Artykuł metodologiczny

Ocena funkcji naczyń krwionośnych u pacjentów z przewlekłą chorobą nerek

DOI:

10.3791/51478

⸱

16 czerwca 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Renal Diseases and Hypertension, University of Colorado, Denver, 2Department of Integrative Physiology, University of Colorado, Boulder

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stopień dysfunkcji naczyń krwionośnych i przyczyniających się do nich mechanizmów fizjologicznych można ocenić u pacjentów z przewlekłą chorobą nerek, mierząc rozszerzenie zależne od przepływu tętnicy ramiennej, prędkość fali tętna aorty i ekspresję białka w komórkach śródbłonka naczyniowego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pacjenci z przewlekłą chorobą nerek (PChN) mają znacznie zwiększone ryzyko chorób sercowo-naczyniowych (CVD) w porównaniu z populacją ogólną, co jest tylko częściowo wyjaśnione przez tradycyjne czynniki ryzyka chorób sercowo-naczyniowych. Dysfunkcja naczyń krwionośnych jest ważnym nietradycyjnym czynnikiem ryzyka, charakteryzującym się dysfunkcją śródbłonka naczyń krwionośnych (najczęściej ocenianą jako upośledzone poszerzenie zależne od śródbłonka [EDD]) i usztywnieniem dużych tętnic elastycznych. Chociaż istnieją różne techniki oceny EDD i sztywności dużych elastycznych tętnic, najczęściej stosowanymi są odpowiednio rozszerzenie tętnicy ramiennej za pośrednictwem przepływu (FMDBA) i prędkość fali tętna w aorcie (aPWV). Obie te nieinwazyjne miary dysfunkcji naczyń są niezależnymi predyktorami przyszłych zdarzeń sercowo-naczyniowych u pacjentów z chorobą nerek i bez niej. Pacjenci z PChN wykazują zarówno upośledzonebadanie BA FMD, jak i zwiększoną aPWV. Chociaż dokładne mechanizmy, za pomocą których rozwija się dysfunkcja naczyń w PChN, nie są w pełni poznane, ważnym czynnikiem jest zwiększony stres oksydacyjny i wynikające z niego zmniejszenie biodostępności tlenku azotu (NO). Zmiany komórkowe w stresie oksydacyjnym można ocenić, pobierając komórki śródbłonka naczyń krwionośnych z żyły łokciowej i mierząc ekspresję białek markerów stresu oksydacyjnego za pomocą immunofluorescencji. Przedstawiamy tutaj omówienie tych metod pomiaru FMDBA, aPWV i ekspresji białek komórek śródbłonka naczyniowego.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przewlekła choroba nerek (PChN) jest poważnym problemem zdrowia publicznego, który osiągnął rozmiary epidemii, dotykając ~11,5% populacji w samych Stanach Zjednoczonych1. Ryzyko zgonu z przyczyn sercowo-naczyniowych lub incydentu sercowo-naczyniowego u pacjentów z PChN jest znacznie zwiększone w porównaniu z populacją ogólną2-4. Chociaż pacjenci z PChN wykazują wysoką częstość występowania tradycyjnych czynników ryzyka sercowo-naczyniowego, wyjaśnia to tylko część zwiększonej częstości występowania u nich chorób sercowo-naczyniowych (CVD)5. Dysfunkcja naczyń krwionośnych jest ważnym nietradycyjnym czynnikiem ryzyka sercowo-naczyniowego, który zyskuje coraz większe uznanie w dziedzinie nefrologii6-9.

Podczas gdy wiele zmian prawdopodobnie przyczynia się do rozwoju dysfunkcji tętnic, do najbardziej niepokojących należy rozwój dysfunkcji śródbłonka naczyniowego, najczęściej oceniany jako upośledzone rozszerzenie zależne od śródbłonka (EDD) oraz usztywnienie dużych elastycznych tętnic10. Istnieją różne techniki oceny EDD i dużej elastycznej sztywności tętnicy, ale najczęściej stosowanymi są odpowiednio rozszerzenie tętnicy ramiennej za pośrednictwem przepływu FMDi prędkość fali tętna w aorcie (aPWV). Inną powszechnie stosowaną techniką oceny EDD jest pomiar odpowiedzi przepływu krwi na przedramieniu na środki farmakologiczne, takie jak acetylocholina, za pomocą pletyzmografii okluzji żylnej11,12. Metodologia ta wymaga jednak cewnikowania tętnicy ramiennej, które jest bardziej inwazyjne niż FMDBA i może być przeciwwskazane u pacjentów z PChN. Alternatywną techniką oceny sztywności tętnicy jest pomiar lokalnej podatności tętniczej (odwrotności sztywności) tętnicy szyjnej, chociaż nie jest to tak szeroko stosowane ani zwalidowane z klinicznymi punktami końcowymi jak aPWV13 .

Pacjenci z PChN wykazują zarówno upośledzoną FMDBA14-16, jak i zwiększoną prędkość fali tętna aorty aPWV13,17,18, nawet przed koniecznością dializy. Co ważne z perspektywy klinicznej, obie te nieinwazyjne miary dysfunkcji naczyń są niezależnymi predyktorami przyszłych zdarzeń sercowo-naczyniowych i śmiertelności zarówno u pacjentów z PChN19-21, jak i w innych populacjach22-26. Techniki te można zastosować do badania różnych populacji zagrożonych chorobami układu krążenia, w tym pacjentów z PChN.

Dokładne mechanizmy, dzięki którym rozwija się dysfunkcja tętnic w PChN, nie są w pełni zrozumiałe; jednak zmniejszona biodostępność tlenku azotu (NO) jest krytycznym czynnikiem27-30 i wspólnym mechanizmem zarówno upośledzenia EDD, jak i zwiększonej sztywności tętnic10,31. W PChN stres oksydacyjny jest zwiększony i przyczynia się do zmniejszenia biodostępności NO32-34. Stres oksydacyjny definiuje się jako nadmierną biodostępność reaktywnych form tlenu (ROS) w stosunku do obrony antyoksydacyjnej. Bodźce fizjologiczne, w tym sygnalizacja zapalna, sprzyjają układom enzymów utleniających (np. enzymowi utleniającemu oksydazie NADPH) do wytwarzania ROS, w tym anionu ponadtlenkowego (O2●-)35. Produkcja ponadtlenku ostatecznie prowadzi do zmniejszenia biodostępności tlenku azotu (NO).

Upośledzona biodostępność NO może z kolei przyczyniać się do rozwoju PChN, ponieważ dysfunkcja śródbłonka jest niezależnym predyktorem wystąpienia PChN36. Jest to zgodne z danymi na zwierzętach wskazującymi, że hamowanie eNOS indukuje nadciśnienie (układowe i kłębuszkowe), niedokrwienie kłębuszków nerkowych, stwardnienie kłębuszków nerkowych i uszkodzenie cewkowo-śródmiąższowe37. Rzeczywiście, zmniejszona biodostępność NO wydaje się niezbędna do rozwoju i progresji eksperymentalnej choroby nerek, która naśladuje chorobę człowieka, co sugeruje kluczową rolę dysfunkcji śródbłonka w PChNu ludzi 38,39.

Markery stresu oksydacyjnego naczyń krwionośnych mogą być oceniane w komórkach śródbłonka naczyniowego pobranych od ludzi biorących udział w badaniach, przy użyciu techniki pierwotnie opracowanej przez Colombo et al.40 oraz zmodyfikowane Seals i wsp. 41-43. Za pomocą 2 sterylnych drutów w kształcie litery J komórki są pobierane z żyły łokciowej, odzyskiwane, naprawiane, a następnie pozytywnie identyfikowane jako komórki śródbłonka i analizowane pod kątem ekspresji interesujących białek za pomocą immunofluorescencji.

Przedstawiamy tutaj dyskusję na temat tej metodologii, która może być użyta do: a) pomiaruFMD BA; b) pomiar aPWV; c) Pomiar ekspresji białek komórek śródbłonka naczyń krwionośnych markerów stresu oksydacyjnego. Nacisk kładziony jest na pacjentów z PChN, którzy nie wymagają przewlekłej dializy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół jest zgodny z wytycznymi Colorado Multiple Institutional Review Board (COMIRB).

1. Przygotowanie do sesji testowej

  1. Uczestnicy powinni przestrzegać następujących ograniczeń, aby uzyskać najdokładniejsze pomiary: 12-godzinny post od jedzenia i kofeiny, 12-godzinny zakaz ćwiczeń, 12-godzinny zakaz palenia, jeśli dotyczy, >4 ograniczenie okresu półtrwania od leków, jeśli to możliwe (może to nie być wykonalne w populacji takiej jak pacjentki z PChN), a kobiety przed menopauzą powinny być badane w dniach 1-7 cyklu miesiączkowego, aby zminimalizować wpływy hormonalne.
  2. Przygotować 500 ml buforu dysocjacyjnego, dodając 2 ml 0,5 M kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA), 0,05 g heparyny (180 jednostek USP/mg) i 2,5 g albuminy surowicy bydlęcej do 476,8 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) o pH 7,4. Można go przechowywać w temperaturze 4 °C przez kilka miesięcy.
  3. Włącz ultrasonografię, komputer i nieinwazyjną stację roboczą hemodynamiczną (NIHem; sprzęt do sztywności tętnic). Podłącz wyprowadzające ultradźwięki do skrzynki spustowej R-wave komputera.

2. Pobieranie i przetwarzanie komórek śródbłonka naczyń krwionośnych

  1. Przeszkolona pielęgniarka lub lekarz przeprowadza pobieranie (kroki 2.2-2.5, 2.7), a badacz pobiera i przetwarza przewody (kroki 2.6, 2.8-2.19)
  2. Przygotuj miejsce przełokcia za pomocą miejscowego środka antyseptycznego, załóż opaskę uciskową, zlokalizuj żyłę i kaniuluj za pomocą cewnika 18 G. Umieść adapter heplock na końcu kroplówki.
  3. Załóż sterylne rękawice i umieść sterylne zasłony z okienkami na miejscu.
  4. Umieść 2 druty J na zasłonach. Pociągnij łuk "J", aby rozwinąć kształt "J" z obu drutów.
  5. Odkręć heplock i wprowadź drut J do żyły na około 8 cm. Popchnij kilka razy w przód iw tył przed wyjęciem drutu. Unikaj dużej krwi na drucie.
  6. Użyj nożyc do drutu, aby przeciąć druty tak, aby zmieściły się w stożkowej probówce o pojemności 50 ml zawierającej ~30 ml buforu dysocjacyjnego
  7. Powtórz krok 2.5 dla drugiego przewodu.
  8. Powtórz krok 2.6 dla drugiego przewodu. Wróć rurkę do mokrego laboratorium.
  9. Zapnij przewody za pomocą kleszczy i przytrzymaj druty wewnątrz rurki, ale nad roztworem. Przez 10 minut za pomocą zmotoryzowanego pipetera kilkakrotnie zbieraj bufor dysocjacyjny z rurki stożkowej o pojemności 50 ml i uwalniaj go tak, aby spływał wzdłuż drutów, aby przepłukać i wibrować przewody, a następnie strząśnij nadmiar płynu z drutów do rurki.
  10. Wirować przez 7 minut w temperaturze 400 x g i temperaturze 4 °C.
  11. Przygotować roztwór formaldehydu w probówce pokrytej folią, łącząc 100 ml roztworu formaldehydu + 900 ml PBS.
  12. Powoli wyjmij probówkę z wirówki, włącz pompę próżniową, umieść końcówkę pipety na końcu węża ssącego i pozostaw ~400 ml w probówce, odkurzając resztę bez naruszania granulatu.
  13. Przykryj folią i odpipetuj 1 ml roztworu formaldehydu do probówki, aby utrwalić próbkę. Nie zawieszaj ponownie. Inkubować przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
  14. Przygotuj 8 slajdów, oznaczając je tematem i informacjami o wizycie studyjnej oraz rysując owal na każdym slajdzie za pomocą pisaka.
  15. Dodać 15 ml PBS, zawiesić i odwirowywać przez 5 minut w temperaturze 400 x g w temperaturze 4 °C.
  16. Powtórzyć krok 2.15, dodać 12 ml PBS, zawiesić i odwirować przez 6 minut w temperaturze 400 x g i 4 °C.
  17. Powoli wyjmij probówkę z wirówki, włącz pompę próżniową, umieść końcówkę pipety na końcu węża ssącego i pozostaw ~2 ml w probówce, odkurzając resztę bez naruszania granulki.
  18. Ponownie zawiesić i równomiernie pipetować na 8 szkiełkach w owalnych obszarach.
  19. Umieścić w inkubatorze w temperaturze 37 °C na 5 godzin, a następnie przechowywać w temperaturze -80 °C do momentu, gdy będą gotowe do analizy (próbki będą w porządku przez wiele lat).

3. Ocena FMDBA i aPWV

  1. Poproś osobę badawczą o przebranie się w jednorazowe spodenki i położenie jej na wznak w cichym, ciemnym, klimatyzowanym pomieszczeniu.
  2. Umieść odpowiednią liczbę EKG dla konkretnego urządzenia ultrasonograficznego i sztywności tętnic (ta procedura wykorzystuje nieinwazyjną stację roboczą hemodynamiczną [NIHem] do pomiaru sztywności tętnic, co wymaga 4 elektrod) i mankiet do pomiaru ciśnienia krwi na badanym.
  3. Po 20 minutach rozpocznij pomiary ciśnienia krwi. Wykonaj co najmniej 3 czynności i powtarzaj, aż pomiary będą mieścić się w granicach 5 mmHg, odpoczywając 2 minuty między każdym odczytem.
  4. Rozpocznij tonometrię od badania palpacyjnego pulsu tętnicy ramiennej i umieszczenia tonometru w celu zarejestrowania przebiegów ramiennych za pomocą oprogramowania.
  5. Powtórz dla tętnic promieniowych, udowych i szyjnych.
  6. Zmierz odległość do każdego z tych miejsc od wcięcia nadmostkowego za pomocą taśmy mierniczej (ramiennej, promieniowej i szyjnej) oraz niestandardowej linijki/suwmiarki (kości udowej).
  7. Oblicz tętnicę szyjną i ramienną, tętnicę szyjną promieniową i tętnicę szyjną i kość udową (aPWV) za pomocą oprogramowania.
  8. Umieść mankiet do pomiaru ciśnienia krwi na przedramieniu tylko dystalnie do wyrostka łokciowego i zarejestruj co najmniej 10 cykli serca wyjściowych obrazów ultrasonograficznych tętnicy ramiennej i pomiarów prędkości przepływu krwi, z oprogramowaniem naczyniowym ustawionym na tryb wyzwalania. W razie potrzeby można użyć ramienia mechanicznego do ustabilizowania sondy ultradźwiękowej.
  9. Napompuj mankiet do pomiaru ciśnienia krwi na przedramieniu do 250 mmHg i uruchom timer. Poinstruuj uczestnika, aby pozostał bardzo nieruchomy.
  10. Rozpocznij rejestrowanie prędkości za pomocą oprogramowania naczyniowego ustawionego na tryb wyzwalania, gdy timer wskaże 4:45. Spust Zwolnij mankiet o 5:00 i zmień ultradźwięki, aby rejestrować obrazy w trybie B (średnicy), gdy zegar wskazuje 5:10.
  11. Kontynuuj nagrywanie, aż zegar wskaże 7:00.
  12. Zarejestruj co najmniej 10 cykli serca wyjściowych obrazów ultrasonograficznych tętnicy ramiennej za pomocą oprogramowania naczyniowego ustawionego na tryb wyzwalania.
  13. Zmierz ciśnienie krwi testera. Jeśli skurczowe ciśnienie krwi >100 mmHg, umieść 0,4 mg podjęzykowej nitrogliceryny pod językiem pacjenta i rozpocznij odliczanie, chyba że pacjent ma inne przeciwwskazania.
  14. Rozpocznij nagrywanie w trybie B (obrazy średnicy), gdy zegar wskaże 3:00 z oprogramowaniem naczyniowym ustawionym na tryb wyzwalania.
  15. Zatrzymaj nagrywanie, gdy zegar wskaże 8:00.
  16. Monitoruj ciśnienie krwi, aż powróci do wartości wyjściowej

4. Przygotowanie preparatów kontrolnych z komórek śródbłonka ludzkiej żyły pępowinowej (HUVEC)

  1. Uprawiaj HUVEC do przejścia 5-6 i ~80% konfluencji.
  2. Trypsynizować za pomocą 3 ml trypsyny lub czegokolwiek, co jest niezbędne do naczynia/kolby.
  3. Zneutralizuj trypsynę za pomocą równej objętości roztworu neutralizującego trypsynę.
  4. Wirować przy 200 x g przez ~5 min i usunąć trypsynę i roztwór neutralizujący za pomocą próżni.
  5. Zawiesić ponownie w ~10 ml PBS do umycia.
  6. Odwirować przy 200 x g ~ 5 min. Usunąć PBS.
  7. Usuń PBS i utrwal 1800 μl PBS + 200 μl formaldehydu.
  8. Zawiesić w PBS (~10 ml).
  9. Odwirować przy 200 x g ~5 min. Usunąć PBS, ponownie zawiesić w odpowiedniej objętości, aby dodać ~200 μl na szkiełko.
  10. Szkiełka należy przechowywać w temperaturze -80 °C do czasu, gdy będą gotowe do analizy (próbki będą w porządku przez wiele lat).

5. Barwienie komórek śródbłonka naczyń krwionośnych

  1. Wyjmij szkiełka z zamrażarki o temperaturze -80 °C i odczekaj 5 minut w temperaturze pokojowej (ta procedura dotyczy partii 10 szkiełek, w tym jednego szkiełka kontrolnego HUVEC).
  2. Zetrzyj nadmiar wody delikatną chusteczką zadaniową (nie dotykaj środka szkiełka).
  3. Ponownie nawodnij szkiełka, dodając zmieniony PBS do każdego szkiełka i pozostaw je na 10 minut.
  4. Gdy szkiełka stoją, przygotuj 5% surowicę osła i inne roztwory.
    1. Przygotuj 5% surowicy osła, dodając 300 μl surowicy osła do 5 700 μl zmienionego PBS (do pH 7,4) na maksymalnie 10 szkiełkach (zwiększ tę ilość, aby uzyskać więcej).
    2. Rozcieńczyć pierwotne przeciwciało będące przedmiotem zainteresowania w 1 000 μl 5% surowicy. Na przykład nitrotyrozyna i oksydaza NADPH (1:300 i 1:1,500) mogą być stosowane jako markery stresu oksydacyjnego.
    3. Przygotować wtórny AF568, rozcieńczając 5 μl AF568 do 1,500 μll 5% surowicy.
    4. Przygotować kadherynę VE, rozcieńczając 2 μl kadheryny VE do 1 000 μl 5% surowicy.
    5. Przygotować AF488, rozcieńczając 5 μl kadheryny VE do 1 000 μl 5% surowicy.
    6. Przechowuj AF568, kadherynę VE i AF488 pod folią przez cały proces, a następnie umieść na bujaku w lodówce o temperaturze 4 °C podczas przygotowywania szkiełek.
  5. Po 10 minutach nawodnienia wysusz szkiełka delikatną ściereczką zadaniową.
  6. Dodaj 5% serum osła przez 60 minut i umieść kawałek plastikowej folii parafinowej na zakreślonym obszarze, aby zapewnić całkowite pokrycie substancji chemicznej.
  7. Wyrzuć plastikową folię parafinową i suche szkiełka za pomocą delikatnej ściereczki roboczej. Nie prać. Dodaj przeciwciało pierwszorzędowe na 60 minut i umieść kawałek plastikowej folii parafinowej na zakreślonym obszarze, aby zapewnić pełne pokrycie substancji chemicznej.
  8. Wyrzuć plastikową folię parafinową, spłucz zmienionym PBS z butelki ze spryskiwaczem i zanurz w kolumnach szkiełkowych przez 5 minut. Gdy zjeżdżalnie nasiąkną, przenieś je do ciemnego pomieszczenia. Pracuj w ciemności dla wszystkich pozostałych kroków.
  9. Wysuszyć szkiełka za pomocą chusteczek Kimwipes, dodać AF568 (przeciwciało wtórne) na 45 minut i umieścić kawałek plastikowej folii parafinowej na zakreślonym obszarze, aby zapewnić całkowite pokrycie substancji chemicznej. Osłona przed światłem.
  10. Wyrzuć plastikową folię parafinową do pojemnika na odpady stanowiące zagrożenie biologiczne. Spłucz zmienionym PBS z butelki ze spryskiwaczem, a następnie moczyć w kolumnach przez 5 minut.
  11. Wysusz szkiełka chusteczkami Kimwipe, a następnie dodaj kadherynę VE na 60 minut i umieść kawałek plastikowej folii parafinowej na zakreślonym obszarze, aby zapewnić pełne pokrycie substancji chemicznej. Osłona przed światłem.
  12. Wyrzuć plastikową folię parafinową do pojemnika na odpady stanowiące zagrożenie biologiczne. Spłucz zmienionym PBS z butelki ze spryskiwaczem, a następnie moczyć w kolumnach przez 5 minut.
  13. Osusz szkiełka delikatną ściereczką zadaniową, dodaj AF488 na 30 minut i umieść kawałek plastikowej folii parafinowej na zakreślonym obszarze, aby zapewnić całkowite pokrycie substancji chemicznej. Osłona przed światłem.
  14. Wyrzuć plastikową folię parafinową do pojemnika na odpady stanowiące zagrożenie biologiczne. Spłucz zmienionym PBS z butelki ze spryskiwaczem, a następnie moczyć w kolumnach przez 5 minut.
  15. Wysuszyć preparaty delikatną ściereczką i pozostawić do wyschnięcia na 20 minut. Przykryć przed światłem.
  16. Dodać tylko jedną kroplę podłoża mocującego fluoroshield z 4', 6-diamidyno-2-fenyloindolowym chlorowodorkiem (DAPI) do każdego szkiełka i przykryć każdą z nich szkiełkiem nakrywkowym.
  17. Umieść szkiełka w lodówce o temperaturze 4 °C, przykrytej folią. Obrazowanie musi zostać zakończone w ciągu 48 godzin.

6. Obrazowanie i analiza komórek śródbłonka naczyń krwionośnych

  1. Przygotuj mikroskop do obrazowania barwionych komórek śródbłonka zgodnie ze specyfikacją konkretnego mikroskopu. Pojedynczy zaślepiony technik powinien przeanalizować dowolne białko dla partii komórek.
  2. Systematycznie skanuj slajdy. Zidentyfikuj komórki śródbłonka przez dodatnie barwienie dla kadheryny VE i potwierdź integralność jądrową przez dodatnie barwienie dla DAPI.
  3. Zobrazuj 30 komórek na slajdzie do późniejszej analizy. Powtórzyć te czynności dla każdego szkiełka w barwionej partii, w tym dla HUVEC.
  4. Przeanalizuj intensywność barwienia dla podstawowego przeciwciała będącego przedmiotem zainteresowania za pomocą oprogramowania jakościowego .
  5. Aby zminimalizować możliwy mylący efekt różnic w intensywności barwienia między różnymi sesjami barwienia, należy podać wartości jako stosunek ekspresji białka w pobranych komórkach śródbłonka do tej samej ekspresji białka w HUVEC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

FMDBA jest określane ilościowo jako szczytowa zmiana średnicy tętnicy ramiennej po reaktywnym przekrwieniu. W ten sposób średnica spoczynkowa jest porównywana ze średnicą następującą po zakończeniu 5-minutowego okresu zamknięcia mankietu do pomiaru ciśnienia krwi (ryc. 1). Panel A pokazuje reprezentatywny obraz ultrasonograficzny tętnicy ramiennej, a panel B wyświetla wykres zmiany średnicy bramkowanej zawałkiem R od zwolnienia mankietu do 2 minut po nim, jak uzyskano przy użyciu dostępnego na...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uzyskanie dokładnych wyników dla FMDBA i aPWV wymaga uzyskania wysokiej jakości obrazów ultrasonograficznych i przebiegów ciśnienia. Kluczowe znaczenie ma przy tym odpowiednie i ciągłe szkolenie oraz stosowanie każdej techniki przez operatora44. Ponadto bardzo ważne jest, aby kontrolować jak najwięcej zmiennych zewnętrznych, które mogą mieć wpływ na wyniki, poprzez standaryzację sesji testowej (np. wcześniejszy 12-godzinny post, klimatyzowane pomieszczenie itp.)44,45. Ja...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Ninie Bispham za jej pomoc techniczną. Praca ta była wspierana przez American Heart Association (12POST11920023) i NIH (K23DK088833, K23DK087859).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
J-wireSt. Jude4045842 na kolekcję
Spodenki jednorazowe (MediShorts)Quick Medical4507
Nieinwazyjna hemodynamiczna stacja robocza (NIHem)Cardiovascualr EngineeringNie dotyczyZawiera niestandardową linijkę.  Alternatywnym systemem jest Sphygmocor
UltrasoundG.E.Model: Vivid7 DimensionUżywamy GE, ale istnieje wiele firm i modeli
Oprogramowanie naczyniowe (Vascular Imager) Zastosowania obrazowania medycznego Niedotyczy Skrzynka
spustowa R-waveZastosowania obrazowania medycznegoNie dotyczyniestandardowego
systemu szybkiego napełniania mankietówHokansonHokanson E20
przedramieniuHokansonN/Az pęcherzem 6,5 x 34 cm 
HUVECsInvitrogrenC-015-5C
Serum osłaJackson017-000-121
Pióro do papProdukty badawcze Międzynarodowe195505
VE KadherynaAbcamab33168
AF568Life TechnologiesA11011zależy od specyfikacji microscpe 
AF488Life TechnologiesA11034zależy od specyfikacji microscpe 
Przeciwciało nitrotyrozynowe Abcamab7048
Przeciwciało przeciwko oksydazie NADPHUpstate07-001
DAPI VectorH-1200
Delikatna chusteczka zadaniowa (Kimwipe) Fisher Scientific06-666-A Plastikowa folia
parafinowa (parafilm) Fisher Scientific13-374-10
 Model Olympus: FV1000 FCS/RICSistnieje wiele opcji 
Model : Mankiet do pomiaru ciśnienia krwi na Niestandardowy mankiet Mikroskop konfokalny

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Levey, A. S., et al. A new equation to estimate glomerular filtration rate. Ann Intern Med. 150, 604-612 (2009).
  2. Foley, R. N., Parfrey, P. S., Sarnak, M. J. Epidemiology of cardiovascular disease in chronic renal disease. J Am Soc Nephrol. 9, (1998).
  3. Parfrey, P. S., Harnett, J. D. Cardiac disease in chronic uremia. Pathophysiology and clinical epidemiology. Asaio J. 40, 121-129 (1994).
  4. Schiffrin, E. L., Lipman, M. L., Mann, J. F. Chronic kidney disease: effects on the cardiovascular system. Circulation. 116, 85-97 (2007).
  5. Sarnak, M. J., et al. Cardiovascular disease risk factors in chronic renal insufficiency. Clin Nephrol. 57, 327-335 (2002).
  6. Kendrick, J., Chonchol, M. B. Nontraditional risk factors for cardiovascular disease in patients with chronic kidney disease. Nat Clin Pract Nephrol. 4, 672-681 (2008).
  7. Bellasi, A., Ferramosca, E., Ratti, C. Arterial stiffness in chronic kidney disease: the usefulness of a marker of vascular damage. Int J Nephrol. 2011, (2011).
  8. vander Zee, S., Baber, U., Elmariah, S., Winston, J., Fuster, V. Cardiovascular risk factors in patients with chronic kidney disease. Nat Rev Cardiol. 6, 580-589 (2009).
  9. Malyszko, J. Mechanism of endothelial dysfunction in chronic kidney disease. Clinica chimica acta; international journal of clinical chemistry. 411, 1412-1420 (2010).
  10. Lakatta, E. G., Levy, D. Arterial and cardiac aging: major shareholders in cardiovascular disease enterprises: Part I: aging arteries: a "set up" for vascular disease. Circulation. 107, 139-146 (2003).
  11. Seals, D. R., Jablonski, K. L., Donato, A. J. Aging and vascular endothelial function in humans. Clin Sci (Lond). 120, 357-375 (2011).
  12. Jablonski, K. L., et al. Dietary sodium restriction reverses vascular endothelial dysfunction in middle-aged/older adults with moderately elevated systolic blood pressure. J Am Coll Cardiol. 61, 335-343 (2013).
  13. Briet, M., et al. Arterial stiffness and enlargement in mild-to-moderate chronic kidney disease. Kidney Int. 69, 350-357 (2006).
  14. Thambyrajah, J., et al. Abnormalities of endothelial function in patients with predialysis renal failure. Heart. 83, 205-209 (2000).
  15. Ghiadoni, L., et al. Effect of acute blood pressure reduction on endothelial function in the brachial artery of patients with essential hypertension. J Hypertens. 19, 547-551 (2001).
  16. Yilmaz, M. I., et al. The determinants of endothelial dysfunction in CKD: oxidative stress and asymmetric dimethylarginine. Am J Kidney Dis. 47, 42-50 (2006).
  17. Wang, M. C., Tsai, W. C., Chen, J. Y., Huang, J. J. Stepwise increase in arterial stiffness corresponding with the stages of chronic kidney disease. Am J Kidney Dis. 45, 494-501 (2005).
  18. Shinohara, K., et al. Arterial stiffness in predialysis patients with uremia. Kidney Int. 65, 936-943 (2004).
  19. Karras, A., et al. Large artery stiffening and remodeling are independently associated with all-cause mortality and cardiovascular events in chronic kidney disease. Hypertension. 60, 1451-1457 (2012).
  20. Pannier, B., Guerin, A. P., Marchais, S. J., Safar, M. E., London, G. M. Stiffness of capacitive and conduit arteries: prognostic significance for end-stage renal disease patients. Hypertension. 45, 592-596 (2005).
  21. Yilmaz, M. I., et al. Vascular health, systemic inflammation and progressive reduction in kidney function; clinical determinants and impact on cardiovascular outcomes. Neprhol Dial Transplant. 26, 3537-3543 (2011).
  22. Sutton-Tyrrell, K., et al. Elevated aortic pulse wave velocity, a marker of arterial stiffness, predicts cardiovascular events in well-functioning older adults. Circulation. 111, 3384-3390 (2005).
  23. Tanaka, H., DeSouza, C. A., Seals, D. R. Absence of age-related increase in central arterial stiffness in physically active women. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 18, 127-132 (1998).
  24. Mitchell, G. F., et al. Arterial stiffness and cardiovascular events: the Framingham Heart Study. Circulation. 121, 505-511 (2010).
  25. Yeboah, J., Crouse, J. R., Hsu, F. C., Burke, G. L., Herrington, D. M. Brachial flow-mediated dilation predicts incident cardiovascular events in older adults: the Cardiovascular Health Study. Circulation. 115, 2390-2397 (2007).
  26. Shechter, M., et al. Long-term association of brachial artery flow-mediated vasodilation and cardiovascular events in middle-aged subjects with no apparent heart disease. Int J Cardiol. 134, 52-58 (2009).
  27. Baylis, C. Nitric oxide deficiency in chronic kidney disease. Am J Physiol Renal Physiol. 294, (2008).
  28. Wever, R., et al. Nitric oxide production is reduced in patients with chronic renal failure. Arterioscler Thromb Vasc. 19, 1168-1172 (1999).
  29. Endemann, D. H., Schiffrin, E. L. Endothelial dysfunction. J Am Soc Nephrol. 15, 1983-1992 (2004).
  30. Hasdan, G., et al. Endothelial dysfunction and hypertension in 5/6 nephrectomized rats are mediated by vascular superoxide. Kidney Int. 61, 586-590 (2002).
  31. Chue, C. D., Townend, J. N., Steeds, R. P., Ferro, C. J. Arterial stiffness in chronic kidney disease: causes and consequences. Heart. 96, 817-823 (2010).
  32. Dupont, J. J., Farquhar, W. B., Townsend, R. R., Edwards, D. G. Ascorbic acid or L-arginine improves cutaneous microvascular function in chronic kidney disease. J Appl Physiol. 111, (2011).
  33. Oberg, B. P., et al. Increased prevalence of oxidant stress and inflammation in patients with moderate to severe chronic kidney disease. Kidney Int. 65, 1009-1016 (2004).
  34. Cachofeiro, V., et al. Oxidative stress and inflammation, a link between chronic kidney disease and cardiovascular disease. Kidney Int Suppl. (111), (2008).
  35. Vila, E., Salaices, M. Cytokines and vascular reactivity in resistance arteries. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288, (2005).
  36. Perticone, F., et al. Endothelial dysfunction and subsequent decline in glomerular filtration rate in hypertensive patients. Circulation. 122, 379-384 (2010).
  37. Zatz, R., Baylis, C. Chronic nitric oxide inhibition model six years on. Hypertension. 32, 958-964 (1998).
  38. Nakagawa, T., Johnson, R. J. Endothelial nitric oxide synthase. Contrib Nephrol. 170, 93-101 (2011).
  39. Muller, V., Tain, Y. L., Croker, B., Baylis, C. Chronic nitric oxide deficiency and progression of kidney disease after renal mass reduction in the C57Bl6 mouse. Am J Nephrol. 32, 575-580 (2010).
  40. Colombo, P. C., et al. Biopsy coupled to quantitative immunofluorescence: a new method to study the human vascular endothelium. J Appl Physiol. 92, 1331-1338 (2002).
  41. Donato, A. J., Black, A. D., Jablonski, K. L., Gano, L. B., Seals, D. R. Aging is associated with greater nuclear NFkappaB, reduced IkappaBalpha, and increased expression of proinflammatory cytokines in vascular endothelial cells of healthy humans. Aging Cell. 7, 805-812 (2008).
  42. Donato, A. J., et al. Direct evidence of endothelial oxidative stress with aging in humans: relation to impaired endothelium-dependent dilation and upregulation of nuclear factor-kappaB. Circ Res. 100, 1659-1666 (2007).
  43. Jablonski, K. L., Chonchol, M., Pierce, G. L., Walker, A. E., Seals, D. R. 25-Hydroxyvitamin D deficiency is associated with inflammation-linked vascular endothelial dysfunction in middle-aged and older adults. Hypertension. 57, 63-69 (2011).
  44. Corretti, M. C., et al. Guidelines for the ultrasound assessment of endothelial-dependent flow-mediated vasodilation of the brachial artery: a report of the International Brachial Artery Reactivity Task Force. J Am Coll Cardiol. 39, 257-265 (2002).
  45. Harris, R. A., Nishiyama, S. K., Wray, D. W., Richardson, R. S. Ultrasound assessment of flow-mediated dilation. Hypertension. 55, 1075-1085 (2010).
  46. Donald, A. E., et al. Methodological approaches to optimize reproducibility and power in clinical studies of flow-mediated dilation. J Am Coll Cardiol. 51, 1959-1964 (2008).
  47. Widlansky, M. E. Shear stress and flow-mediated dilation: all shear responses are not created equally. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 296, (2009).
  48. Stewart, A. D., Millasseau, S. C., Kearney, M. T., Ritter, J. M., Chowienczyk, P. J. Effects of inhibition of basal nitric oxide synthesis on carotid-femoral pulse wave velocity and augmentation index in humans. Hypertension. 42, 915-918 (2003).
  49. Lantelme, P., Mestre, C., Lievre, M., Gressard, A., Milon, H. Heart rate: an important confounder of pulse wave velocity assessment. Hypertension. 39, 1083-1087 (2002).
  50. Jablonski, K. L., Seals, D. R., Eskurza, I., Monahan, K. D., Donato, A. J. High-dose ascorbic acid infusion abolishes chronic vasoconstriction and restores resting leg blood flow in healthy older men. J Appl Physiol. 103, 1715-1721 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ocena funkcji naczyniowychpr dko fali t tna w aorcierozszerzenie t tnicy ramiennej zale ne od przep ywunaczyniowe kom rki r db onkarozszerzenie zale ne od r db onkamarkery stresu oksydacyjnegoanaliza immunofluorescencyjnaobrazowanie ultrad wi kowebiodost pno tlenku azotu

Powiązane artykuły