Artykuł metodologiczny

Nieinwazyjne obrazowanie i analiza niedokrwienia mózgu u żywych szczurów przy użyciu pozytonowej tomografii emisyjnej z 18F-FDG

16.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51495

⸱

28 grudnia 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1W. M. Keck Center for Transgene Research, University of Notre Dame, 2Department of Chemistry and Biochemistry, University of Notre Dame, 3Notre Dame Integrated Imaging Facility, University of Notre Dame, 4Department of Biological Sciences, University of Notre Dame, 5Harper Cancer Research Institute, University of Notre Dame

W tym artykule

Podsumowanie

Uszkodzenia mózgu wynikające z niedokrwienia mózgu mogą być nieinwazyjnie obrazowane i badane u szczurów za pomocą przedklinicznej pozytonowej tomografii emisyjnej połączonej z wstrzykiwaną sondą radioaktywną, 18F-fluorodeoksyglukozą. Co więcej, wykorzystanie nowoczesnych narzędzi programowych, które zawierają szablony mózgu dotyczące ilości zainteresowania (VOI), znacznie zwiększa ilość informacji uzyskanych z tych badań.

Streszczenie

Udar mózgu jest trzecią najczęstszą przyczyną zgonów wśród Amerykanów w wieku 65 lat lubstarszych1. Jakość życia pacjentów po udarze mózgu nie wraca do normy u zdecydowanej większości pacjentów2, co wynika głównie z obecnego braku leczenia klinicznego ostrego udaru mózgu. Wymaga to zrozumienia fizjologicznych skutków niedokrwienia mózgu na tkankę mózgową w czasie i jest głównym obszarem aktywnych badań. W tym celu poczyniono postępy eksperymentalne z wykorzystaniem szczurów jako przedklinicznego modelu udaru mózgu, w szczególności przy użyciu metod nieinwazyjnych, takich jak 18F-fluorodeoksyglukoza (FDG) w połączeniu z obrazowaniem pozytonowej tomografii emisyjnej (PET)3,10,17. W tym miejscu przedstawiamy strategię wywoływania niedokrwienia mózgu u szczurów przez niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAO), która naśladuje ogniskowe niedokrwienie mózgu u ludzi, oraz obrazowanie jej skutków w ciągu 24 godzin za pomocą FDG-PET w połączeniu z rentgenowską tomografią komputerową (CT) za pomocą instrumentu Albira PET-CT. Atlas szablonów VOI został następnie połączony z danymi dotyczącymi szczurów mózgowych, aby umożliwić bezstronną analizę mózgu i jego podregionów4. Ponadto przedstawiono metodę wizualizacji 3D przebiegu czasowego FDG-PET-CT. Podsumowując, przedstawiamy szczegółowy protokół inicjowania, ilościowego określania i wizualizacji indukowanego udaru niedokrwiennego u żywego szczura Sprague-Dawley w trzech wymiarach przy użyciu FDG-PET.

Wprowadzenie

Udar mózgu jest jedną z głównych przyczyn zgonów w krajach rozwiniętych i jest bezpośrednio odpowiedzialny za śmierć 1 z 19 Amerykanów1. Szacuje się, że każdego roku około 795 000 Amerykanów doświadcza udaru mózgu, z czego 87% z nich ma charakter niedokrwienny5. Podczas zdarzenia niedokrwiennego ciągłe dostarczanie tlenu i glukozy do neuronów korowych jest poważnie upośledzone, wywołując niedotlenienie środowiska, co prowadzi do zmniejszenia funkcji komórkowej w dotkniętych obszarach mózgu. W zależności od ciężkości udaru, mózgowy przepływ krwi i wychwyt glukozy różnią się przestrzennie i czasowo.

Uszkodzenia spowodowane udarem można zidentyfikować za pomocą metod nieinwazyjnych, takich jak 18F-fluorodeoksyglukoza (FDG) Pozytonowa Tomografiaemisyjna 6. FDG jest analogiem glukozy, w którym grupa hydroksylowa w pozycji 2' została zastąpiona pozytonem emitującym izotop 18F. Rozdział 18F jest korzystny ze względu na długi, 110-minutowy okres półtrwania, dzięki czemu może być używany do wykrywania zużycia glukozy w mózgu. FDG PET tworzy ilościową mapę zużycia deoksyglukozy w mózgu o wysokiej rozdzielczości7 , ponieważ 18F ma tendencję do gromadzenia się w obszarach o wysokim zużyciu glukozy, co wskazuje, że takie tkanki są wysoce aktywne metabolicznie8. Jądro 18F ulega rozpadowi beta, uwalniając pozyton, który gwałtownie anihiluje wraz z pobliskim elektronem, wytwarzając promieniowanie gamma, które jest wykrywane przez instrument. Skany FDG PET można powtórzyć u tej samej osoby z co najmniej 10 okresami półtrwania 18F, czyli około 18 godzin, pomiędzy skanami, zapewniając w ten sposób sposób sposób badanie zmian w aktywności mózgu w czasie u tej samej osoby.

Przedkliniczne modele zwierzęce, takie jak szczury, są często używane do oceny skutków udarów i skuteczności leczenia udaru. Ponieważ FDG PET jest nieinwazyjny, może być używany do pomiaru skutków udaru w czasie bez zakłócania fizjologii zwierzęcia. W zależności od lokalizacji zdarzenia udaru, może to dotyczyć różnych obszarów mózgu. Jednak w przypadku małych zwierząt, takich jak szczury, ręczne definiowanie i ilościowe określanie aktywności w określonych regionach mózgu szczura może być trudne. Aby porównać aktywność metaboliczną glukozy w określonych regionach mózgu szczura w czasie, należy konsekwentnie określić objętości zainteresowania (VOI), które mają być określone ilościowo. W celu złagodzenia tego problemu opracowano dokładny atlas mózgu szczura9, który został przekształcony w formę cyfrową w celu wykorzystania do ilościowego określania przedklinicznych danych FDG-PET. W tym miejscu przedstawiamy metodę klasyfikacji uszkodzeń tkanek po udarze w spójny, metodyczny sposób. Metoda szczegółowo opisuje procedurę chirurgiczną inicjowania niedokrwienia mózgu w modelu zwierzęcym, ilościowo określając określone podregiony mózgu dotknięte udarem i tworząc trójwymiarową wizualizację zakresu i lokalizacji uszkodzenia tkanek po udarze przy użyciu odpowiednich technik i narzędzi. Korzystając z metodologii opisanej w tym badaniu, naukowcy mogą konsekwentnie inicjować niedokrwienie mózgu u szczurów, przeprowadzać obrazowanie PET i określać ilościowo zmiany w wychwytywaniu FDG za pomocą zdefiniowanych regionów mózgu w przedklinicznych modelach udaru w czasie.

Protokół

Obchodzenie się ze zwierzętami i wszystkie eksperymenty z nimi były ściśle wykonywane zgodnie z protokołami, które zostały zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Notre Dame (numer protokołu 14-086).

1. Zwierzęta

  1. Zwierzęta i inicjacja udaru: Do wszystkich badań nad udarem należy używać samców szczurów Sprague Dawley o wadze od 220 do 270 g.
  2. Znieczulić szczury 2,5% izofluoranem (2 l/min w 100%O2) za pomocą stożka nosowego.
  3. Umieść zwierzę w pozycji leżącej grzbietowej na poduszce grzewczej. Przyklej taśmą przednie nogi.
  4. Ogolić brzuszną powierzchnię szyi. Przygotuj ogolony obszar za pomocą 70% EtOH, a następnie 10% roztworu jodu prowidonu.
  5. Do tej procedury używa się sterylnych narzędzi; rękawiczki są wymieniane po przygotowaniu zwierzęcia. Stosowane są techniki sterylnych końcówek.
  6. Za pomocą nożyczek wykonaj nacięcie 2-2,5 cm równolegle do tchawicy, 0,5 cm na prawo od tchawicy. Za pomocą rozwarstwienia zlokalizuj tętnicę szyjną.
  7. Użyj zwijaczy, aby pomóc w wizualizacji naczynia. Umieść mikrozacisk na tętnicy szyjnej wspólnej (CCA).
  8. Zlokalizuj pierwszy punkt rozgałęzienia, którym będzie tętnica szyjna zewnętrzna (ECA) i tętnica szyjna wewnętrzna (ICA). Kauteryzuj mniejsze gałęzie przyczepione do ECA, takie jak tętnica potyliczna.
  9. Podwiązać ECA w pobliżu odgałęzienia do tętnicy tarczycy za pomocą jedwabnego szwu 4-0. Szwy powinny mieć dodatkową długość, aby hemostatyki mogły utrzymać szew.
  10. Kauteryzować ECA powyżej szwu (czaszkowo). Aby zacisnąć szew za pomocą hemostatów, pociągnij ECA doogonowo, a będzie on równoległy do CCA.
  11. Zlokalizuj ICA i użyj innego mikrozacisku, aby zamknąć tę tętnicę.
  12. Zrób mały otwór w ECA za pomocą małych nożyczek sprężynowych. Włóż okluder do ECA i zawiąż szew wokół okludera, aby zapobiec przepływowi krwi.
  13. Zdejmij mikro zacisk na ICA i przesuwaj okluder, aż poczujesz opór.
    UWAGA: Upewnij się, że okluder przesuwa się do ICA, a nie do tętnicy skrzydłowo-podniebiennej. Okluder powinien przesuwać się płynnie, a biała końcówka nie powinna być widoczna, jeśli okluder jest prawidłowo umieszczony.
  14. Usuń mikro clamp z CCA. Wytnij nadmiar okludera lub szwu.
  15. Umieść 9 mm Auto Clips, aby zamknąć nacięcie skóry.
  16. Wyjmij zwierzę ze znieczulenia i pozwól mu się obudzić. Po 2 godzinach:
    1. Znieczulić szczura izofluranem.
    2. Usuń klipsy do ran.
    3. Zlokalizuj koniec okludera i usuń go ze środkowej tętnicy mózgowej, delikatnie pociągając za niego, aż biała końcówka okludera zetknie się ze szwami. Nie wyciągaj go do końca, spowoduje to krwawienie.
    4. Wymień klipsy na ranę do nacięcia.
    5. Wyjmij zwierzę ze znieczulenia i pozwól mu się obudzić.

2. Akwizycja obrazu

Wykonaj trzy skany PET i CT dla każdego szczura. Wykonaj badanie wstępne 1-2 dni przed wywołaniem udaru, aby zapewnić punkt odniesienia dla wychwytu 18F-FDG. Skanuj każdego szczura 1,5 godziny po udarze, przed wykonaniem reperfuzji (obraz z okluderem nadal w zwierzęciu). Skanuj każdego szczura 26 godzin po udarze (24 godziny po reperfuzji), aby określić ilościowo uszkodzenie tkanki mózgowej spowodowane udarem.
UWAGA: 24-godzinny punkt czasowy wspomniany w pozostałej części manuskryptu odnosi się do czasu po reperfuzji, kiedy szczury zostały zeskanowane.

  1. Znieczulać szczury pod 2,5% gazem izofluorowym w komorze anestezjologicznej.
  2. Wstrzyknąć około 500 μCi 18F-deoksyglukozy (FDG) (200 μl całkowitej objętości) do żyły ogonowej szczura.
  3. Poczekaj 1 godzinę.
  4. Umieść znieczulonego szczura na standardowym łóżku dla szczurów, pod nosem znieczulenie izofluoranowym stożkiem. Zmierz odległość w mm między nosem szczura a krawędzią łóżka szczura w celu przesunięcia poziomego.

3. Akwizycja obrazu

  1. Otwórz oprogramowanie Albira Suite.
  2. Wybierz opcję Agent rozliczeniowy.
  3. Nazwij nowe badanie.
  4. W obszarze PET lub SPECT kliknij przycisk Dodaj > Wybierz protokół PET. Kliknij przycisk Dodaj.
  5. W obszarze CT kliknij przycisk Dodaj > Wybierz protokół CT. Kliknij przycisk Dodaj.
  6. Kliknij numer w obszarze Początkowa pozycja pozioma w obszarze PET. Ustaw liczbę, aby zmierzyć odległość w mm między nosem szczura a przodem legowiska szczura. Powtórz dla CT.
  7. Ustaw Temat na Szczur i wprowadź wagę w gramach.
  8. Ustaw wartość Compound na FDG.
  9. Ustawić czas wstrzyknięcia oraz datę i dawkę wstrzyknięcia.
  10. Kliknij przycisk Rozpocznij badanie.
    UWAGA: Po zakończeniu skanowania PET CT dane zostaną automatycznie zapisane.
  11. Otwórz Rekonstruktor Albira.
  12. Zmień wartość Oczekujące na Ostatnie 10 lub Wszystkie.
  13. Wybierz nazwę skanowanego pliku.
  14. Kliknij przycisk Dodaj.
  15. Kliknij przycisk Rozpocznij rekonstrukcję. UWAGA: Plik zostanie zapisany w formacie MicroPET.

4. Analiza obrazu

  1. Wykonuj analizę obrazu za pomocą oprogramowania do analizy PMOD w połączeniu z atlasem mózgu W. Schiffer.
    1. Otwórz program PMOD > Fusion.
    2. Przejdź do karty Przetwarzanie wstępne CoRegistration w górnej części ekranu.
    3. Otwórz menu rozwijane Załaduj odniesienie na środku ekranu i wybierz NifTI. Przejdź do C://PMOD3.2/resources/templates/usertemplates. Wybierz opcję Rat(W.Schiffer)-FDG.nii i kliknij przycisk Otwórz.
    4. Otwórz menu rozwijane Load Input po prawej stronie ekranu i wybierz MicroPET. Przejdź do żądanego pliku MicroPET. Wybierz go i kliknij Otwórz.
    5. Przejdź do zakładki Ręczna rejestracja w górnej części ekranu.
    6. Wybierz czwartą kartę w środkowej grupie kart po prawej stronie (Ponowne cięcie).
      UWAGA: Na skanach MicroPET pojawią się dwa przyciski.
    7. Użyj otwartego białego prostokąta, aby obrócić skany MicroPET, a wypełnionego białego prostokąta, aby przesunąć skany MicroPET. Wyrównaj oba skany. Aby to zrobić, zlokalizuj punkty orientacyjne, takie jak gruczoły harderiańskie oraz górne i tylne cechy mózgu, które można wykorzystać do dopasowania skanu MicroPET do modelu mózgu. Następnie dostosuj skan MicroPET, aż będzie pasował do atlasu mózgu (W. Schiffer).
      UWAGA: Na przykład, gruczoły harderiańskie wydają się jasne zarówno na skanach MicroPET, jak i w atlasie mózgu (W. Schiffer) i mogą być używane jako odniesienie do wyrównania.
    8. W razie potrzeby obróć skan MicroPET o 180° w widoku koronalnym i znacznie podnieś skan w widoku strzałkowym, wraz z innymi drobnymi zmianami orientacji.
    9. Przejdź do zakładki Full Screen Fusion (VOIs) u góry ekranu.
    10. Wybierz Źródło A w prawym górnym rogu ekranu.
    11. Przejdź do sekcji Szablon > Atlas u dołu strony.
    12. Wybierz Szczur (W. Schiffer) z menu rozwijanego.
      UWAGA: (Opcjonalnie) Wróć do zakładki Ręczna rejestracja współrejestracyjna, w której atlas powinien pojawić się nałożony na atlas mózgu (W. Schiffer). Atlas może być wykorzystany do wyrównania skanu MicroPET i atlasu mózgu (W. Schiffer). Po wyrównaniu wróć do karty Full Screen Fusion (VOIs). Na mózgu pojawi się szablon wskazujący, które sekcje mózgu będą mierzone dla statystyk VIO.
    13. Wybierz Źródło B w prawym górnym rogu ekranu.
    14. Wybierz przycisk Statystyki VOI w prawym górnym rogu ekranu.
      UWAGA: Pojawi się arkusz kalkulacyjny.
    15. Wybierz pozycję Save.
      UWAGA: Pojawi się okno Zapis jako [Statystyki VOI].
    16. Wybierz Zapisz w systemie plików.
      UWAGA: Pojawi się okno PMOD (zapisz): wybierz komponenty.
    17. W polu nazwy pliku wpisz żądaną nazwę pliku.
    18. Wybierz pozycję Zapisz.
  2. Przeprowadzanie analizy danych przy użyciu programu Microsoft Office Excel 2010.
    1. Otwórz program Excel.
    2. Wybierz pozycję Plik > Otwórz.
    3. Zmień typ pliku z Wszystkie pliki programu Excel na Wszystkie pliki.
    4. Przejdź do zapisanych plików VIOSTAT. Wybierz żądany plik.
      UWAGA: Pojawi się kreator importu.
    5. Wybierz pozycję Zakończ. Jeśli używasz komputera Mac, kliknij dwukrotnie plik VOISTAT, a otworzy się on bezpośrednio jako plik Excel.
    6. Zaznacz kolumnę zawierającą pole VoiName(Region). Skopiuj informacje i wklej je do nowego pliku Excel.
    7. Zaznacz kolumnę zawierającą pola Uśrednione i [1/1]. Skopiuj informacje i wklej je do nowego pliku Excel.
    8. Powtórz ten proces dla wszystkich plików VOISTAT.
    9. Rozpocznij nową kartę dla każdego zestawu danych.
    10. Wróć do pierwszej karty. Zaznacz nową komórkę. Oblicz stosunek prawej strony sekcji mózgu do lewej strony sekcji mózgu, dzieląc wartość prawej strony mózgu przez lewą stronę mózgu. Sekcja mózgu należąca do prawej strony mózgu jest wymieniona przed sekcją należącą do lewej strony mózgu. Powtórz to dla wszystkich sekcji mózgu.
    11. Zaznacz nową komórkę. Użyj funkcji ŚREDNIA, aby obliczyć średnią każdego z wcześniej obliczonych współczynników dla wszystkich myszy.
    12. Zaznacz nową komórkę. Oblicz SEM każdej sekcji mózgu, używając funkcji ODCH.STANDARDOWE i dzieląc ją przez pierwiastek kwadratowy z liczby myszy.
    13. Powtórz tę czynność dla każdego zestawu danych.

5. Wizualizacja obrazu

  1. Konwertuj obrazy do formatu pliku analizy za pomocą oprogramowania do analizy PMOD.
    1. Otwórz widok > PMOD.
    2. Przejdź do karty Widok u góry ekranu.
    3. Otwórz menu rozwijane Load (Załaduj) po prawej stronie ekranu i wybierz opcję MicroPET. Przejdź do żądanego pliku MicroPET lub CT. Wybierz go i naciśnij Otwórz.
    4. Otwórz menu rozwijane Zapisz po prawej stronie ekranu i wybierz opcję Analizuj. Nawiguj do żądanego miejsca docelowego. Wpisz żądaną nazwę w polu Nazwa pliku. Wybierz pozycję Zapisz.
  2. Twórz sekwencje obrazów za pomocą oprogramowania do obrazowania VolView.
    1. Otwórz VolView.
    2. Wybierz Otwórz plik po lewej stronie ekranu.
    3. Przejdź do wersji analizy pliku danych CT dla żądanego skanowania. Wybierz go i naciśnij Open.
      UWAGA: Pojawi się Kreator otwierania pliku.
    4. Użyj ustawień domyślnych, naciskając Dalej w wyskakującym okienku.
    5. Wybierz zakładkę Wtyczki po lewej stronie ekranu.
    6. Otwórz menu rozwijane Wtyczka i wybierz Narzędzie > Scal woluminy.
    7. Usuń zaznaczenie opcji Przeskaluj komponenty.
    8. Wybierz opcję Przypisz drugie wejście.
    9. Przejdź do wersji analizy pliku danych MicroPET dla tego samego skanowania. Wybierz go i naciśnij Open.
      UWAGA: Pojawi się Kreator otwierania pliku.
    10. Użyj ustawień domyślnych, naciskając Dalej na każdym ekranie.
      UWAGA: Skan MicroPET pojawi się na nałożonym na tomografię komputerową.
    11. Wybierz kartę Ustawienia koloru/krycia po lewej stronie ekranu.
    12. Otwórz menu rozwijane Komponent w prawym dolnym rogu ekranu. Wybierz 1.
      UWAGA: Zapewni to, że tomografia komputerowa będzie jedynym obrazem, na który mają wpływ poniższe wskazówki.
    13. W sekcji Skalarne odwzorowanie kolorów wybierz punkt środkowy. Usuń go, przeciągając go poza obszar suwaka.
    14. Wybierz punkt po lewej stronie.
      UWAGA: Pojawi się okno Próbnik kolorów.
    15. Zmień kolor punktu na.
    16. Wybierz właściwy punkt.
      UWAGA: Pojawi się okno Próbnik kolorów.
    17. Zmień kolor punktu na biały.
    18. W sekcji Skalarne odwzorowanie krycia dodaj punkt, klikając w dowolnym miejscu pola.
    19. Dostosuj sekcję, aż obraz CT będzie wyświetlał tylko szkielet szczura.
    20. Zaznacz opcję Włącz cieniowanie.
    21. Wybierz kartę Recenzja po lewej stronie ekranu.
    22. Zmień liczbę klatek na 72.
    23. Zmień obrót X na 360.
    24. Wybierz pozycję Utwórz.
    25. Nawiguj do żądanego miejsca docelowego. Utwórz nowy folder do przechowywania obrazów, klikając prawym przyciskiem myszy puste miejsce i wybierając Nowy folder >.
    26. Wpisz żądaną nazwę w polu Nazwa pliku. Wybierz pozycję Save.
      UWAGA: Pojawi się okno Frame Size (Rozmiar ramki).
    27. Wybierz przycisk OK.
    28. Volview wygeneruje obrazy. Po zakończeniu pojawi się okno z informacją "Twój film został utworzony pomyślnie!" Wybierz przycisk OK.
    29. Wróć do karty Ustawienia koloru/krycia.
    30. W obszarze Component Weight(s) (Masy komponentów) dostosuj suwak dla komponentu 1 tak, aby miał wartość 0,
      UWAGA: Pojawi się tylko skan MicroPET.
    31. Powtórz kroki 5.2.21-28, aby utworzyć drugą sekwencję obrazów.
    32. Wróć do karty Ustawienia koloru/krycia.
    33. W obszarze Component Weight(s) (Masy) komponentu dostosuj suwak dla komponentu 2 tak, aby miał wartość 0,
      UWAGA: Pojawi się tylko tomografia komputerowa.
    34. Powtórz kroki 5.2.21-28, aby utworzyć trzecią sekwencję obrazów.
  3. Generuj filmy obrotowe (pokazane na filmie) za pomocą oprogramowania ImageJ.
    1. Otwórz plik ImageJ.
    2. Wybierz opcję Plik > importuj > sekwencję obrazów.
    3. Przejdź do pliku zawierającego obrazy, które wyświetlają tylko dane CT dla skanowania wstępnego. Wybierz pierwszy obraz i naciśnij Select.
      UWAGA: Pojawi się okno Opcje sekwencji.
    4. Wybierz przycisk OK.
    5. Wybierz opcję Plik > importuj > sekwencję obrazów.
    6. Przejdź do pliku zawierającego obrazy, które wyświetlają tylko dane MicroPET dla skanowania wstępnego. Wybierz pierwszy obraz i naciśnij Select.
      UWAGA: Pojawi się okno Opcje sekwencji.
    7. Wybierz przycisk OK.
    8. Wybierz opcję Plik > importuj > sekwencję obrazów.
    9. Przejdź do pliku zawierającego obrazy, które wyświetlają zarówno dane CT, jak i MicroPET dla skanowania wstępnego. Wybierz pierwszy obraz i naciśnij Select.
      UWAGA: Pojawi się okno Opcje sekwencji.
    10. Wybierz przycisk OK.
    11. Wybierz Stosy obrazów > > Narzędzia > Połącz.
      UWAGA: Pojawi się okno >Sumator.
    12. Wybierz menu rozwijane Stos1. Wybierz stos zawierający dane CT.
    13. Wybierz menu rozwijane Stos2. Wybierz stos zawierający dane MicroPET. Wybierz pozycję OK.
      UWAGA: Pojawi się nowy stos z obydwoma skanami.
    14. Wybierz Stosy obrazów > > Narzędzia > Połącz.
      UWAGA: Pojawi się okno >Sumator.
    15. Wybierz menu rozwijane Stos1. Wybierz stos zawierający połączone stosy.
    16. Wybierz menu rozwijane Stos2. Wybierz stos, który zawiera zarówno dane CT, jak i dane MicroPET. Wybierz pozycję OK.
      UWAGA: Pojawi się nowy stos ze wszystkimi trzema skanami.
    17. Połączone stosy powinny być otwarte. Powtórz kroki 5.3.2-16 dla stosów obrazów po skanowaniu po 1,5 godz. i po 24 godz. po skanowaniu.
    18. Wybierz Stosy obrazów > > Narzędzia > Połącz.
      UWAGA: Pojawi się okno Sumator.
    19. Wybierz menu rozwijane Stos1. Wybierz stos zawierający wszystkie dane przed skanowaniem.
    20. Wybierz menu rozwijane Stos2. Wybierz stos zawierający wszystkie dane po skanowaniu z 1,5 godziny.
    21. Zaznacz opcję Połącz w pionie.
    22. Wybierz pozycję OK.
      UWAGA: Pojawi się nowy stos zarówno z skanowaniem wstępnym, jak i 1,5-godzinnym skanowaniem po skanowaniu.
    23. Wybierz Stosy obrazów > > Narzędzia > Połącz.
      UWAGA: Pojawi się okno >Sumator.
    24. Wybierz menu rozwijane Stos1. Wybierz stos zawierający połączone stosy.
    25. Wybierz menu rozwijane Stos2. Wybierz stos zawierający wszystkie dane po skanowaniu z 24 godzin
      26. .
    26. Zaznacz opcję Połącz w pionie.
    27. Wybierz pozycję OK.
      UWAGA: Pojawi się nowy stos ze wszystkimi dziewięcioma skanami.
    28. Wybierz opcję Plik > Zapisz jako > AVI.
    29. Wybierz przycisk OK.
    30. Nawiguj do żądanego miejsca docelowego. Wpisz żądaną nazwę w polu Nazwa pliku. Wybierz pozycję Zapisz.

Wyniki

Niedokrwienie mózgu wywołano u żywych szczurów Sprague-Dawley poprzez zamknięcie tętnicy środkowej mózgu, a następnie wykonano obrazowanie jądrowe w celu wykrycia jego skutków. Obrazowanie żywych szczurów przeprowadzono 24 h przed indukcją udaru, a także 1,5 h i 24 h po niedokrwieniu, przy czym każdorazowo podawano niezależne iniekcje około 500 µCi 18F-FDG, który całkowicie rozpada się w ciągu 18 h. Trzypierścieniowy system detektorów Albira użyty w tych badaniach charakteryzuje się czułością 9%, co sprawia, że 500 µCi jest odpowiednią dawką dla szczurów. Reprezentatywne dane obrazowe z badań PET i tomografii komputerowej (CT) dla szczura w punktach czasowych 24 h przed i 24 h po reperfuzji przedstawiono na Ryc. 1, odpowiednio w górnym i dolnym rzędzie. Przekroje poprzeczne (panele A i E), strzałkowe (panele B i F) oraz czołowe (panele C i G) dla każdego skanu są zaprezentowane z danymi FDG-PET w kolorowej skali intensywności typu „rainbow”, naniesionymi na obraz CT w skali szarości. Należy zauważyć, że CT służyło do anatomicznej korejestracji danych PET wewnątrz czaszki zwierzęcia i podczas tych eksperymentów nie odnotowano zmian radiodensyjnych w tkance mózgowej. Po 24 h nastąpił gwałtowny spadek wychwytu glukozy w półkuli ipsilateralnej, co sugeruje rozległe uszkodzenie tkanki wskutek wywołanego udaru niedokrwiennego. Renderowanie 3D naniesionych danych przedstawiono na Ryc. 1D i H. Po obróceniu na ekranie dane te zapewniają lepszą wizualizację spadku wychwytu FDG wywołanego udarem.

W celu ilościowego określenia zmian w poborze glukozy przez mózg w wyniku udaru w sposób spatiotemporalny, do obrazów bazowych sprzed udaru, a także obrazów z 1,5 h i 24 h (po reperfuzji) dla każdego skanu, zastosowano atlas mózgu VOI. Zostało to zrealizowane przy użyciu pakietu oprogramowania PMOD wraz z szablonem i atlasem mózgu szczura W. Schiffer. Najpierw użyto programu PMOD do przekształcenia każdego z zestawów danych PET mózgu szczura do odpowiedniej przestrzeni i geometrii poprzez manualną korejestrację z wykorzystaniem narzędzi Move i Rotate w zakładce Reslicing. Należy zauważyć, że dostępne jest również narzędzie scale, które pozwala na dostosowanie całkowitego rozmiaru mózgu, jeśli jest to konieczne. Chociaż stosowanie atlasu Schiffer jest lepsze niż ręczne wyznaczanie VOI w przestrzeni mózgu, mogą wystąpić błędy eksperymentalne wynikające z niedokładnej fuzji obrazów mózgu. W związku z tym w niektórych przypadkach może być konieczne zwiększenie liczby zwierząt, aby osiągnąć istotność statystyczną. Następnie automatycznie zastosowano atlas mózgu VOI W. Schiffer, aby zmierzyć akumulację FDG, w standardowych jednostkach poboru (SUV), w zdefiniowanych podregionach mózgu szczura (Rysunek 2). Atlas VOI mózgu może być również wykorzystywany iteracyjnie ze standardowym modelem mózgu w celu dalszej optymalizacji manualnej fuzji danych eksperymentalnych. Ponieważ zdarzenie udarowe było ograniczone do prawej półkuli mózgu u każdego zwierzęcia, uszkodzenia każdego regionu określono ilościowo poprzez obliczenie stosunku aktywności poboru glukozy między regionami przeciwstawnymi (Rysunek 2). Stosowanie tych stosunków zapewnia wygodną normalizację między prawą a lewą półkulą i eliminuje zmienność, która może wystąpić przy porównywaniu wartości intensywności sygnału PET w różnych skanach. W 1,5 h po udarze pobór 18F-FDG nie był zaburzony w obszarze niedokrwiennym. W związku z tym nie zaobserwowano ilościowych zmian w poborze glukozy między półkulami przeciwstawną a ipsilateralną (Rysunek 3, słupki niebieskie i zielone). Może to wynikać z nadmiernego poboru glukozy przez obszar okołozawałowy lub zwiększonego metabolizmu glukozy w tym punkcie czasowym w celu zrekompensowania utraty komórkowego ATP10,11. Jednakże u wielu zwierząt (n = 5) w 24 h po reperfuzji zaobserwowano istotny spadek poboru glukozy w specyficznych regionach półkuli ipsilateralnej (Rysunek 3, słupki czerwone). Inne regiony mózgu w półkuli ipsilateralnej wykazały niewielkie uszkodzenia lub nie wykazały ich wcale.

W szczególności regionami półkuli ipsilateralnej, w których konsekwentnie stwierdzono obniżone wychwyty FDG, były: ciało migdałowate, jądro ogoniaste i skorupa, a także obszary słuchowe, entorynalne, płat wyspy, parakora oraz obszary somatosensoryczne kory. Uszkodzenia kory spowodowane udarem wiążą się z utratą połączeń neuronalnych i zmianami map funkcjonalnych. Nieprawidłowości strukturalne w ciele migdałowatym wynikające z udaru prowadzą do psychopatologii i dysfunkcji poznawczych12. Nie jest zaskakujące, że region jądra ogoniastego i skorupy był dotknięty w zakresie wychwytu FDG, ponieważ przepływ krwi w bocznej części tego regionu jest zaopatrywany przez zamkniętą tętnicę środkową mózgu13. Patologia w tym obszarze mózgu gryzoni prowadzi do upośledzenia uczenia się dyskryminacyjnego, przetwarzania poznawczego i funkcji niemotorycznych14. Niezdolność do wychwytu FDG zaobserwowano również w korze entorynalnej i korze słuchowej w przyśrodkowej części płata skroniowego półkuli niedokrwiennej. W 2001 roku Davis et al. donieśli, że uszkodzenie kory entorynalnej u szczurów prowadzi do upośledzenia integracji sensorycznej i trwałych deficytów uczenia się przestrzennego15. Wiadomo, że dysfunkcje słuchu występują podczas udaru u ludzi, choć rzadko16. Jednakże wychwyt FDG przez wzgórze dolne, będące jedną z głównych dróg słuchowych, nie został zaburzony przez udar w naszym modelu. Wykazano, że u szczurów z udarem indukowanym MCAO wzrasta poziom epinefryny, norepinefryny oraz aktywność nerwów współczulnych z powodu zawału w korze wyspy, która była jednym z regionów w naszym modelu wykazujących słaby wychwyt FDG17. Mogło to skutkować zmianami w funkcji autonomicznej wpływającymi na układ sercowo-naczyniowy. Słaby wychwyt FDG zaobserwowano również w obszarze somatosensorycznym kory czołowo-ciemieniowej. Doniesiono, że zawał niedokrwienny w tym obszarze powoduje nieprawidłowości strukturalne i utratę połączeń wzgórzowych18. Ograniczony wychwyt FDG zaobserwowano również w korze wzrokowej, co może prowadzić do upośledzenia plastyczności dominacji ocznej, jak zgłoszono w przypadku noworodków szczurów poddanych niedokrwieniu hipoksycznemu19. Jednakże nie zaobserwowano zmniejszonego wychwytu FDG we wzgórzu górnym, obszarze zaangażowanym w wzrokową kontrolę ruchu20. Upośledzony był również wychwyt FDG w obszarze hipokampa, który jest istotny dla pamięci przestrzennej i nawigacji. Konsekwentnie obserwowano, że podregiony śródmózgowia, takie jak wzgórze górne i dolne, pole brzuszne nakrywki (VTA), a także cebula węchowa przedmózgowia oraz głęboko położone wzgórze nie zostały dotknięte zamknięciem tętnicy szyjnej środkowej (Ryc. 3).

Wzięte razem, wyniki te demonstrują, że FDG-PET z CT stanowi wykonalną, powtarzalną i nieinwazyjną strategię obrazowania, która pozwala na monitorowanie niedokrwienia mózgu u szczurów w sposób podłużny.

Obrazowanie mózgu w tomografii PET, wizualizacja mapy ciepła, przekroje strzałkowy i czołowy, analiza kontrastu w modelu mysim.
Rycina 1: Dane PET-CT szczurów przed i po niedokrwieniu mózgu. Każdy wiersz przedstawia odpowiednio poprzeczne (A, E), strzałkowe (B, F), czołowe (C, G) oraz renderowane w 3D (D, H) dane PET-CT szczura 24 h przed (górny wiersz) i 24 h po reperfuzji (lub 26 h po indukcji niedokrwienia mózgu; dół). Białe strzałki wskazują miejsca zmniejszonego wychwytu FDG w wyniku uszkodzeń spowodowanych udarem. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Analiza skanu mózgu PET, diagram wizualizacji mapy ciepła, pomiar aktywności neuronalnej, interpretacja danych.
Rycina 2: Dane PET dopasowane do atlasu mózgu szczura W. Schiffera przy użyciu oprogramowania PMOD. Dane FDG-PET szczura 24 h po reperfuzji (lub 26 h po niedokrwieniu mózgu; górny rząd) zostały zintegrowane z atlasem szablonu mózgu VOI w celu analizy (dolny rząd). Kolory oznaczają poszczególne VOI atlasu szablonu mózgu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres słupkowy stosunków intensywności ROI w czasie, pokazujący wpływ leku na różne obszary mózgu.
Rysunek 3: Reprezentatywna analiza ilościowa wychwytu glukozy w mózgu szczura z podziałem na sekcje. Stosunki sygnału FDG PET z prawej i lewej półkuli w Standardowych Jednostkach Wychwytu (SUV) dla każdego regionu z Atlasu Mózgu Szczura W. Schiffera, raportowane dla skanów wykonanych przed udarem niedokrwiennym (pre; niebieski), 1,5 h (zielony) oraz 24 h (czerwony) po reperfuzji (lub 26 h po reperfuzji). Słupki błędów przedstawiają błąd standardowy dla n = 5 przypadków udaru mózgu u szczurów w każdym punkcie czasowym. **p ≤ 0,01, *p ≤ 0,05 (test t dla prób zależnych). Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat okluzji tętnicy szyjnej; zacisk tymczasowy, trwałe podwiązanie tętnic w celu kontroli przepływu krwi.
Rysunek 4: Ilustracja operacji MCAO. Czerwona linia to okluder wprowadzony do tętnicy szyjnej zewnętrznej. Niebieska owal reprezentuje obszar mózgu.

Dyskusja

Tutaj przedstawiamy szczegółową strategię indukcji udaru, obrazowania PET i standaryzowanego pomiaru uszkodzenia tkanek w podregionie mózgu u szczurów Sprague-Dawley. Obrazowanie małych modeli zwierzęcych, zwłaszcza w obszarze udaru, jest korzystne, ponieważ skuteczność leczenia udaru zależy od niezwykle krótkiego czasu leczenia. Przedstawiamy tutaj model urazowo-reperfuzyjny, w którym udar został wywołany poprzez okluzję tętnicy środkowej mózgu oraz obrazowanie przeprowadzone za pomocą FDG z PET, wraz z rentgenowską tomografią komputerową w celu odniesienia anatomicznego. Rygorystyczne pomiary wychwytu FDG w podregionach mózgu były możliwe dzięki precyzyjnemu mapowaniu atlasu szablonów VOI na mózg szczura w oprogramowaniu do analizy obrazu PMOD. Ratiometryczne wartości FDG zebrano poprzez podzielenie odpowiednich podregionów mózgu w przeciwległych półkulach, co pozwala na prosty pomiar uszkodzeń przy jednoczesnej normalizacji zmian w globalnym sygnale FDG PET między różnymi zwierzętami i punktami czasowymi. Pomiary te są zgodne z oczekiwanym wpływem udaru na mózg szczura, wykazując konsekwentnie znaczną utratę wychwytu glukozy w tkance mózgowej w niektórych obszarach półkuli ipsilateralnej. Metodologia ta może potencjalnie zwiększyć naszą zdolność do porównywania zestawów danych FDG PET zwierząt przechodzących wiele rodzajów urazów mózgu, w tym udar niedokrwienny. Poprzez standaryzację objętości, które należy określić ilościowo w półkulach mózgu i u wielu zwierząt, metoda ta generuje spójne pomiary zmniejszonego wychwytu glukozy w tkankach. Należy zauważyć, że inne znaczniki PET z wychwytem przez mózg, takie jak 11C-raklopryd dla receptorów D2, mogą być również stosowane z tym protokołem21. Na koniec opisujemy metodę wizualizacji udaru niedokrwiennego mózgu szczura w jego szkielecie z dużą dokładnością anatomiczną w trzech wymiarach. Ponieważ upośledzenie fizjologiczne i funkcjonalne wywołane udarem może być przejściowe lub trwałe, ta nieinwazyjna metoda obrazowania pozwala naukowcom ocenić uszkodzenie mózgu u tego samego zwierzęcia w pewnym okresie czasu. Zapewnia sposób na neurologiczną ocenę szczurów, a także ocenę krótko- i długoterminowych deficytów neurologicznych u tego samego zwierzęcia. Funkcja szablonu w oprogramowaniu PMOD pozwala badaczom z pewną precyzją zmapować obszar urazu i być może skorelować go z następstwami neurologicznymi i wzorcami zachowań.

W celu dokładnego ilościowego określenia uszkodzeń spowodowanych udarem w podziale na podregiony mózgu, kluczowym krokiem jest dostosowanie danych PET do atlasu mózgu szczura w obrębie PMOD. Niespójności w wyrównaniu mogą prowadzić do nieprawidłowej kwantyfikacji podregionów mózgu dotkniętych niedokrwieniem. Jak opisano w kroku 4.1.7 protokołu, możliwe jest użycie gruczołów twardych jako punktów orientacyjnych do wyrównania atlasu mózgu z eksperymentalnymi danymi PET. Częściowe efekty objętości (PVE) są problemem podczas tego typu analiz i ograniczają ogólną rozdzielczość struktury mózgu, którą można zobrazować. Może dojść do rozlania się sygnału między sąsiednimi objętościami lub sam VOI może być zbyt mały w stosunku do rozdzielczości urządzenia, zmniejszając w ten sposób dokładność ilościową metody22. System Albira PET zastosowany w tych badaniach jest wyposażony w trzy pierścienie detektora i daje rozdzielczość 1,1 mm, która ewoluowała z odpowiadającego mu systemu jednopierścieniowego, który osiągnął 1,5 mm23. Buvat i współpracownicy zauważają, że PVE wpłynie na pomiary guzów o średnicy mniejszej niż 2-3 razy większa rozdzielczość systemu przy pełnej szerokości połowie maksimum (FWHM), co odpowiadałoby kulistej objętości 5,6-18,9 mm3 dla 3-pierścieniowej Albiry. Casteels i wsp. stwierdzono niedawno, że objętości większe niż 8mm3 będą miały minimalny wpływ na objętość częściową w przypadku nowoczesnych przedklinicznych skanerów PET o rozdzielczości w zakresie 1,1-1,3 mm 24. Atlas Schiffera został starannie skonstruowany z myślą o tych parametrach i wykorzystuje 58 VOI, z których 13 mieści się poniżej progu 8mm3 . Należą do nich VOI dla prawej i lewej półkuli przyśrodkowej kory przedczołowej (6,3 mm3, R/L), kory Par A (7,6 mm3, R/L), górnego wzgórka (7,1 mm3, R/L), VTA (5,5 mm3, R/L), wzgórka dolnego (5,7 mm3, R/L), przysadki mózgowej (5,9 mm3), i przepływ krwi CB (5,1 mm3). Ponadto pomiary kory czołowej (1,4 mm3 R/L) będą najbardziej podatne na PVE ze względu na jej niewielkie rozmiary.

Badania na większych zwierzętach, takich jak szczury, które mają odpowiedni wzrost rozmiaru anatomii, będą miały większą liczbę podregionów mózgu, które można wiarygodnie określić ilościowo w porównaniu z myszami. Niemniej jednak metody te mają zastosowanie do obrazowania mózgu u myszy, które mają swój własny atlas mózgu dostępny w PMOD, który składa się z 18 podregionów, które są zwymiarowane tak, aby zminimalizować PVE. Co więcej, użycie PET do identyfikacji jeszcze mniejszych obszarów mózgu niż opisane w tym badaniu może wymagać zastosowania alternatywnej metodologii. Opisana tutaj metoda umożliwia uporządkowane i skuteczne ilościowe określenie uszkodzeń tkanki mózgowej w czasie, podzielonych na segmenty według podregionu mózgu, u żywych szczurów. Uraz spowodowany niedokrwieniem jest tutaj pokazany jako przykład, ale przedstawiona metodologia do ilościowego określania zmian w aktywności mózgu może być zastosowana do każdego innego stanu wpływającego na mózg szczura.

Podsumowując, dane FDG-PET-CT dotyczące małych zwierząt mogą być pozyskiwane w sposób nieinwazyjny i ekonomiczny oraz mogą być wygodnie wykorzystywane do obrazowania małych zwierząt w sposób ilościowy. Korzystając z narzędzia szablonu Schiffera programu PMOD, można nakreślić niedokrwienne obszary mózgu i zmierzyć dane PET. Jest to potężne narzędzie do przyszłych badań nad reorganizacją, naprawą i neurogenezą mózgu po niedokrwieniu mózgu, które będzie promować rozwój neuroterapii niepełnosprawnych pacjentów po udarze. Wizualizacja ta będzie również szczególnie przydatna w ocenie innych przypadków urazów mózgu, w których uszkodzenie tkanki można wyrównać za pomocą oddzielnych modalności obrazowania.

Oświadczenia

WML jest konsultantem Bruker Molecular Imaging

Podziękowania

To badanie było wspierane przez grant od Bruker Molecular Imaging (do WML) i od NIH (Grant HL019982 dla FJC).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sprzęt do obrazowania molekularnego 3DAlbira PET SPECTCT Bruker
Sprague Dawley RatsCharles River Laboratories400Zwierzęta Spektrony
18-F-D-GlucoseSpektronowyMikrozacisk PET
MikrozaciskFST18055-03tętniczy
okluder #4037Doccol Corp.403712PK10Chirurgiczna indukcja udaru
Zacisk

Bibliografia

  1. Minino, A. M., Murphy, S. L., Xu, J., Kochanek, K. D. Deaths: final data for 2008. Natl Vital Stat Rep. 59, 1-126 (2011).
  2. Niemi, M. L., Laaksonen, R., Kotila, M., Waltimo, O. Quality of life 4 years after stroke. Stroke. 19, 1101-1107 (1988).
  3. Ter-Pogossian, M. M., Phelps, M. E., Hoffman, E. J., Mullani, N. A. A positron-emission transaxial tomograph for nuclear imaging. 114, 89-98 (1975).
  4. Schiffer, W. K., et al. Serial microPET measures of the metabolic reaction to a microdialysis probe implant. J Neurosci Methods. 155, 272-284 (2006).
  5. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2012 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 125, e2-e220 (2012).
  6. Heiss, W. D., et al. Progressive derangement of periinfarct viable tissue in ischemic stroke. J Cereb Blood Flow Metab. 12, 193-203 (1992).
  7. Foster, N. L., et al. Alzheimer's disease: focal cortical changes shown by positron emission tomography. Neurology. 33, 961-965 (1983).
  8. Bustamante, E., Pedersen, P. L. High aerobic glycolysis of rat hepatoma cells in culture: role of mitochondrial hexokinase. Proc Natl Acad Sci U S A. 74, 3735-3739 (1977).
  9. Toga, A. W., Santori, E. M., Hazani, R., Ambach, K. A 3D digital map of rat brain. Brain Res Bull. 38, 77-85 (1995).
  10. Yuan, H., et al. Saptiotemporal uptake characteristics of [18]F-2-Fluoro-2-Deoxy-D-Glucose in a rat middle cerebral artery occlusion model. Stroke. 44, (2013).
  11. Nemoto, E. M., Hossmann, K. A., Cooper, H. K. Post-ischemic hypermetabolism in cat brain. Stroke. 12 (5), 666-676 (1981).
  12. Sachdev, P. S., Chen, X., Joscelyne, A., Wen, W., Brodaty, H. Amygdala in stroke/transient ischemic attack patients and its relationship to cognitive impairment and psychopathology: the Sydney stroke study. Am. J. Geriatr. Psychiatry. 15, 487-496 (2007).
  13. Nagasawa, H., Kogure, K. Correlation between cerebral blood flow and histologic changes in a new rat model of middle cerebral artery occlusion. Stroke. 20, 1037-1043 (1989).
  14. Hauber, W., Schmidt, W. J. Differential effects of lesions of the dorsomedial and dorsolateral caudate-putamen on reaction time performance in rats. Behavioral Brain Research. 60, 211-215 (1994).
  15. Davis, A. E., Gimenez, A. M., Therrien, B. Effects of entorhinal cortex lesions on sensory integration and spatial learning. Nurs. Res. 50, 77-85 (2001).
  16. Hausler, R., Levine, R. A. Auditory dysfunction in stroke. Acta Otolaryngol. 120, 689-703 (2000).
  17. Cechetto, D. F., Wilson, J. X., Smith, K. E., Wolski, D., Silver, M. D., Hachinski, V. C. Autonomic and myocardial changes in middle cerebral artery occlusion: stroke models in the rat. Brain Res. 502, 5296-5305 (1989).
  18. Carmichael, S. T., Wei, L., Rovainen, C. M., Woolsey, T. A. New patterns of intracortical projections after focal cortical strike. Neurobiol. of Disease. 8, 910-922 (2001).
  19. Failor, S., et al. Neonatal cerebral hypoxia-ischemia impairs plasticity in rat visual cortex. J. Neurosci. 30, 81-92 (2010).
  20. Wurtz, R. H., Albano, J. E. Visual-motor function of the primate superior colliculus. Ann. Rev. Neurosci. 3, 189-226 (1980).
  21. Kuhn, F. P., et al. Comparison of PET template-based and MRI-based image processing in the quantitative analysis of C11-raclopride PET. EJNMMI Res. 4 (1), 7(2014).
  22. Soret, M., Bacharach, S. L., Buvat, I. Partial-Volume Effect in PET Tumor Imaging. J. Nuc. Med. 48, 932-945 (2007).
  23. Sanchez, F., et al. ALBIRA: A Small Animal PET/SPECT/CT Imaging System. Med. Phys. 40 (5), 051906(2013).
  24. Casteels, C., et al. Construction and Evaluation of Quantitative Small-Animal PET Probabilistic Atlases for [18F]FDG and [18F]FECT Functional Mapping of the Mouse Brain. PLOS One. 8 (6), e65286(2013).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie FDG PETzamkni cie rodkowej t tnicy m zgowejszczury Sprague Dawleyatlas szablon w VOIskan PET CTanaliza tkanki m zgowejmodel udaru niedokrwiennegoradioaktywny marker glukozowy
Nieinwazyjne obrazowanie i analiza niedokrwienia mózgu u żywych szczurów przy użyciu pozytonowej tomografii emisyjnej z 18F-FDG
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.