają na zachowanie. Jednym z takich zachowań jest spontaniczna aktywność lokomotoryczna. Tutaj opisujemy nasz protokół, który wykorzystuje monitory populacji Drosophila i system śledzenia, który umożliwia ciągłe monitorowanie spontanicznej aktywności lokomotorycznej much przez kilka dni z rzędu. Metoda ta jest prosta, wiarygodna i obiektywna i może być stosowana do badania skutków starzenia się, płci, zmian kaloryczności żywności, dodawania leków lub manipulacji genetycznych naśladujących choroby człowieka.

Wprowadzenie

Muszki owocowe, Drosophila melanogaster, były używane jako cenny organizm modelowy do badania mechanizmów leżących u podstaw złożonych zachowań, takich jak uczenie się i pamięć, interakcje społeczne, agresja, nadużywanie narkotyków, sen, funkcje sensoryczne, zaloty i kojarzeniesię 1,2. Jednym z zachowań, które zostało zbadane za pomocą wielu protokołów, jest spontaniczna aktywność lokomotoryczna. Geotaksja ujemna była jedną z pierwszych metod opracowanych do pomiaru aktywności Drosophila, a protokół ten polega na pomiarze odsetka much, które osiągają określoną wysokość fiolki po tym, jak muchy zostały wstrząśnięte na dno pojemnika1,3. Ta metoda ma tę zaletę, że jest prosta, niedroga, a ponieważ nie wymaga żadnego specjalnego sprzętu, można ją wykonać w dowolnym laboratorium. Został on wykorzystany jako cenne narzędzie przesiewowe do badania wpływu różnych manipulacji genetycznych na mobilność much3. Jest to jednak czasochłonne i pracochłonne oraz może być stronnicze ze względu na zmienne potrząsanie fiolkami i nagrania z udziałem ludzi.

Metoda negatywnej geotaksji została ulepszona przez rozwój metody Rapid Iterative Negative Geotaxis (RING)4,5, która wykonuje zdjęcia fiolek z muchami po potrząśnięciu muchami na dnie. Zaletą tego protokołu jest jego czułość i możliwość testowania dużej liczby fiolek muchowych w tym samym czasie. Jednak protokół ten nadal ma potencjał błędu ludzkiego i mierzy tylko ujemne geotaksje. Inne laboratoria wykorzystały prostą obserwację w fiolkach hodowlanych w celu określenia aktywności lokomotorycznej6.

Ostatnio opracowano kilka systemów rejestracji wideo do pomiaru aktywności lokomotorycznej much. Jeden protokół monitoringu wideo zapewnia czas na dostosowanie przed nagraniem7. Metoda opisana przez Slawsona i in. również wykorzystuje impuls powietrza do zatrzymania ruchu do rozpoczęcia nagrywania, co potencjalnie może być stresorem dla zwierząt7. Metoda ta dostarcza informacji o średniej prędkości, prędkości maksymalnej, czasie spędzonym w ruchu itp. Inny trójwymiarowy system śledzenia mierzy maksymalną prędkość poszczególnych much podczas ~0,2 sekundy swobodnego startuz lotu 8. Trójwymiarowy protokół monitoringu wizyjnego wykorzystuje muchy wykazujące GFP i wiele kamer wyposażonych w filtry pozwalające na detekcję fluorescencji w celu określenia ruchliwości much9. Muchy w tym protokole mają tendencję do wykazywania cylindrycznych wzorców lotu, co jest potencjalnie spowodowane kształtem fiolek z kulturą Drosophila 10. Metoda ta została ulepszona poprzez zastosowanie kopuły, która pozwala na pomiar spontanicznego ruchu dwóch much11. Opisano również metodę o wysokiej przepustowości, która wykorzystuje kamerę do automatycznego monitorowania i ilościowego określania indywidualnych i społecznych zachowań Drosophila 12. Zou i in. opracowali system monitorowania behawioralnego (BMS), który wykorzystuje dwie wspomagane komputerowo kamery do rejestrowania zachowań i ruchów w ciągu całego życia, takich jak odpoczynek, poruszanie się, latanie, jedzenie, picie lub śmierć poszczególnychmuszek owocowych z rodziny tephritidae.. Opracowano kilka innych systemów wideo do monitorowania aktywności behawioralnej much14,15.  

Tutaj opisujemy metodę ilościowego określania aktywności Drosophila, która wykorzystuje monitory populacji. Monitory te są umieszczone w inkubatorach o kontrolowanej temperaturze i wilgotności w temperaturze 25 °C w 12-godzinnym cyklu światła dzień-noc. Każdy monitor populacji ma wiązki podczerwieni umieszczone w pierścieniach umieszczonych na trzech różnych wysokościach. Za każdym razem, gdy mucha porusza się po pierścieniach, przerywa wiązkę podczerwieni, która jest rejestrowana przez mikroprocesor, który niezależnie rejestruje i zlicza aktywność much w fiolce. Mikroprocesor przesyła do komputera całkowitą aktywność w fiolce w zdefiniowanych przez użytkownika odstępach czasu, które mogą wynosić od 1 sekundy do 60 minut. Opisana tu metoda daje muszkom wystarczająco dużo czasu na przystosowanie się do nowego środowiska i pozwala na jednoczesny pomiar spontanicznej aktywności lokomotorycznej aż 120 populacji muszek. Ponadto opisujemy przygotowanie pokarmu, utrzymanie much, ustawienie monitorów populacji mobilności w inkubatorach o kontrolowanej temperaturze oraz potencjalne czynniki, które mogą mieć wpływ na wyniki. Metoda ta może być wykorzystana do zbadania, w jaki sposób różne modyfikacje środowiskowe lub genetyczne wpływają na spontaniczną aktywność lokomotoryczną muszek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Uwaga: Szczep Canton-S to standardowa linia tła typu dzikiego uzyskana z Bloomington Stock Center.

1. Przygotowanie potrawy i przepis na 1 000 ml jedzenia

Uwaga: Ta sekcja opisuje protokół przygotowywania posiłków. Duże metalowe garnki służą do przygotowania jednorazowo około 18 litrów jedzenia. Opisany tutaj protokół jest zmniejszony i wykorzystuje 1,000 mlH2O. Żywność jest dwukrotnie sterylizowana w autoklawie.

  1. Wymieszaj 113 g sacharozy i 28 g drożdży piwnych w 643 ml wody. Pozostaw składniki na gorącym talerzu ustawionym na 25 °C z mieszadłem i mieszaj przez 15 minut.
  2. Autoklaw roztworu spożywczego przez 20 minut.
  3. Wymieszaj 49 g mąki kukurydzianej i 8,1 g agaru w 268 ml wody i dodaj do autoklawowanej mieszanki spożywczej opisanej w kroku 1.2. Dobrze wymieszaj dużą łyżką lub trzepaczką.
  4. Autoklaw mieszanki spożywczej przez kolejne 20 minut.
  5. Ułóż jedzenie na talerzu i pozostaw do ostygnięcia, ciągle mieszając z mieszadłem. Jeśli do żywności należy dodać dodatkowe roztwory, takie jak mifepriston (RU486), przechowuj żywność na gorącej płycie ustawionej na 60 °C i dodaj roztwór, gdy żywność osiągnie wymaganą temperaturę.
  6. Rozpuścić 2,4 g tegoseptu w 10,7 ml 100% EtOH i trzymać na zimnej płytce z mieszadłem do całkowitego rozpuszczenia i mieszać przez około 15 minut.
  7. Dodać roztwór tegoseptu do żywności, gdy temperatura żywności wynosi 60 °C i dobrze wymieszać.
  8. Za pomocą pompki lub dozownika żywności wlej około 10 ml jedzenia do szerokiej fiolki. Za pomocą dozownika do żywności można jednocześnie nalewać żywność do 100 szerokich, plastikowych fiolek (1 taca) na raz.
  9. Przykryj fiolki chusteczkami Kimwipes i gazą serową i pozostaw żywność w temperaturze pokojowej na 12-24 godziny do ostygnięcia. Przechowywać żywność w temperaturze 4 °C i zużyć w ciągu 3-4 tygodni. Podgrzej żywność do temperatury pokojowej przed użyciem do pracy w locie.

2. Przygotowanie szklanych fiolek

  1. Przygotuj jedzenie zgodnie z protokołem wymienionym w kroku 1.
  2. Do każdej wąskiej, szklanej fiolki należy podać 5 ml pokarmu, co odpowiada odpowiedniej wielkości dla monitorów populacji. Ta ilość pokarmu powinna być na tyle niska, aby znajdowała się poniżej najniższego pierścienia monitora populacji.
  3. Po ostygnięciu żywności do temperatury pokojowej przykryj fiolki zatyczkami z gąbki i przechowuj je w temperaturze 4 °C przez okres do 2 tygodni. Ponieważ ilość pokarmu w fiolce jest raczej niska, najlepiej zużyć pokarm w ciągu tygodnia lub dwóch, aby zapobiec wysuszeniu.
  4. Przed użyciem rozgrzać fiolki do temperatury pokojowej.

3. Utrzymanie rodzicielskich much

  1. Hoduj muchy w szerokich plastikowych fiolkach ze standardowym pokarmem laboratoryjnym i przechowuj fiolki w wilgotnej komorze środowiskowej o kontrolowanej temperaturze 25 °C w 12-godzinnym cyklu światła/ciemności. Okres światła dziennego zaczyna się o 6:00 rano w tym laboratorium.
  2. Rano usuń dorosłe muchy z fiolek, z których zostaną zebrane muchy rodzicielskie.
  3. Zbierz nowo zamknięte muchy i oddziel je według płci na podkładce CO2 w ciągu 8 godzin po eklozji, aby upewnić się, że samice much są dziewicami. Muchy zaczynają kojarzyć się 8 godzin po zamknięciu.
  4. Gdy dziewicze samce i samice much osiągną wiek od 5 do 10 dni, umieść 10 samców i 10 samic much w fiolce ze standardowym pokarmem i kilkoma ziarnami aktywnych drożdży na wierzchu.
    Uwaga: Kontroluj gęstość larw, używając tej samej liczby much i trzymając je w fiolce przez dwa dni. Dodatek aktywnych drożdży wspomaga produkcję jaj.
  5. Trzymaj muchy do łączenia się w pary i składaj jaja w komorze środowiskowej o kontrolowanej temperaturze 25 °C z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności przez 2 dni. Ustaw 5-10 fiolek much rodzicielskich.
  6. Muchy należy przenosić do nowej plastikowej fiolki co drugi dzień i przechowywać fiolki z jajami w inkubatorze w temperaturze 25 °C.

4. Kolekcja eksperymentalnych much

  1. Po 9 dniach muchy zaczną zamykać się z fiolek, w których muchy rodzicielskie złożyły jaja (opisane w kroku 3.6.). Usunąć i wyrzucić muchy, które zamknęły się w ciągu pierwszego dnia, a następnie umieścić fiolki z powrotem w inkubatorze. Większość much zamkniętych w pierwszym dniu to samice. Bardziej zsynchronizowana populacja much zamknie się w dniu 2.
  2. W ciągu 24 godzin umieść nowo zamknięte muchy na podkładkach CO2 i zbierz 25 samców i 25 samic much w fiolkach za pomocą pędzla lub metalowej łyżki. Trzymaj muchy na podkładkach CO2 przez krótki okres czasu, aby zminimalizować wszelkie skutki CO2 . Zapisać dzień zaniku na fiolce. Zebrać co najmniej 5 fiolek z kontrpróbami dla grup doświadczalnych i kontrolnych.
  3. Przechowywać fiolki w komorach środowiskowych o kontrolowanej temperaturze 25 °C w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność.
  4. Muchy należy przenosić do nowej plastikowej fiolki co drugi dzień za pomocą lejka.
  5. Starzej muchy, aż osiągniesz pożądany wiek do eksperymentowania.

5. Konfiguracja monitorów mobilności

  1. Monitory populacji należy umieścić w inkubatorze o kontrolowanej temperaturze.
  2. Podłącz każdy monitor za pomocą 4-żyłowego telefonicznego do modułu interfejsu zasilacza (PSIU) za pomocą 5-drożnych rozdzielaczy (wieloliniowych), które mogą podłączyć do 5 pojedynczych monitorów do jednego otworu w zasilaczu. Zobacz rysunki 1A i 2B.
  3. Podłącz zasilacz PSIU do gniazdka sieciowego (100-240 V). Podłącz złącze wyjściowe zasilacza do jednego z 2 pasujących gniazd PSIU. Sąsiednie zielone światło świeci na zielono po prawidłowym podłączeniu.
  4. Podłącz zasilacz PSIU do sprzętu uniwersalnej magistrali szeregowej (USB). Podłącz USB między sprzętem USB a komputerem Macintosh lub komputerem z systemem Windows w celu nagrywania danych. Najlepiej byłoby mieć komputer przeznaczony tylko do zbierania danych, ponieważ zbieranie trwa kilka dni.
  5. Pobierz oprogramowanie USB (PSIUdrivers.zip). Oprogramowanie sterownika USB jest używane przez interfejs zasilacza i należy je pobrać tylko raz. Syntetyzuje on łącze danych między programem komputerowym a monitorami PSIU/aktywności. W przypadku komputerów PC należy użyć portu COM, a w przypadku komputerów Macintosh należy użyć prostego portu szeregowego.
  6. Pobierz program komputerowy dla komputerów Macintosh OSX (Intel) lub dla komputerów PC z systemem Windows (XP/Vista/7), postępując zgodnie z instrukcjami dostarczonymi przez producenta Uwagi 308.pdf.
  7. Uruchom program komputerowy i skonfiguruj program, klikając Preferencje, Światła lub Monitory. Program będzie działał, dopóki użytkownik nie wybierze opcji "zakończ", aby zatrzymać program. Jeśli program komputerowy lub komputer zostanie wyłączony, monitory będą nadal zliczać przerwy w wiązce, ale zliczenia nie będą rejestrowane, dopóki program nie zostanie ponownie uruchomiony. W takim przypadku pierwszy odczyt będzie zawierał wszystkie zliczenia od ostatniego wysłania danych do komputera przez PSIU.
  8. Wybierz kartę Preferencje i wybierz port szeregowy, PSIU dla komputerów Macintosh i COM dla komputerów PC.
  9. Wybierz interwał odczytu, który mieści się w zakresie sekund, minut lub godziny.
  10. Wybierz monitory: Każdy monitor ma swój unikalny numer, który jest nadawany przez producenta. Wybierz zakres monitorów, który odpowiada numerom nadanym monitorom przez producenta.
  11. Pole Światła: Upewnij się, że wszystkie monitory są prawidłowo podłączone, co jest oznaczone zielonym światłem obok numeru monitora w oprogramowaniu. Czerwone światło oznacza, że połączenie zostało utracone, a skrzynka wskazuje, że system jest wyłączony lub nieprawidłowo skonfigurowany.

6. Przygotowanie eksperymentu

  1. Wyjąć szklane fiolki zawierające żywność z temperatury 4 °C i pozostawić do ogrzania do temperatury pokojowej.
  2. Oddziel samce i samice much w tym samym wieku na podkładce CO2. W przypadku badań nad starzeniem się możliwe jest rozpoczęcie badań nad mobilnością już w 3 dniu życia.
  3. Umieścić 10 samców lub 10 samic much w każdej szklanej fiolce zawierającej pokarm. Należy użyć co najmniej trzech fiolek dla każdej linii doświadczalnej i kontrolnej much i dla każdej płci.
  4. Trzymaj fiolki na boku, dopóki muchy nie zregenerują się z CO2 , aby upewnić się, że muchy nie utkną w jedzeniu. Oddziel muchy około godziny 8:00 i pozostaw je na około 2 godziny w temperaturze pokojowej, aby odzyskały CO2 .
  5. Umieścić fiolki w monitorach populacji umieszczonych w inkubatorach.
  6. Odrzuć dane zebrane w ciągu pierwszych 24 godzin po umieszczeniu muszek w inkubatorze, aby umożliwić im dostosowanie się do nowego środowiska.
  7. Muchy należy przekazać po 3 lub 4 dniach do nowych fiolek, aby uniknąć wysuszenia pokarmu. Jeśli muchy są podatne na śmierć lub są w wieku 40 dni lub starsze, przekaż muchy po 2 dniach i wykorzystaj dane zebrane dla 2 dnia. Należy również użyć więcej niż trzech fiolek na grupę, aby zapewnić odpowiednie kontrpróby. Dane z fiolek z martwymi muchami powinny być ignorowane i nie uwzględniane w analizie.

7. Uruchamianie monitorów aktywności i obliczanie całkowitej spontanicznej aktywności

  1. Wybierz preferencje - interwał zbierania danych.
    Uwaga: Program komputerowy umożliwia zbieranie danych w odstępach od 1 sekundy do 60 minut. Stwierdzono, że okresy 10- i 30-minutowe dostarczają odpowiednich informacji na temat mobilności bez przytłaczającej liczby punktów czasowych. W wybranym przedziale czasu program wyśle do komputera aktualną łączną liczbę dla każdego monitora i rozpocznie liczenie od zera. Program komputerowy przechowuje dane w nowym folderze utworzonym przez komputerowy system danych. Dane zgromadzone w każdym monitorze są przechowywane oddzielnie, a dla każdej fiolki tworzone są indywidualne dokumenty tekstowe. Dane są zbierane w sposób ciągły tak długo, jak długo działa program.
  2. Na koniec eksperymentu zeskanuj dane za pomocą programu FileScan110X dla komputerów Macintosh OSX (Intel) lub SystemMB108 dla komputerów PC z systemem Windows (XP/Vista/7).
    Uwaga: Program Scan eliminuje zduplikowane odczyty i upewnia się, że nagrania są kompletne.
  3. Zapisz dane zebrane w określonym czasie i okresie dni. Wybierz nazwę eksperymentu i skopiuj pliki z folderu danych komputera do analizy.
    Uwaga: W tej chwili interwały aktywności można zmieniać i konwertować na inne. Oryginalne dane pozostaną przechowywane w folderze danych komputera i będzie można je odzyskać, o ile nie zostaną usunięte.

8. Analiza danych

  1. Skopiuj dane zebrane w plikach tekstowych do kolumn arkuszy kalkulacyjnych Excel w celu analizy danych. Dane zbierane przez to oprogramowanie znajdują się w kolumnach, które zawierają liczby reprezentujące całkowitą aktywność na jednym monitorze w wybranym przez badacza okresie czasu.
    Uwaga: Dane zebrane dla każdego monitora znajdują się w osobnych plikach tekstowych. Na każdy monitor przypadają 32 kolumny. Pierwsze sześć kolumn jest pustych i zawiera tylko 0; Kolejne trzy zawierają dane zebrane w dolnym pierścieniu, w środku i w górnym pierścieniu. Pozostałe kanały można usunąć, ponieważ nie zawierają one żadnych danych. Każdy pierścień generuje pojedynczą wartość na czas. Zobacz zrzut ekranu nieprzetworzonych danych na rysunku 2.
  2. Oblicz całkowitą aktywność w żądanym okresie czasu dla każdego monitora, która reprezentuje sumę aktywności zebranej na trzech różnych wysokościach wiązek podczerwieni.
    Uwaga: Okres ten może wynosić od kilku godzin, 24 godzin lub kilku dni.
  3. Określ średnią aktywność lokomotoryczną i odchylenie standardowe między 3 monitorami, które reprezentują 3 kontrpróby biologiczne.
    Uwaga: Dane mogą być analizowane pod kątem istotności statystycznej za pomocą wielu testów. Dwustronny test t-Studentsa, jednokierunkowa analiza wariancji (ANOVA) i test post-hoc HSD Tukeya mogą być wykorzystane do określenia wpływu kilku manipulacji środowiskowych lub genetycznych na 24 godziny spontanicznej aktywności lokomotorycznej16. Istnieje wiele innych programów, które mogą być używane i zostały wcześniej opublikowane17.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Spontaniczna aktywność lokomotoryczna u Drosophila zależy od płci muchy (Rysunek 3A), zawartości kalorii w pożywieniu (Rysunek 3B) oraz cyklu światło/ciemność. Po wyłączeniu światła aktywność much gwałtownie spada. Rysunek 3A przedstawia 24-godzinne zapisy aktywności lokomotorycznej samców i samic much. Gwiazdka na osi X oznacza czas wyłączenia światła i przejścia w cykl ciemności. Rysunek 3B ilustruje odchylenie standardowe średniej spontaniczn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Na spontaniczną aktywność lokomotoryczną much wpływa wiele czynników, takich jak wiek, pochodzenie genetyczne i płeć2,13,18,19. Ponadto czynniki środowiskowe, takie jak kaloryczność żywności, temperatura otoczenia, dodatek różnych leków oraz cykl światła dzień/noc, mogą wpływać na aktywność much. Na przykład samce much w tym samym wieku mają wyższą spontaniczną aktywność fizyczną w porównaniu z samicami (ryc. 1). Dlatego muchy w tym samym wieku i tej samej płci należy ze sobą porównywać. Badaj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie mamy nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została wsparta grantem z National Institutes of Health (AG023088 B.R.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sacharoza FCC Food Grade 100 LB,Fisher Scientific MP BiomedicalsICN90471380
Piwowar s DrożdżeFisher Scientific MP BiomedicalsICN90331280
Drosophila Agar FineSciMartDR-820-25F
Mąka kukurydzianaFisher Scientific MP BiomedicalsICN90141125
Methyl4-hydroxybenzoes, tegoseptSigmaH5501-5KG
EtOHPharmco-AAPER111000200
Aktywne suche drożdżeFisher ScientificICN10140001
Fly CO2 padLabScientificBGSU-7
Mikroskop stereoskopowyOlympusSZ40
Drosophila dwutlenek węgla (CO2)zbiornik AirgasUN1013
Mały pędzel do odpędzania much
Fiolka z powłoką szerokaFischerScientific AS519
Zatyczki Buzzplug do szerokich fiolek z tworzywa sztucznegoFischerScientific AS275
Fiolki szklane (25 x 95 mm)Fischer Scientific Kimble 60931-8AS-574
Zatyczki gąbkowe do szklanych fiolekSciMartDR-750
Drosophila Dozownik żywnościApplied Scientific (Fischer Naukowy)AS780Q
DPM Drosophila Monitor populacjiTrikinetics Inc.
Zasilacz prądu stałego z przewodem zasilającymTrikinetics Inc.
PSIU9 Jednostka interfejsu zasilaczaTrikinetics Inc.
telefoniczne i rozgałęźniki 5-drożneTrikinetics Inc.
Sprzętowa uniwersalna magistrala szeregowa (USB)Trikinetics Inc.
Macintosh lub komputer PC z systemem Windows z portem
Oprogramowanie do akwizycji danych DAMSystem308X dla Macintoch OSX (Intel)www.trikinetics.com
Oprogramowanie do akwizycji danych DAMSystem308 dla komputerów z systemem Windows (XP/Vista/7)www.trikinetics.com
[nagłówek]
Oprogramowanie DAMFileScan108X dla komputerów Macintosh
Oprogramowanie DAMFileScan108X dla komputerów z systemem Windows (XP/Vista/7)www.trikinetics.com
Oprogramowanie USB (PSIUdrivers.zip)www.trikinetics.com
DAMSystem Notes 308(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf
, UCBwww.trikinetics.com

Bibliografia

  1. Ali, Y. O., Escala, W. E., Ruan, K., Zhai, R. G. Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration. J. Vis. Exp. 49, 2504(2011).
  2. Jones, M. A., Grotewiel, M. Drosophila as a model for age-related impairment in locomotor and behaviors. Exp. Gerontol. 46 (5), 320-325 (2011).
  3. Grotewiel, M. S., Martin, I., Bhandari, p, Cook-Wiends, E. Functional senescence in Drosophila melanogaster. Aging Res. Rev. 4 (3), 372-397 (2005).
  4. Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. Rapid Iterative Negative Geotaxis (RING): a New Method for Assessing Age-related Locomotor Decline in Drosophila. Exp. Gerontol. 40 (5), 386-395 (2005).
  5. Nichols, C. D., Bechnel, J., Pandey, U. B. Methods to assay Drosophila behavior. J. Vis. Exp. 61, 3791 (2012).
  6. Long, T. A., Rice, W. R. Adult locomotor activity mediates Intralocus sexual conflict in a laboratory-adapted population of Drosophila melanogaster. Proc. Biol. Sci. 274 (1629), 3105-3112 (2007).
  7. Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. High-resolution video tracking of locomotor in adult Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. 24 (24), 1096 (2009).
  8. Marden, J. H., Rogina, B., Montooth, K. L., Helfand, S. L. Conditional tradeoff between aging and organismal performance of Indy long-lived mutant flies. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100 (6), 3369-3372 (2003).
  9. Grover, D., Yang, J., Tavaré, S., Tower, L. Simultaneous tracking of fly movement and gene expression using GFP. BMC Biotechnol. 8, 93(2008).
  10. Grover, D., Yang, J., Tavaré, S., Tower, J. Simultaneous tracking of movement and gene expression in multiple Drosophila melanogaster flies using GFP and DsRED fluorescent reporter transgenes. BMC Res Notes. 2 (58), 1-11 (2009).
  11. Ardekani, R., et al. Three-dimensional tracking and behaviour monitoring of multiple fruit flies. J. R. Soc. Interface. 10 (78), (2013).
  12. Branson, K. A., Robie, A. A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. H. High-throughput ethomics in large groups of Drosophila. Nat Methods. 6 (6), 451-457 (2009).
  13. Zou, S., et al. Recording Lifetime Behavior and Movement in an Invertebrate Model. PLOS One. 6 (4), (2011).
  14. Valente, D., Golani, I., Mitra, P. P. Analysis of the trajectory of Drosophila melanogaster in a circular open field arena. PLoS One. 2 (10), 1083(2007).
  15. Inan, O. T., Marcu, O., Sanchez, M. E., Bhattacharya, S., Kovacs, K. T. A portable system for monitoring the behavioral activity of Drosophila. J Neurosci. Methods. 202 (1), 45-52 (2011).
  16. Parashar, V., Rogina, B. dSir2 mediates the increased spontaneous physical activity in flies on calorie restriction. Aging. 1 (6), 529-541 (2009).
  17. Kaneuchi, T., Togawa, T., Matsuo, T., Fuyama, Y., Aigaki, T. Efficient measurement of H2O2 resistance in Drosophila using an activity monitor. Biogerontology. 4 (3), 157-165 (2003).
  18. Carey, J. R., et al. Age-specific and lifetime behavior patterns in Drosophila melanogaster and the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata. Exp. Gerontol. 41 (1), 93-97 (2006).
  19. Rhodenizer, D., Martin, I., Bhandari, P., Pletcher, S. D., Grotewiel, M. Genetic and environmental factors impact age-related impairment of negative geotaxis in Drosophila by altering age-dependent climbing speed. Exp. Gerontol. 43 (8), 739-749 (2008).
  20. Osterwalder, T., Yoon, K. S., White, B. H., Keshishian, H. A conditional tissue-specific transgene expression system using inducible GAL4. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98 (22), 12596-12601 (2001).
  21. Dietzl, G., et al. A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila. Nature. 448 (7150), 151-156 (2007).
  22. Chiu, J. C., Low, K. H., Pike, D. H., Yildirim, E., Edery, I. Assaying locomotor activity to study circadian rhythms and sleep parameters in Drosophila. J. Vis. Exp. 43, 2157(2010).
  23. Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. Locomotor activity level monitoring using the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Cold Spring Harbor Protoc. 11, (2010).
  24. Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. Processing circadian data collected from the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Protoc. 11, Cold Spring Harbor. (2010).
  25. Ardekani, R., Tavaré, S., Tower, J. Assessing senescence in Drosophila using video tracking. Methods Mol. Biol. 965, 501-516 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Monitorowanie populacjimonitorowanie aktywno cistarzenie si muchrozdzielanie p ciprzygotowanie po ywkikonfiguracja inkubatoraanaliza danychtest t studenta

Powiązane artykuły