Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie dwuwarstwowych pęcherzyków lipidowych za pomocą natryskiwania mikroprzepływowego

DOI:

10.3791/51510

⸱

21 lutego 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, University of Michigan, 2Department of Biomedical Engineering, University of Michigan, 3Department of Biomedical Engineering, Institute for Cellular and Molecular Biology, The University of Texas at Austin, 4Department of Bioengineering, University of California, Berkeley, 5Physical Biosciences Division, Lawrence Berkeley National Laboratory

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroprzepływowe natryskiwanie dwuwarstwy lipidowej na granicy kropelek zapewnia niezawodny sposób generowania pęcherzyków z kontrolą nad asymetrią błony, włączeniem białek transbłonowych i enkapsulacją materiału. Technika ta może być stosowana do badania różnych systemów biologicznych, w których pożądane są biomolekuły podzielone na przedziały.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Biologia syntetyczna z dołu prezentuje nowatorskie podejście do badania i odtwarzania systemów biochemicznych oraz, potencjalnie, minimalnych organizmów. Ta rozwijająca się dziedzina angażuje inżynierów, chemików, biologów i fizyków do projektowania i łączenia podstawowych komponentów biologicznych w złożone, działające systemy od podstaw. Takie oddolne systemy mogłyby doprowadzić do opracowania sztucznych komórek na potrzeby podstawowych badań biologicznych i innowacyjnych terapii1,2. Gigantyczne pęcherzyki jednowarstwowe (GUV) mogą służyć jako platforma modelowa dla biologii syntetycznej ze względu na ich strukturę i rozmiar błony przypominającej komórkę. Natryskiwanie mikroprzepływowe lub mikrojetting to technika, która pozwala na generowanie GUV o kontrolowanym rozmiarze, składzie błony, transbłonowym włączeniu białek i enkapsulacji3. Podstawową zasadą tej metody jest wykorzystanie wielu impulsów płynu o wysokiej częstotliwości generowanych przez piezoaktywowane urządzenie atramentowe w celu deformacji zawieszonej dwuwarstwy lipidowej w GUV. Proces ten jest podobny do wydmuchiwania baniek mydlanych z folii mydlanej. Zmieniając skład roztwóru, skład roztworu otaczającego i/lub składniki zawarte w dwuwarstwie, naukowcy mogą zastosować tę technikę do tworzenia niestandardowych pęcherzyków. W artykule opisano procedurę generowania prostych pęcherzyków z dwuwarstwy interfejsu kropelkowego za pomocą mikrostrumieniowania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Staje się coraz bardziej jasne, że biologia komórki to wieloskalowy problem, który wymaga integracji naszego zrozumienia od molekuł do komórek. W związku z tym dokładna wiedza o tym, jak cząsteczki działają indywidualnie, nie wystarcza do zrozumienia złożonych zachowań komórkowych. Wynika to częściowo z istnienia emergentnych zachowań układów wieloskładnikowych, czego przykładem jest odtworzenie interakcji sieci aktynowej z pęcherzykami lipidowymidwuwarstwowymi 4, montaż wrzeciona mitotycznego w ekstrakcie Xenopus 5 oraz dynamika przestrzenna maszynerii podziału komórek bakteryjnych6. Jednym ze sposobów uzupełnienia redukcjonistycznego podejścia do analizowania procesów molekularnych w systemach żywych jest przyjęcie odwrotnego podejścia polegającego na rekonstrukcji zachowań komórkowych przy użyciu minimalnego zestawu składników biologicznych. Kluczowym elementem tego podejścia jest niezawodna enkapsulacja biomolekuł w ograniczonej objętości, co jest kluczową cechą komórki.

Istnieje kilka strategii hermetyzacji biomolekuł do badania systemów biomimetycznych. Najbardziej istotnym biologicznie systemem są dwuwarstwowe błony lipidowe, które naśladują biochemiczne i fizyczne ograniczenia narzucone przez błonę plazmatyczną komórki. Tworzenie gigantycznych pęcherzyków jednowarstwowych (GUV) przez elektroformację7, jedną z najczęściej stosowanych technik wytwarzania GUV14, zwykle ma niską wydajność enkapsulacji ze względu na niekompatybilność z buforem o wysokiej zawartości soli8. Elektroformacja wymaga również dużych objętości próbek (>100 μl), co może stanowić problem w pracy z oczyszczonymi białkami i nieefektywnie włącza duże cząsteczki ze względu na trudności w dyfuzji między blisko rozmieszczonymi warstwami lipidowymi. Opracowano kilka mikroprzepływowych podejść do generowania pęcherzyków lipidowych. Metody podwójnej emulsji, które przepuszczają składniki przez dwa interfejsy między warstwami woda-olej-woda (W/O/W), polegają na odparowaniu lotnego rozpuszczalnika w celu stymulowania tworzenia dwuwarstw lipidowych9. Inni wykorzystali mikroprzepływową linię montażową, która wytwarza ciągły strumień dwuwarstwowych pęcherzyków lipidowych10 lub w dwóch niezależnych krokach11. Opracowaliśmy alternatywną technikę opartą na szybkim stosowaniu impulsów płynu do dwuwarstwy12 na granicy kropel w celu wytworzenia GUV o kontrolowanym rozmiarze, składzie i enkapsulacji. Nasze podejście, znane jako natryskiwanie mikroprzepływowe, oferuje połączone korzyści z kilku istniejących technik generowania pęcherzyków, zapewniając podejście do tworzenia funkcjonalnych systemów biomolekularnych do badania różnych problemów biologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Produkcja Komory Nieskończoności

  1. Zaprojektuj komorę nieskończoności (nazwaną tak ze względu na jej kształt) za pomocą oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD) i zapisz plik tak, aby był kompatybilny z wycinarką laserową. Aby utworzyć ten kształt, należy oddzielić dwa okręgi o średnicy 0,183 cala odległością od środka do środka wynoszącą 0,15 cala. Wytnij komorę od 1/8 do 3/16 w przezroczystym akrylu za pomocą wycinarki laserowej. Kształt nieskończoności ułatwia tworzenie dwuwarstwowych warstw i stabilność interfejsu kropel.
  2. Wywierć otwór 1/16 cala przez krawędź akrylowej komory do studni w kształcie nieskończoności. Powtórz po przeciwnej stronie. Wytnij mały prostokąt z arkusza akrylowego o grubości 0,2 mm za pomocą nożyczek lub wycinarki laserowej, aby służył jako dno studni.
  3. Nałóż cienką, ale kompletną warstwę szybkoschnącego kleju na jedną stronę akrylu o grubości 0,2 mm i przyklej ją do dna komory. Przytrzymaj akryl o grubości 0,2 mm mocno na miejscu przy dnie komory i dozuj klej na interfejsie, aby klej mógł utworzyć uszczelnienie, ale unikaj zakrywania viewobszar. Pamiętaj, aby wyrównać akryl tak, aby jego krawędź była równo z krawędzią ścianki komory i całkowicie zakrywała wycięcie w komorze nieskończoności. Pozwoli to na wystarczającą penetrację strumienia i zapobiegnie wyciekom ze studni.
  4. Wytnij dwa małe kawałki kauczuku naturalnego, aby zakryć wywiercone otwory. Nałóż szybkoschnący klej wokół otworu. Umieść gumę na otworze i dociśnij wszystkie obszary za pomocą kleszczy, aby zabezpieczyć. Powtórz te czynności dla obu wywierconych otworów. Upewnij się, że wszystkie połączenia klejone są kompletnymi uszczelnieniami, aby zapobiec wyciekom.
  5. Za pomocą igły o wadze 23 G, 1 cala przebij otwór w naturalnej gumie po obu stronach komory, aby ułatwić włożenie piezoelektrycznej końcówki do drukarki atramentowej.

2. Przygotowanie do eksperymentu

Przechowuj podstawowy roztwór lipidowy w chloroformie w zamrażarce o temperaturze -20 °C. Do tego badania użyto 1,2-difitanoilo-sn-glicero-3-fosfocholiny (DPhPC) lub 1,2-dioleoilo-sn-glicero-3-fosfocholiny (DOPC). W tym protokole zwykle przygotowuje się 2 ml roztworu lipidów o stężeniu 25 mg/ml, który wystarcza na dwa miesiące, jeśli jest przechowywany w temperaturze -20 °C.

  1. Aby ponownie zawiesić lipid w n-dekanie, najpierw przenieś go z fiolki podstawowej do małego szklanego słoika i delikatnie wysusz pod argonem lub azotem. Podczas suszenia trzymaj słoik pod kątem, aby wystawić większą powierzchnię na działanie gazu, umożliwiając szybsze wyschnięcie lipidów.
  2. Trzymając tylko lekko przykręconą nakrętkę słoika, pozostaw wysuszony roztwór w próżni w eksykatorze na 1-2 godziny. Następnie dodaj n-dekan, aby rozpuścić lipid w stężeniu 25 mg/ml. Krótko zmieszać roztwór lipidowy i poddać go sonikacji w kąpieli sonikatora przez 15 minut. Odtworzony lipid należy przechowywać w n-dekanie w temperaturze -20 °C.
  3. Przygotuj podstawowy roztwór sacharozy. Do probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml dodać 900 μl 300 mM sacharozy i 100 μl 1% metylocelulozy (MC). Metyloceluloza jest dodawana w celu zwiększenia lepkości roztworu, co pomaga w natryskiwaniu. Opcjonalny krok: Dodaj opcjonalnie 1 μl ciemnego barwnika spożywczego lub kulek fluorescencyjnych, aby nadać odpowiednio większy kontrast lub fluorescencję podczas obrazowania. Roztwór ten jest roztworem sacharozy o stężeniu 300 mOsm, zaprojektowanym w celu dopasowania osmolarności komórkowej i zapewnienia kontrastu podczas mikrostrumieniowania.
  4. Pobrać roztwór do jednorazowej plastikowej strzykawki o pojemności 1 ml. Trzymając strzykawkę końcówką skierowaną do góry, kilkakrotnie przesuwaj trzonek, aby usunąć wszelkie pęcherzyki w kierunku końcówki, a następnie naciśnij tłok, aby wyrzucić uwięzione powietrze. Należy pamiętać o usunięciu całego powietrza ze strzykawki przed kontynuowaniem, ponieważ będzie to zakłócać prawidłowy skurcz piezoelektryczny odpowiedzialny za natryskiwanie.
  5. Zainstalować filtr 0,22 μm na końcu strzykawki. Aby zapobiec uwięzieniu powietrza w filtrze, należy trzymać strzykawkę pionowo i naciskać tłok, aż nad końcówką utworzy się kropla. Uwaga: Stwierdzono, że najlepiej sprawdza się filtr strzykawkowy o średnicy 33 mm, ale w celu zmniejszenia martwej objętości można użyć alternatywnych filtrów, tak małych, jak filtr strzykawkowy o średnicy 3 mm.
  6. Odkręć żeński adapter Luer drukarki atramentowej i mocno dociśnij go na końcu filtra. Ponownie wyrzuć płyn, aby zapobiec uwięzieniu powietrza. Wkręć górną część drukarki atramentowej. Płyn powinien przedostać się do końcówki drukarki atramentowej po jej całkowitym przymocowaniu.

3. Przygotowanie sprzętu

  1. Za pomocą zacisku V clamp zamontuj zespół strzykawki na stoliku mikroskopu. Podłącz przewód z drukarki atramentowej do kontrolera drukarki atramentowej. Uwaga: Dla tego protokołu zbudowano niestandardową scenę; Chociaż projekt stolika może być określony przez użytkownika, bardzo ważne jest, aby mieć niezależną kontrolę XY-Z nad strzykawką i kontrolę X-Y nad uchwytem próbki.
  2. Określ powiększenie i niezbędną kombinację soczewek, aby uzyskać pożądane obrazowanie. Tutaj używany jest obiektyw 10X i okular 10X.
  3. Użyj szybkiej kamery (≥1,000 kl./s), aby zobrazować natryskiwanie i generowanie pęcherzyków. Przed przystąpieniem do obrazowania należy przeprowadzić niezbędną kalibrację aparatu. Wykorzystaj automatyczne wyzwalanie oparte na obrazie w oprogramowaniu aparatu, aby zainicjować przechwytywanie obrazu.
  4. Zamontuj komorę nieskończoności na stoliku mikroskopu. Zabezpiecz komorę, przyklejając ją taśmą na miejscu na scenie.
  5. Ostrożnie wyrównaj końcówkę drukarki atramentowej z otworem przebitym w kauczuku naturalnym (patrz Rysunek 1b). Aby to zrobić, zbliż drukarkę atramentową do komory i wyreguluj położenie na oko, a następnie dokonaj bardziej precyzyjnych regulacji za pomocą soczewki mikroskopu. Postępuj ostrożnie, ponieważ zgrubne ruchy mogą uszkodzić końcówkę drukarki atramentowej.
  6. Po wyrównaniu drukarki atramentowej cofnij zespół strzykawki z dala od komory, aby zapobiec uszkodzeniu drukarki atramentowej podczas ładowania studzienek. Upewnij się, że ruch drukarki atramentowej jest jednokierunkowy, tak aby pozostał wyrównany z otworem w membranie.
  7. Delikatnie nacisnąć tłok zespołu strzykawki, aż na dyszy drukarki atramentowej utworzy się mała kropelka. Zapewni to pewne początkowe ciśnienie wsteczne.
  8. Wprowadź parametry natryskiwania. W przypadku trapezowej fali bipolarnej należy użyć następujących parametrów: częstotliwość impulsów 20 kHz, czas narastania 3 μs, czas trwania impulsu 35 μs, czas opadania 3 μs, napięcie przyłożone 65 V (amplituda impulsu) i 100 impulsów strumieniowych na wyzwolenie (liczba impulsu). Jednak przyłożone napięcie (amplituda impulsu) i liczba impulsów (impulsy strumieniowe na wyzwalanie) mogą być zmieniane w celu kontrolowania wielkości pęcherzyków.

4. Wytwarzanie pęcherzyków

  1. Dodać 25-30 μl roztworu lipidowego zawieszonego w n-dekanie do komory nieskończoności, pokrywając całą powierzchnię obu studzienek.
  2. Dodać 25 μl glukozy (o takiej samej osmolarności jak roztwór sacharozy) do najbardziej zewnętrznej krawędzi jednego dołka, pipetując powoli i płynnie. Po osadzeniu powinna powstać kropla glukozy, ponieważ roztwór glukozy i lipidów nie mieszają się. Dodaj kolejne 25 μl glukozy do przeciwległej studzienki, która utworzy kolejną kroplę i utworzy dwuwarstwową błonę lipidową na środku komory w ciągu 5-10 minut.
  3. Włóż atrament przez kauczuk naturalny i ostrożnie poprowadź go w kierunku dwuwarstwy interfejsu kropel. Zbliżaj się do dwuwarstwy powoli, ponieważ wprowadzony druk atramentowy przesunie objętość i może rozerwać dwuwarstwę.
  4. Gdy drukarka atramentowa znajdzie się w zakresie ~200 μm, zastosuj natryskiwanie z ustawieniami opisanymi w kroku 3.8. Odległość od dwuwarstwy może się różnić przede wszystkim w zależności od napięcia i liczby impulsów, a także innych parametrów. Protokół ten zaleca powolne zwiększanie ustawień (napięcie i liczba impulsów) oraz obserwację deformacji dwuwarstwowej.

5. Czyszczenie sprzętu

  1. Odłączyć zespół strzykawki od stolika mikroskopowego i wyrzucić plastikową strzykawkę o pojemności 1 ml oraz filtr.
  2. Aby wyczyścić drukarkę atramentową, zasysaj kolejno następujące roztwory, zanurzając końcówkę w roztworze 7-10 razy każdy: 70% etanolu, 2% roztworu Neutrad w ciepłej wodzie, 70% etanolu i ddH2O. Jeśli drukarka atramentowa nie przylega bezpiecznie do pipety aspiracyjnej, odetnij końcówkę pipety, aby utworzyć adapter.
  3. Osusz komorę chusteczką. Umieść komorę nieskończoności w zlewce o pojemności 250 ml z 2% v/v Neutrad w ciepłej wodzie i poddawaj sonikę przez 5-10 minut. Po sonikacji dokładnie wysuszyć studzienki pod sprężonym powietrzem. Wilgoć w studzienkach może zagrozić stabilności dwuwarstwowej membrany lipidowej, dlatego zaleca się również umieszczenie komór w piecu w temperaturze 60 °C na 15 minut.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zmontowaliśmy zestaw do natryskiwania mikroprzepływowego na konwencjonalnym odwróconym mikroskopie fluorescencyjnym z niestandardowym stolikiem złożonym z obrabianych części i ręcznych mikrometrów (Rysunek 1). Charakterystyka drukarki atramentowej zapewnia wgląd w proces powstawania pęcherzyków. Zmiana odległości między dyszą atramentową a dwuwarstwą lipidową wpływa na przyłożoną siłę, która powoduje deformację membrany. Bliskie sąsiedztwo dwuwarstwy skupia prąd strumieniowy i zapobiega rozpraszaniu ener...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opracowano wiele technik generowania pęcherzyków, w tym elektroformację, emulsję i generowanie kropelek14-16. Niezbędne są jednak nowe techniki eksperymentalne, aby umożliwić projektowanie systemów biologicznych o rosnącym podobieństwie do systemów żywych. W szczególności metody mikroprzepływowe zapewniły zwiększony poziom kontroli nad jednowarstwowością błony, monodyspersją wielkości i zawartością wewnętrzną17,18, zbliżając modele pęcherzyków do biologii. Ponadto charakterystyka i eksperymenty z wy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Mike'owi Vaheyowi z Laboratorium Fletchera na Uniwersytecie Kalifornijskim w Berkeley za porady dotyczące parametrów mikroodrzutu. Praca ta była sponsorowana przez grant NIH DP2 HL117748-01.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Piezoelektryczna drukarka atramentowaMicroFab TechnologiesMJ-AL-01-xxxxxx oznacza średnicę kryzy w mikronach
Sterownik Jet Drive IIIMicroFab TechnologiesCT-M3-02
Szybka kameraVision ResearchMiroEX2
DPhPC lipid w chloroformieAvanti850356CZamawiany w małych porcjach w fiolkach
33 mm PVDF filtry, 0,2 i mikro; mFisher ScientificSLGV033RS
Strzykawki 1 mlFisher Scientific14823434
n-DecaneAcros Organics111871000
GlukozaAcros Organics410950010
SacharozaSigma-AldrichS7903-1KG
MetylocelulozaFisher ScientificNC9084958
1/8 cala AkrylMcMaster Carr8560K239Projekty CAD dla komory w kształcie nieskończoności są dostępne na życzenie
0,2 mm AkrylAstra ProductsClarex clear 001
Cement akrylowyTAP Plastics10693
Loctite 495 SuperglueFisher ScientificNC9011323
Loctite 3494 Wzmacniający UV klejStrobele Dostawa30765
Kauczuk naturalnyMcMaster Carr85995K14
Niestandardowe projekty CAD na scenierobotysądostępne na życzenie
domowej

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Liu, A. P., Fletcher, D. A. Biology under construction: in vitro reconstitution of cellular function. Nature reviews. Mol. Cell Biol. 10, 644-650 (2009).
  2. Yeh, B. J., Lim, W. A. Synthetic biology: lessons from the history of synthetic organic chemistry. Nat. Chem. Biol. 3, 521-525 (2007).
  3. Richmond, D. L., et al. Forming giant vesicles with controlled membrane composition, asymmetry, and contents. Proc. Natl. Acad. Soc. U.S.A. 108, 9431-9436 (2011).
  4. Liu, A. P., et al. Membrane-induced bundling of actin filaments. Nat. Phys. 4, 789-793 (2008).
  5. Brown, K. S., et al. Xenopus tropicalis egg extracts provide insight into scaling of the mitotic spindle. J. Cell Biol. 176, 765-770 (2007).
  6. Loose, M., Fischer-Friedrich, E., Ries, J., Kruse, K., Schwille, P. Spatial regulators for bacterial cell division self-organize into surface waves in vitro. Science. 320, 789-792 (2008).
  7. Angelova, M. I., Dimitrov, D. S. Liposome electroformation. Faraday Disc. Chem. Soc. 81, 301-311 (1986).
  8. Bucher, P., Fischer, A., Luisi, L. P., Oberholzer, T., Walde, P. Giant Vesicles as Biochemical Compartments: The Use of Microinjection Techniques. Langmuir. 14, 2712-2721 (1998).
  9. Shum, H. C., Lee, D., Yoon, I., Kodger, T., Weitz, D. A. Double emulsion templated monodisperse phospholipid vesicles. Langmuir. 24, 7651-7653 (2008).
  10. Matosevic, S., Paegel, B. M. Stepwise Synthesis of Giant Unilamellar Vesicles on a Microfluidic Assembly Line. J. Am. Chem. Soc. 133, 2798-2800 (2011).
  11. Hu, P. C. C., Li, S., Malmstadt, N. Microfluidic Fabrication of Asymmetric Giant Lipid Vesicles. ACS Appl. Mater. Inter. 3, 1434-1440 (1021).
  12. Hwang, W. L., Chen, M., Cronin, B., Holden, M. A., Bayley, H. Asymmetric droplet interface bilayers. J. Am. Chem. Soc. 130, 5878-5879 (2008).
  13. Stachowiak, J. C., Richmond, D. L., Li, T. H., Brochard-Wyart, F., Fletcher, D. A. Inkjet formation of unilamellar lipid vesicles for cell-like encapsulation. Lab Chip. 9, 2003-2009 (2009).
  14. Meleard, P., Bagatolli, L. A., Pott, T. Giant unilamellar vesicle electroformation from lipid mixtures to native membranes under physiological conditions. Methods Enzymol. 465, 161-176 (2009).
  15. Nishimura, K., Suzuki, H., Toyota, T., Yomo, T. Size control of giant unilamellar vesicles prepared from inverted emulsion droplets. J. Colloid Interface Sci. 376, 119-125 (2012).
  16. Teh, S. Y., Lin, R., Hung, L. H., Lee, A. P. Droplet Microfluidics. Lab Chip. 8, 198-220 (2008).
  17. Stachowiak, J. C., et al. Unilamellar vesicle formation and encapsulation by microfluidic jetting. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 4697-4702 (2008).
  18. Osaki, T., Yoshizawa, S., Kawano, R., Sasaki, H., Takeuchi, S. Lipid-coated microdroplet array for in vitro protein synthesis. Anal. Chem. 83, 3186-3191 (2011).
  19. Liu, A. P., Fletcher, D. A. Actin polymerization serves as a membrane domain switch in model lipid bilayers. Biophys. J. 91, 4064-4070 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Lipid Bilayer VesiclesGiant Unilamellar VesiclesDroplet Interface BilayerPiezoelectric InkjetMembrane CompositionVesicle EncapsulationVesicle Size ControlVesicle Mono Dispersity

Powiązane artykuły