Opisujemy tutaj metodę obrazowania opartego na światłowodowej konfokalnej mikroskopii fluorescencyjnej (FCFM), która zapewnia innowacyjny sposób zrozumienia zjawisk fizjologicznych na poziomie komórkowym i subkomórkowym u zwierząt.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Toksyczność naczyniowa wywołana chemioterapią - obrazowanie in vivo w czasie rzeczywistym upośledzenia naczyń krwionośnych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Niektóre klasy chemioterapii mogą powodować ostre zmiany naczyniowe, które mogą przekształcić się w długotrwałe stany, które mogą predysponować pacjenta do zwiększonego ryzyka choroby naczyniowej. Jednakże, pomimo rosnących dowodów klinicznych, istnieje niedostatek jasnych badań toksyczności naczyniowej, a zatem etiologia niejednorodnej grupy zaburzeń naczyniowych/sercowo-naczyniowych pozostaje do wyjaśnienia. Co więcej, mechanizm, który może leżeć u podstaw toksyczności naczyniowej, może całkowicie różnić się od zasad kardiotoksyczności wywołanej chemioterapią, która jest związana z bezpośrednim uszkodzeniem miocytów. Stworzyliśmy platformę obrazowania molekularnego in vivo w czasie rzeczywistym, aby ocenić potencjalną ostrą toksyczność naczyniową terapii przeciwnowotworowych.
Stworzyliśmy platformę obrazowania molekularnego in vivo o wysokiej rozdzielczości u myszy, odpowiednią do wizualizacji unaczynienia w obrębie ograniczonych narządów i referencyjnych naczyń krwionośnych u tych samych osób, podczas gdy każda osoba służy jako osobna kontrola. Ściany naczyń krwionośnych uległy uszkodzeniu po podaniu doksorubicyny, co stanowi unikalny mechanizm toksyczności naczyniowej, który może być wczesnym zdarzeniem w uszkodzeniu narządów końcowych. W tym artykule opisano metodę obrazowania opartego na światłowodowej konfokalnej mikroskopii fluorescencyjnej (FCFM), która zapewnia innowacyjny tryb zrozumienia zjawisk fizjologicznych na poziomie komórkowym i subkomórkowym u zwierząt.
Wprowadzenie
Dowody kliniczne wskazują, że kilka klas chemioterapii wywołuje różnorodne patologie naczyniowe objawiające się zjawiskiem Raynauda, nadciśnieniem, zawałem mięśnia sercowego, atakiem naczyniowo-mózgowym i chorobą żylno-okluzyjną wątroby1,2. "'Przypadkowe' leki antyangiogenne" to dość nowy termin, który opisuje konwencjonalne środki chemioterapeutyczne, które działają jako możliwe inhibitory angiogenezy, chociaż pierwotnie nie zostały opracowane dla Ten cel3-5, ale zaprojektowany w celu wyeliminowania komórek nowotworowych poprzez nałożenie jak najmniejszych "szkód ubocznych" na normalne komórki3. Sugeruje się, że kilka chemioterapii jest toksycznych dla naczyń krwionośnych, co zaobserwowano w badaniach klinicznych z użyciem biomarkerów surowicy. Wśród nich są środki alkilujące (takie jak cyklofosfamid), związki platyny (takie jak cisplatyna) i antracykliny1,2,5-7.
Ostre powikłania sercowo-naczyniowe mogą wystąpić w wyniku toksyczności naczyniowej wywołanej chemioterapią. Mogą one przekształcić się w choroby przewlekłe, takie jak miażdżyca, i stanowić zwiększone ryzyko późnej zachorowalności naczyniowej. Jednak pomimo rosnącej liczby dowodów klinicznych, istnieje niedostatek wyznaczonych badań podkreślających mechanizm toksyczności naczyniowej, a zatem uzasadnione jest dalsze wyjaśnienie dokładnej patogenezy, którą wywołują.
Główne wyzwanie w odkryciu mechanizmu toksyczności naczyniowej wywołanej chemioterapią wynika ze złożoności badania funkcji naczyń krwionośnych in vivo. Opisujemy tutaj platformę obrazowania molekularnego in vivo in vivo o wysokiej rozdzielczości u myszy, która umożliwia uchwycenie przepływu krwi i charakterystyki naczyń. Platforma ta ułatwia wykrywanie bezpośrednich efektów naczyniowych wywołanych leczeniem: w czasie rzeczywistym, a także śledzenie ich przez pewien czas u tych samych osób.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Oświadczenie etyczne: Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt. Opieka nad zwierzętami odbywała się zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Samice myszy ICR (7 - 8 tygodni; 25 - 30 g) umieszczono w klimatyzowanych, kontrolowanych światłem pomieszczeniach dla zwierząt na Wydziale Lekarskim Sackler Uniwersytetu w Tel-Awiwie. W czasie porodu zwierzęta były poddawane eutanazji z powodu przedawkowania znieczulenia.
1. Kalibracja fibrylnej konfokalnej mikroskopii fluorescencyjnej (FCFM)
- Włącz urządzenie.
- Podłącz mikrosondę (mini0/30).
- Skalibruj urządzenie zgodnie z instrukcjami producenta.
2. Przygotowanie myszy do obrazowania
- Znieczulenie należy podać podskórnie zarówno Ketaset (100 mg/kg), jak i XYL-M2 (6 mg/kg). Potwierdź prawidłowe znieczulenie poprzez brak reakcji na szczypanie palców u stóp.
- Naciąć skórę poniżej pachwiny, aby odsłonić naczynia tętnicze kości udowej. Utrzymuj miejsce nacięcia wilgotne solą fizjologiczną po nacięciu.
- Podgrzej ogon za pomocą torby (lub rękawicy) wypełnionej ciepłą wodą (nie za gorącą w dotyku) przez około 30 sekund. Przygotuj zastawkę dożylną (IV) do podania dekstranu FITC (środka kontrastowego) oraz soli fizjologicznej lub chemioterapeutyku, wkładając igłę (30 G, 1/2 cala) do żyły ogonowej i podłączając do niej strzykawkę o pojemności 1 ml. Upewnij się, że żyła jest otwarta, wstrzykując sól fizjologiczną.
UWAGA: Dożylne podanie dekstranu FITC (o wysokiej masie cząsteczkowej; 100 μl; 10 mg/ml; 2,000 kDa) ułatwia wizualizację mikrokrążenia kości udowej za pomocą FCFM. Doksorubicyna (100 μl; 8 mg/kg, adriamycyna) lub sól fizjologiczna zostaną również później podane dożylnie do wstępnie podgrzanej żyły ogonowej. - Ustaw mysz na wznak na styropianowym stoliku. Przymocuj mysz do podkładki i utrzymuj ją w odpowiedniej pozycji za pomocą chirurgicznej taśmy klejącej.
3. Obrazowanie naczyń krwionośnych kości udowej za pomocą FCFM w trakcie i po podaniu doksorubicyny lub soli fizjologicznej
UWAGA: Światłowodowy mikroskop konfokalny używany w tym badaniu składa się z dwóch jednostek: (1) mikrosondy (mini0/30). (2) Skaner laserowy (LSU-488; długość fali 488 nm).
- Wykonuj wszystkie analizy time-laps za pomocą lasera LSU o długości fali 488 nm.
UWAGA: Detektor jednostki głównej wykrywa emitowaną przez filtrowaną (500 - 650 nm) fluorescencję. Pozyskane obrazy są następnie rekonstruowane i wyświetlane z szybkością 12 klatek na sekundę. - Ostrożnie odłączyć strzykawkę od igły i założyć nową strzykawkę zawierającą dekstran FITC. Podać (IV) 100 μl dekstranu FITC.
- Przesunąć mikrosondę (mini0/30) do odpowiedniego pola view i zamocuj ją, po ustawieniu w osi z, w celu uzyskania odpowiedniego obrazu. Poczekaj, aż początkowy sygnał zniknie, aż pojawi się wyraźny i skoncentrowany sygnał.
- Rejestruj wyjściowy przepływ krwi przez krótki okres stabilizacji (~30 sekund). Następnie podłączyć do igły kolejną strzykawkę zawierającą doksorubicynę lub sól fizjologiczną. Dożylnie podać 100 μl doksorubicyny lub soli fizjologicznej.
- Monitorować przepływ wstrzykiwanego dekstranu FITC w sposób ciągły przez 20 minut. W oprogramowaniu powiązanym z FCFM użyj przycisku średnicy na górnej linijce, aby zmierzyć naczynia krwionośne i sklasyfikować je jako małe (<15 μm) lub duże (>15 μm).
- Poddaj zwierzę eutanazji z przedawkowaniem znieczulenia.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
In vivo obrazowanie ciągłe w czasie rzeczywistym
Aparatura obrazująca wykorzystana w tej metodzie to wysokorozdzielczy, światłowodowy mikroskop konfokalny, wyposażony w sondę umożliwiającą wizualizację naczyń krwionośnych oraz ich reakcję na różne bodźce, takie jak chemioterapia. Metoda ta jest małoinwazyjna, ponieważ mimo że umożliwia obrazowanie głęboko położonych naczyń lub organów, wymaga jedynie niewielkiego nacięcia w celu wprowadzenia sondy. Wiązki światłowodowe sondy składają się...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Ocena toksyczności naczyniowej wywołanej chemioterapią jest trudna ze względu na trudność w wizualizacji dynamiki naczyń krwionośnych w odpowiedzi na bodźce w czasie rzeczywistym. Liczne badania kliniczne wykazały, że kilka chemioterapii powoduje bezpośrednie uszkodzenie naczyń krwionośnych, jednak mechanizm i charakterystyka tej toksyczności pozostają do wyjaśnienia. Stworzyliśmy platformę obrazowania molekularnego in vivo w czasie rzeczywistym do oceny potencjalnej toksyczności naczyniowej chemioterapii u mysz...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| znieczulenie ogólne | Fort Dodge Animal Health, IA, USA i Biove Laboratories, Francja | 100 mg/kg ketaset i 6 mg/kg | |
| kremu do depilacji | ReckittBenckiser, Bristol, Wielka Brytania | ||
| 30 G, igła 1/2 cala przymocowana do strzykawki | |||
| 1 ml dekstran FITC (10 mg/ml; MW 2,000 kDa) | Sigma | FD2000S | 100 μ l objętość |
| Doxorubicin | Teva, Izrael | 8 mg/kg, Adriamycyna | |
| paklitaksel | Taro, Izrael | 1,2 mg/kg, | |
| sól fizjologiczna |
Bibliografia
- Chow, A. Y., et al. Anthracyclines cause endothelial injury in pediatric cancer patients: a pilot study. J Clin Oncol. 24 (6), 925-928 (2006).
- Nuver, J., et al. Acute chemotherapy-induced cardiovascular changes in patients with testicular cancer. J Clin Oncol. 23 (36), 9130-9137 (2005).
- Vos, F. Y., et al. Endothelial cell effects of cytotoxics: balance between desired and unwanted effects. Cancer Treat Rev. 30 (6), 495-513 (2004).
- Kerbel, R. S., et al. 'Accidental' anti-angiogenic drugs. anti-oncogene directed signal transduction inhibitors and conventional chemotherapeutic agents as examples.Eur. J Cancer. 36 (10), 1248-1257 (2000).
- Soultati, A., et al. Endothelial vascular toxicity from chemotherapeutic agents: preclinical evidence and clinical implications. Cancer Treat Rev. 38 (5), 473-483 (2012).
- Tempelhoff, G. F., et al. Blood coagulation during adjuvant epirubicin/cyclophosphamide chemotherapy in patients with primary operable breast cancer. J Clin Oncol. 14 (9), 2560-2568 (1996).
- Ben Aharon, I., et al. Doxorubicin-induced vascular toxicity--targeting potential pathways may reduce procoagulant activity. PLoS One. 8 (9), e7515(2013).
- Laemmel, E., et al. Fibered confocal fluorescence microscopy (Cell-viZio) facilitates extended imaging in the field of microcirculation. A comparison with intravital microscopy. J Vasc Res. 41 (5), 400-411 (2004).
- Al-Gubory, K. H., Houdebine, L. M. In vivo imaging of green fluorescent protein-expressing cells in transgenic animals using fibred confocal fluorescence microscopy. Eur J Cell Biol. 85 (8), 837-845 (2006).
- Bar-Joseph, H., et al. In vivo bioimaging as a novel strategy to detect doxorubicin-induced damage to gonadal blood vessels. PLoS One. 6 (9), e23492(2011).
- Kaushal, V., Kaushal, G. P., Mehta, P. Differential toxicity of anthracyclines on cultured endothelial cells. Endothelium. 11 (5-6), 253-258 (2004).
- Kim, E. J., et al. Doxorubicin-induced platelet cytotoxicity: a new contributory factor for doxorubicin-mediated thrombocytopenia. J Thromb Haemost. 7 (7), 1172-1183 (2009).
- Walsh, J., Wheeler, H. R., Geczy, C. L. Modulation of tissue factor on human monocytes by cisplatin and adriamycin. Br J Haematol. 81 (4), 480-488 (1992).
- Kotamraju, S., et al. Doxorubicin-induced apoptosis in endothelial cells and cardiomyocytes is ameliorated by nitrone spin traps and ebselen. Role of reactive oxygen and nitrogen species. J Biol Chem. 275 (43), 33585-33592 (2000).
- Vasquez-Vivar, J., et al. Endothelial nitric oxide synthase-dependent superoxide generation from adriamycin. Biochemistry. 36 (38), 11293-11297 (1997).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
